Name: a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00
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Les auteurs tiennent à souligner les efforts remarquables du personnel de soins aux animaux de l’Université d’Australie occidentale et de l’Institut Harry Perkins de recherche médicale, dont le dévouement et l’expertise ont contribué à la faisabilité et au succès de ces chirurgies.

Cette recherche a été réalisée conformément au Code de pratique pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques15 et approuvée en vertu des protocoles d’éthique animale RA/3/100/1568 et AE173 (Comité d’éthique animale de l’Université d’Australie occidentale et Comité d’éthique animale de l’Institut Harry Perkins de recherche médicale, respectivement). Voir le tableau des matériaux pour plus de détails concernant tous les matériaux,...

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	<li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart.">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li><li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homologous+heart+transplantation.">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li><li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homotransplantation+of+the+dog+heart.">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li><li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs.">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat.">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4+CD25+Foxp3++regulatory+T+lymphocytes.">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li><li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha,25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance.">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li><li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+in+aseptic+rodent+surgery.">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li><li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia:+The+art+and+science.">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li><li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia+and+analgesia.">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li><li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC Available from: <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013)</li><li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation.">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).</li></ol>

Le modèle de transplantation cardiaque orthotopique murine est un modèle préclinique robuste utilisé principalement pour étudier les effets de l’incompatibilité du CMH sur le niveau et la nature du rejet immunologique et, plus récemment, l’effet de la transplantation sur la rétention de l’immunité résidente du tissu greffé16. Tout en suivant initialement de près le protocole Corry et al.7 , nous avons affiné le protocole pour incorporer les meilleures pra...

Nous devons une grande partie de notre compréhension de l’immunologie et de la transplantation à la recherche basée sur des modèles expérimentaux de transplantation d’organes solides utilisant des sujets animaux. Depuis la première description de la transplantation cardiaque vascularisée chez les mammifères1, de tels modèles ont contribué à la connaissance de domaines très variés, notamment l’application thérapeutique de l’hypothermie2, les avantages de l’utilisation de sutures spécialisées3 et les techniques d’homotransplantation pulmonaire et cardiaque totale4. Le développement de modèles de transplantation cardiaque chez le rat 5,6 a élargi le champ de l’expérimentation immunologique en raison de la disponibilité de différentes lignées de reproduction. La gamme considérablement plus large de souches de souris consanguines et mutantes disponibles a conduit Corry et al.7 à développer une technique de transplantation cardiaque hétérotopique murine en raison des avantages considérables que cette gamme apporte à la recherche sur la transplantation. Ce modèle a été largement utilisé et a contribué à une meilleure compréhension du rejet de greffe8 et de la thérapeutique9. Depuis sa première description, cependant, la technique est restée largement inchangée, à l’exception de quelques détails techniques mineurs tels que les ajustements de la position des sites anastomotiques10,11.
Depuis l’intégration de la technique de Corry et al.7 dans nos expériences, nous avons identifié des domaines prometteurs pour améliorer le protocole, à savoir ceux de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie. On s’attendait à ce que les améliorations dans ces domaines aient un impact positif sur les résultats expérimentaux et améliorent le bien-être des animaux. Cela a déjà été démontré lorsque la technique aseptique est utilisée dans les chirurgies de petits animaux, car elle aide à réduire les infections postopératoires12, ce qui a non seulement un impact sur la morbidité et la mortalité, mais peut également compromettre les expériences conçues pour évaluer la réponse immunitaire après une chirurgie de transplantation. Du point de vue de l’anesthésie et de l’analgésique, l’utilisation d’un régime raffiné permet de réduire le coût pour les animaux et d’équilibrer l’argument éthique de ce modèle chirurgical en atténuant la douleur et la souffrance des sujets expérimentaux. De plus, une anesthésie et une analgésie appropriées limitent la réponse au stress associée à la douleur, améliorant la qualité de la récupération postopératoire et, en fin de compte, augmentant le taux de réussite chirurgicale13.
Dans le but d’améliorer à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux, un protocole a été élaboré avec des ajustements pour combler ces lacunes. Ce protocole a été adapté de celui décrit à l’origine par Corry et coll.7 avec la consultation d’un anesthésiste vétérinaire et en tenant dûment compte des effets et de la durée des effets des interventions pharmacologiques utilisées dans le régime anesthésique et analgésique. L’approche était basée sur les principes de l’anesthésie équilibrée et de l’analgésie multimodale pour assurer des soins périopératoires appropriés14. En plus de l’application de la technique aseptique, la buprénorphine opioïde et l’anesthésique local bupivacaïne ont été administrés de manière préventive. L’anesthésie générale a été réalisée à l’aide de l’agent anesthésique inhalé isoflurane.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2030 Rycroft irrigating cannula 30 G</td>
			<td>McFarlane</td>
			<td>56005HU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided surgical silk 7-0</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp curved - 35 mm&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7441-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine 0.25%&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder catch curved -&#160; 145 mm</td>
			<td>Haag-Streit</td>
			<td>11.62.15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine 5% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>JJ61371</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-tipped applicator - 7.5 cm</td>
			<td>Dove</td>
			<td>SN109510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>WH130192EE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze 5 x 5 cm white</td>
			<td>Aero</td>
			<td>AGS50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&#160;</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>7481D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>9860L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin 1,000 IU in 1 mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm&#160;&#160;</td>
			<td>Inka Surgical&#160;</td>
			<td>11550.11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporiser</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro bulldog clamp - 3.7 cm</td>
			<td>Greman</td>
			<td>14119-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors curved 105 mm&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>7810L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical scissors - curved tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monofilament polyprolene suture - 5/0</td>
			<td>Surgipro</td>
			<td>P-205-X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g</td>
			<td>Myweigh</td>
			<td>Kit00053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle - 30 G x 0.5 inch</td>
			<td>BD</td>
			<td>BD304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needleholder 15 cm curved &#34;super fine&#34;</td>
			<td>Surgical Specialists</td>
			<td>ST-B-15-8.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD281R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD280R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm</td>
			<td></td>
			<td>15400-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors-Cvd Sm blades</td>
			<td></td>
			<td>15001-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stevens scissors blunt straight 110 mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical backboard</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 1 mL</td>
			<td>BD</td>
			<td>592696</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 3 mL</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps</td>
			<td>BD</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Far infrared warming pad 20 x 25 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Westcott spring scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil clip applier bayonet</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>FE582K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titanium clip perm 6.6 mm</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>A19FT222T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse usage</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Strain/SEX/Weight</td>
			<td>Donor</td>
			<td>Recipent</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c, female, 19-23 g</td>
			<td>7</td>
			<td>21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6, female, 17-20 g</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia

Le développement de modèles expérimentaux de transplantation cardiaque chez l’animal a contribué à de nombreuses avancées dans les domaines de l’immunologie et de la transplantation d’organes pleins. Alors que le modèle de transplantation cardiaque murine vascularisée hétérotopique a été initialement utilisé dans des études sur le rejet de greffon utilisant des combinaisons de souches de souris consanguines non appariées, l’accès aux souches génétiquement modifiées et aux modalités thérapeutiques peut fournir de nouvelles informations précliniques puissantes. Fondamentalement, la méthodologie chirurgicale de cette technique n’a pas changé depuis son développement, en particulier en ce qui concerne des facteurs importants tels que la technique aseptique, l’anesthésie et l’analgésie, qui ont des impacts matériels sur la morbidité et la mortalité postopératoires. De plus, on s’attend à ce que les améliorations apportées à la prise en charge périopératoire améliorent à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux. Cet article rend compte d’un protocole élaboré en collaboration avec un expert en anesthésie vétérinaire et décrit la technique chirurgicale en mettant l’accent sur la gestion périopératoire. De plus, nous discutons des implications de ces améliorations et fournissons des détails sur le dépannage des étapes chirurgicales critiques pour cette procédure.

Pour déterminer l’efficacité de la technique chirurgicale dans la promotion de bons résultats de cicatrisation des plaies et de récupération chez la souris, les premières expériences en laboratoire ont déterminé les caractéristiques de survie d’une gamme de greffons cardiaques d’immunogénicité variable pour le receveur. Il s’agissait notamment de greffes congéniques (n = 5) et syngéniques (n = 5), qui partagent les mêmes marqueurs du complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) que le receveur, et...

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A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

Le présent article décrit une technique modifiée pour la transplantation cardiaque vascularisée hétérotopique avec une technique aseptique mise à jour, une analgésie et une anesthésie.

Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Il s’agit d’un modèle économique et reproductible de transplantation cardiaque. Il peut être utilisé à la fois pour améliorer les compétences microchirurgicales et permettre l’utilisation de souches de souris génétiquement modifiées comme donneurs ou receveurs. La technique inclut globalement toute la gestion de la douleur et la complexité anesthésique de la chirurgie humaine normale pour limiter la morbidité après la chirurgie.Ce modèle est essentiel pour étudier l’immunité induite chirurgicalement, l’effet de l’incompatibilité sur le rejet de greffe et la longévité de la greffe. Les approches chirurgicales générales de ce modèle peuvