Name: mechanostimulation of multicellular organisms through a high-throughput microfluidic compression system
Uploaded: 2022-12-23T13:15:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Mechanostimulation of Multicellular Organisms Through a High-Throughput Microfluidic Compression System at JoVE.com

Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation (CMMI-1946456), dem Air Force Office of Scientific Research (FA9550-18-1-0262) und dem National Institute of Health (R01AG06100501A1; R21AR08105201A1).

1. Vorbereitung der Siliziumwaferform
<ol><li>Reinigen Sie den Siliziumwafer (siehe Materialtabelle) zuerst mit Aceton und dann mit Isopropylalkohol (IPA).</li>
	<li>Legen Sie den Siliziumwafer für 30 Minuten auf eine 250 °C heiße Heizplatte, um ihn zu dehydrieren (Abbildung 3A).</li>
	<li>Beschichten Sie den Siliziumwafer mit Hexamethyldisilazan (HDMS) in einem Vapor-Prime-Ofen (siehe Materialtabelle) (Prozesstemperatur: 150 °C, Proze...

<ol>
	<li>Wang, J. H. -. C., Thampatty, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+introductory+review+of+cell+mechanobiology.">An introductory review of cell mechanobiology.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 5 (1), 1-16 (2006).</li><li>Ingber, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanobiology+and+diseases+of+mechanotransduction.">Mechanobiology and diseases of mechanotransduction.</a> Annals of Medicine. 35 (8), 564-577 (2003).</li><li>Nims, R. 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Z., S&#246;nmez, U. M., Minden, J. S., LeDuc, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+mechanotransduction+in+Drosophila+embryos+with+mesofluidics.">High-throughput mechanotransduction in Drosophila embryos with mesofluidics.</a> Lab on a Chip. 19 (7), 1141-1152 (2019).</li><li>Kim, Y. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanochemical+Actuators+of+Embryonic+Epithelial+Contractility.">Mechanochemical Actuators of Embryonic Epithelial Contractility.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 40, 14366-14371 (2014).</li><li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+lithography.">Soft lithography.</a> Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).</li><li>Sonmez, U. M., Coyle, S., Taylor, R. E., LeDuc, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polycarbonate+heat+molding+for+soft+lithography.">Polycarbonate heat molding for soft lithography.</a> Small. 16 (16), 2000241 (2020).</li><li>Levario, T. J., Zhan, M., Lim, B., Shvartsman, S. Y., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+trap+array+for+massively+parallel+imaging+of+Drosophila+embryos.">Microfluidic trap array for massively parallel imaging of Drosophila embryos.</a> Nature Protocols. 8 (4), 721-736 (2013).</li></ol>

Der Artikel beschreibt die Entwicklung eines mikrofluidischen Geräts zur automatischen Ausrichtung, Immobilisierung und präzisen mechanischen Stimulation von Hunderten von ganzen Drosophila-Embryonen . Die Integration des mikrofluidischen Systems mit einem dünnen Glasdeckglas ermöglichte die Bildgebung von Embryonen mit hochauflösender konfokaler Mikroskopie während der Stimulation. Das mikrofluidische Gerät ermöglichte auch die Entnahme der Embryonen direkt nach der Stimulation für nachgeschaltete biol...

Lebende Systeme erleben und reagieren während ihrer gesamten Lebensdauer ständig auf verschiedene mechanische Eingaben1. Mechanotransduktion wurde mit vielen Krankheiten in Verbindung gebracht, einschließlich Entwicklungsstörungen, Muskel- und Knochenschwund und Neuropathologien durch Signalwege, die direkt oder indirekt von der mechanischen Umgebung beeinflusst werden2. Die Gene und Proteine, die durch mechanische Stimulation3 in den mechanosensitiven Signalwegen4 reguliert werden, bleiben jedoch weitgehend unbekannt5, was die Aufklärung der mechanischen Regulationsmechanismen und die Identifizierung molekularer Ziele für Erkrankungen im Zusammenhang mit pathologischer Mechanotransduktion verhindert 6,7 . Ein limitierender Faktor bei der Projektion mechanobiologischer Studien auf die damit verbundenen physiologischen Prozesse ist die Verwendung einzelner Zellen mit herkömmlichen Kulturschalen anstelle intakter mehrzelliger Organismen. Modellorganismen wie Drosophila melanogaster (Fruchtfliege) haben wesentlich zum Verständnis der Gene, Signalwege und Proteine beigetragen, die an der Tierentwicklung beteiligt sind 8,9,10. Dennoch wurde die Verwendung von Drosophila und anderen mehrzelligen Modellorganismen in der mechanologischen Forschung durch Herausforderungen mit experimentellen Werkzeugen behindert. Konventionelle Techniken zur Vorbereitung, Sortierung, Bildgebung oder Anwendung verschiedener Reize erfordern meist manuelle Manipulation; Diese Ansätze sind zeitaufwendig, erfordern Fachwissen, führen zu Variabilität und begrenzen das experimentelle Design und die Stichprobengröße11. Jüngste mikrotechnologische Fortschritte sind eine großartige Ressource, um neuartige biologische Assays mit sehr hohem Durchsatz und streng kontrollierten experimentellen Parameternzu ermöglichen 12,13,14.
Dieser Artikel beschreibt die Entwicklung eines verbesserten mikrofluidischen Geräts zur Ausrichtung, Immobilisierung und präzisen Anwendung mechanischer Stimulation in Form von uniaxialer Kompression auf Hunderte von ganzen Drosophila-Embryonen 15 (Abbildung 1). Die Integration des mikrofluidischen Systems mit einem Glasdeckglas ermöglichte eine hochauflösende konfokale Bildgebung der Proben während der Stimulation. Das mikrofluidische Gerät ermöglichte auch eine schnelle Entnahme der Embryonen nach der Stimulation für laufende -omics-Assays (Abbildung 2). Erläuterungen zu den Designüberlegungen dieser Vorrichtung sowie zur Herstellung unter Verwendung von Softlithographie und experimenteller Charakterisierung werden hierin beschrieben. Da die Herstellung einer Siliziumwaferform aus einer solchen Vorrichtung eine gleichmäßige Beschichtung von dickem Fotolack (Dicke >200 μm) über große Flächen mit Gräben mit hohem Aspektverhältnis (AR >5) erfordert, modifizierte diese Methode das traditionelle photolithografische Formherstellungsprotokoll erheblich. Auf diese Weise erleichterte dieses Verfahren die Handhabung, Haftung, Beschichtung, Strukturierung und Entwicklung des Fotolacks. Darüber hinaus werden mögliche Fallstricke und deren Lösungen diskutiert. Schließlich wurde die Vielseitigkeit dieser Design- und Herstellungsstrategie anhand anderer mehrzelliger Systeme wie Drosophila-Eikammern und Gehirnorganoiden demonstriert16.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mL tri-cornered perforated plastic beakers with 60 mm Petri dishes</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-955-111B</td>
			<td>Perferate with air holes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 mm P B &#60;100&#62; 0-100 500um SSP Test Grade Si Wafer</td>
			<td>University Wafer</td>
			<td>452</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biopsy punches</td>
			<td>Ted Pella</td>
			<td>15110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not brand specific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt needle set</td>
			<td>CML Supply</td>
			<td>901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Contact Mask Aligner</td>
			<td>Quintel</td>
			<td>Q4000 MA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutting mat</td>
			<td>Dahle</td>
			<td>Vantage 10670</td>
			<td>size: 24&#34; x 36&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Developer</td>
			<td>Kayaku Advance Materials</td>
			<td>SU-8 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Direct Write Lithographer</td>
			<td>Heidelberg</td>
			<td>MLA100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any commericailly availble dissecting microscope with transmitted light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass petri dish</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>FB0875713A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass slide</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0710&#160; (CS-24/60)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HMDS Vapor Prime Oven</td>
			<td>Yes Engineering</td>
			<td>YES-3TA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not brand specific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oven</td>
			<td>Labnet</td>
			<td>I5110A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paintbrush</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not brand specific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photoresist</td>
			<td>MicroChem</td>
			<td>SU-8 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma cleaner</td>
			<td>Harrick Plasma</td>
			<td>PDC-32G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable pressure source</td>
			<td>hygger Quietest</td>
			<td>HGD946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure gauge</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>EW-68950-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spin Coater</td>
			<td>Laurell</td>
			<td>WS-650-8B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane (PFOCTS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>448931-10G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton-X 100</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>AAA16046AP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>Saint-Gobain</td>
			<td>02-587-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic Cleaner</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-08895-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Pump</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>EW-07164-87</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mechanostimulation of multicellular organisms through a high-throughput microfluidic compression system

Während der Embryogenese erzeugt die koordinierte Zellbewegung mechanische Kräfte, die die Genexpression und -aktivität regulieren. Um diesen Prozess zu untersuchen, wurden Werkzeuge wie Aspiration oder Deckglaskompression verwendet, um ganze Embryonen mechanisch zu stimulieren. Diese Ansätze schränken das experimentelle Design ein, da sie ungenau sind, manuelle Handhabung erfordern und nur ein paar Embryonen gleichzeitig verarbeiten können. Mikrofluidische Systeme haben großes Potenzial, solche experimentellen Aufgaben zu automatisieren und gleichzeitig den Durchsatz und die Präzision zu erhöhen. Dieser Artikel beschreibt ein mikrofluidisches System, das entwickelt wurde, um ganze Drosophila melanogaster (Fruchtfliegen) Embryonen präzise zu komprimieren. Dieses System verfügt über Mikrokanäle mit pneumatisch betätigten verformbaren Seitenwänden und ermöglicht die Ausrichtung des Embryos, die Immobilisierung, die Kompression und die Entnahme nach der Stimulation. Durch die Parallelisierung dieser Mikrokanäle in sieben Bahnen können stetige oder dynamische Kompressionsmuster auf Hunderte von Drosophila-Embryonen gleichzeitig angewendet werden. Die Herstellung dieses Systems auf einem Glasdeckglas ermöglicht die gleichzeitige mechanische Stimulation und Bildgebung von Proben mit hochauflösenden Mikroskopen. Darüber hinaus ermöglichen die Verwendung biokompatibler Materialien wie PDMS und die Fähigkeit, Flüssigkeit durch das System zu fließen, Langzeitexperimente mit medienabhängigen Proben. Dieser Ansatz eliminiert auch die Notwendigkeit einer manuellen Montage, die die Proben mechanisch belastet. Darüber hinaus ermöglicht die Fähigkeit, schnell Proben aus den Mikrokanälen zu entnehmen, Post-Stimulationsanalysen, einschließlich -omics-Assays, die große Probenzahlen erfordern, die mit herkömmlichen mechanischen Stimulationsansätzen nicht erreichbar sind. Die Geometrie dieses Systems ist leicht auf verschiedene biologische Systeme skalierbar, so dass zahlreiche Felder von den hier beschriebenen funktionellen Merkmalen profitieren können, einschließlich eines hohen Probendurchsatzes, mechanischer Stimulation oder Immobilisierung und automatisierter Ausrichtung.

Das mikrofluidische System ist in zwei Teilkompartimente unterteilt, die durch verformbare PDMS-Seitenwände getrennt sind. Das erste Kompartiment ist das Flüssigkeitssystem, in das Drosophila-Embryonen eingeführt, automatisch ausgerichtet, aufgereiht und komprimiert werden. Das zweite Kompartiment ist ein Gassystem, bei dem der Gasdruck auf beiden Seiten der Kompressionskanäle über Dead-End-Mikrokanäle gesteuert wird, um die effektive Breite der Kompressionskanäle präzise zu steuern. Das mikrofl...

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Mechanostimulation of Multicellular Organisms Through a High-Throughput Microfluidic Compression System

Das vorliegende Protokoll beschreibt das Design, die Herstellung und die Charakterisierung eines mikrofluidischen Systems, das in der Lage ist, Hunderte von Drosophila melanogaster-Embryonen mit minimalem Benutzereingriff auszurichten, zu immobilisieren und präzise zu komprimieren. Dieses System ermöglicht hochauflösende Bildgebung und Rückgewinnung von Proben für die Analyse nach der Stimulation und kann skaliert werden, um andere mehrzellige biologische Systeme aufzunehmen.

Mechanostimulation mehrzelliger Organismen durch ein mikrofluidisches Kompressionssystem mit hohem Durchsatz

During embryogenesis, coordinated cell movement generates mechanical forces that regulate gene expression and activity. To study this process, tools such ...

Dieses Protokoll erklärt, wie Mikrofluidik-Technologien hergestellt und verwendet werden können, um die experimentellen Vorteile des Probendurchsatzes, der automatisierten Handhabung und der Fähigkeit, mechanische Spannungen präzise anzuwenden und gleichzeitig Proben zu visualisieren, zu nutzen. Diese Technik minimiert den manuellen Umgang mit mehrzelligen biologischen Organismen wie Embryonen und Organoiden für deren Immobilisierung, Ausrichtung und Live-Bildgebung. Es ermöglicht auch die Anwendung mechanischer Kompression auf sie für mechanobiologische Studien.Die Herstellung von Formen mit hohem Aspektverhältnis für diesen mikrofluidischen Chip kann mit herkömmlichen Mikrofabrikationstechniken eine Herausforderung darstellen. Die in diesem Videoartikel erläuterten Tipps können diese Herausforderungen meistern. Reinigen Sie zunächst den Siliziumwafer mit Aceton und dann mit Isopropylalkohol.Legen Sie den Siliziumwafer für 30 Minuten auf eine 250 Grad Celsius heiße Heizplatte. Zum Austrocknen backen. Beschichten Sie den Siliziumwafer mit Hexamethyldisiloxan in einem Dampfofen.Stellen Sie eine Flasche SU-8 2100 Photolack für 15 Minuten in einen 60-Grad-Ofen, um die Viskosität zu reduzieren. Gießen Sie einen Milliliter des erhitzten Photolacks für jeden Zoll des Siliziumwafers, der auf der Heizplatte platziert ist, bis der Photolack den größten Teil der Oberfläche bedeckt. Wenden Sie Pre-Spin zuerst bei 250 Umdrehungen pro Minute für 30 Sekunden und dann bei 350 Umdrehungen pro Minute für weitere 30 Sekunden an, beide mit einer Beschleunigung von 100 U/min pro Sekunde.Als nächstes wenden Sie zuerst einen Spin bei 500 Umdrehungen pro Minute für 15 Sekunden mit 100 U/min pro Sekunde Beschleunigung und dann bei 1.450 Umdrehungen pro Minute für 30 Sekunden mit 300 U/min pro Sekunde Beschleunigung an. Entfernen Sie die Randwulst mit einem Reinraumtupfer und sprühen Sie Aceton auf den Wafer, um Unvollkommenheiten zu entfernen und eine gleichmäßige Beschichtung zu fördern. Setzen Sie den Silikonwafer durch die Fotomaske 350 Millijoule pro Zentimeter quadratischem UV-Licht aus.Verwenden Sie den Kontaktmasken-Aligner, tragen Sie den Silikonwafer nach der Belichtung auf und lassen Sie ihn auf Raumtemperatur abkühlen. Stellen Sie das Becherglas in ein anderes größeres Becherglas und füllen Sie das größere Becherglas mit einer neuen Entwicklerlösung. Legen Sie ein Metallgitter auf das Becherglas.Platzieren Sie den Siliziumwafer kopfüber auf dem Metallgewebe. Lassen Sie den Siliziumwafer bei eingeschaltetem Rührer 30 Minuten in den Entwickler eintauchen. Den Siliziumwafer für eine Stunde bei 40 Kilohertz in einen Ultraschallbadsonikator geben, der mit dem frischen Entwickler gefüllt ist.Nehmen Sie dann den Wafer aus dem Becherglas und waschen Sie ihn mit einer frischen Entwicklerlösung. Bereiten Sie die vorgehärtete PDMS-Lösung vor, indem Sie die PDMS-Base mit dem Härter im Verhältnis 10 zu eins mischen. Entgasen Sie das Gemisch, indem Sie es für 500 g für fünf Minuten bei Raumtemperatur in eine Zentrifuge geben.Gießen Sie das vorgehärtete PDMS auf einen Siliziumwafer und entgasen Sie es erneut. Zum Schluss legen Sie das ungehärtete PDMS zur Aushärtung in einen 60-Grad-Celsius-Ofen. Verwenden Sie ein Skalpell, um die Ränder des ausgehärteten PDMS-Bereichs entsprechend der mikrofluidischen Chipgeometrie zu schneiden.Stanzen Sie die Einlass- und Auslasslöcher am PDMS mit einem Biopsiestempel oder einer Nadel mit einer stumpfen Spitze. Legen Sie das PDMS nach der Plasmabehandlung auf den Objektträger, dessen gemusterte Oberfläche zum Objektträger zeigt, um die Mikrokanäle durch kovalente Bindung abzudichten. Lassen Sie erwachsene Oregon-R-Fliegen Eier auf Apfelsaft-Agarplatten legen und sammeln Sie die Platten zur gewünschten Entwicklungszeit nach der Eiablage für das gegebene Experiment.Überfluten Sie den Agar mit Embryo-Eiwäsche und rühren Sie die Embryonen sanft mit einem Pinsel, um sie vom Agar zu entfernen. Die Embryonen werden 90 Sekunden lang unter gelegentlichem Rühren in eine 50%ige Bleichlösung überführt. Die Embryonen durch ein Gewebesieb abseihen und die Bleichlösung gründlich mit Wasser abwaschen.Übertragen Sie die Embryonen in eine 90-Millimeter-Glas-Petrischale mit genügend Embryo-Eiwäsche, um die Embryonen vollständig zu bedecken. Untersuchen Sie die Embryonen mit Transillumination auf einem Seziermikroskop und wählen Sie Embryonen des gewünschten Entwicklungsstadiums für die Beladung in das mikrofluidische Gerät aus. Bereiten Sie alle sieben Mikrokanäle des Embryos vor, indem Sie sie mit 0,4 Mikrometern gefiltertem IPA durch den Haupteinlass des Embryos füllen.Ersetzen Sie das IPA durch 0,4 Mikrometer gefiltertes entionisiertes Wasser. Dann ersetzen Sie das DI-Wasser durch eine Eiwaschlösung für den Embryo. Sammeln Sie etwa 100 vorausgewählte Embryonen aus der Glas-Petrischale mit einer Glaspipette.Als nächstes pipetten Sie die Embryonen in den Embryo-Einlass und wenden mit einer tragbaren Vakuumpumpe etwa drei PSI-Unterdruck an den Gaseinlass an, um die Mikrokanäle des Embryos zu öffnen. Neigen Sie dann den mikrofluidischen Chip nach unten, damit sich die Embryonen automatisch ausrichten und in den Mikrokanälen des Embryos absetzen können. Wenn die Mikrokanaleinlässe des Embryos verstopft werden, indem mehrere Embryonen gleichzeitig eindringen, neigen Sie den mikrofluidischen Chip nach oben und dann wieder nach unten, um die Verstopfung zu beseitigen.Basierend auf dem erforderlichen Durchsatz werden bis zu 300 Embryonen in die Mikrokanäle des Embryos eingeführt. Sobald die Embryonenbeladung abgeschlossen ist, entfernen Sie das Vakuum, um die Embryonen zu immobilisieren. Kippen Sie dann den mikrofluidischen Chip zurück in die horizontale Position.Schließen Sie eine tragbare Überdruckquelle mit einem Manometer an den Gaseinlass an, um drei PSI-Kompressionen anzuwenden. Wenn Live-Bildgebungsexperimente an den mechanisch stimulierten Embryonen durchgeführt werden, platzieren Sie den mikrofluidischen Chip auf einem Standard-Glasobjektträgerhalter auf dem Mikroskoptisch, wobei der Gaseinlass mit der Druckquelle verbunden ist. Untersuchen Sie die Embryonen unter einem Fluoreszenzmikroskop in den mikrofluidischen Kanälen.Sobald das Kompressionsexperiment abgeschlossen ist, können die Embryonen für die nachgeschaltete Analyse entnommen werden. Um dies zu tun, wenden Sie zuerst das Vakuum an den Gaseinlass an, um die Embryonen zu befreien. Dann neigen Sie den mikrofluidischen Chip nach oben, damit sich die Embryonen nach unten in Richtung der Embryoneneinführungsöffnung bewegen.Sammeln Sie die Embryonen aus dem mikrofluidischen Chip mit einer Glaspipette. Die Funktionalität des mikrofluidischen Geräts wurde experimentell bestimmt, indem Drosophila-Embryonen in die Kompressionskanäle geladen und Überdruck auf die Gaskanäle ausgeübt wurden. Die Embryonen erfahren keine signifikante Kompression unter Vakuum oder in neutralen Druckzuständen.Sie werden komprimiert, wenn Überdruck angelegt wird. Messungen der abnehmenden Breite der Embryonen unter dem Mikroskop zeigen, wie der Gasdruck verwendet werden kann, um ein Zielkompressionsniveau zu erreichen. Auf diese Weise hergestellte mikrofluidische Geräte ermöglichen die chemische Stimulation immobilisierter Proben.Die Stimulation ermöglicht eine hochraumzeitliche Bildgebung. Eine grundlegende Frage in der Entwicklungsbiologie ist, wie mechanische Kräfte die Protein- und Genexpression während der Entwicklung regulieren. Diese Technologie ermöglicht es uns, eine große Anzahl von Embryonen gleichzeitig mechanisch zu stimulieren, so dass wir ausreichende Mengen an Protein und RNA isolieren können, um vergleichende Proteomik- oder Transkriptomik-Experimente durchzuführen.So können die Forscher mehr über die Proteine und Gene erfahren, die empfindlich auf mechanische Kräfte reagieren.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Polymer Microarrays for High Throughput Discovery of Biomaterials

Polymer Microarrays für High Throughput Discovery of Biomaterials

The discovery of novel biomaterials that are optimized for a specific biological application is readily achieved using polymer microarrays, which allows a ...

Forschung

Biotechnik

High-throughput Protein Expression Generator Using a Microfluidic Platform

High-throughput Protein Expression Generator mit einem mikrofluidischen Plattform

Rapidly increasing fields, such as systems biology, require the development and implementation of new technologies, enabling high-throughput and ...

High Throughput Microfluidic Rapid and Low Cost Prototyping Packaging Methods

In this work, 3 different packaging and assembly techniques are presented. They can be classified into two categories: one-time use and reusable packaging ...

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Systematische Analyse von<em&gt; In-vitro-</em&gt; Zellroll Mit einer Multi-Well-Platte mikrofluidischen System

A major challenge for cell-based therapy is the inability to systemically target a large quantity of viable cells with high efficiency to tissues of ...

Use of a High-throughput In Vitro Microfluidic System to Develop Oral Multi-species Biofilms

Use of a High-throughput In Vitro Microfluidic System to Develop Oral Multi-species Biofilms

Verwendung eines Hochdurchsatz-<em&gt; In-vitro-</em&gt; Mikrofluidik-System auf die mündliche Multi-Spezies-Biofilme entwickeln

There are few high-throughput in vitro systems which facilitate the development of multi-species biofilms that contain numerous species commonly detected ...

Using Tomoauto: A Protocol for High-throughput Automated Cryo-electron Tomography

Verwendung Tomoauto: Ein Protokoll für die Hochdurchsatz-Automated Kryo-Elektronentomographie

Cryo-electron tomography (Cryo-ET) is a powerful three-dimensional (3-D) imaging technique for visualizing macromolecular complexes in their native ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Ein Mikrofluidik-Plattform für Hochdurchsatz-Einzelzell-Isolierung und Kultur

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

High-throughput Identification of Bacteria Repellent Polymers for Medical Devices

Hochdurchsatz-Identifizierung von Bakterien abstoßenden Polymere für medizinische Geräte

Medical devices are often associated with hospital-acquired infections, which place enormous strain on patients and the healthcare system as well as ...

Use of High-Throughput Automated Microbioreactor System for Production of Model IgG1 in CHO Cells

Einsatz von Hochdurchsatz-automatisierte Microbioreactor-System für die Produktion des Modells IgG1 in CHO-Zellen

Automated microscale bioreactors (15 mL) can be a useful tool for cell culture engineers. They facilitate the simultaneous execution of a wide variety of ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Eine mikrofluidische Plattform zur Stimulierung von Chondrozyten mit dynamischer Kompression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...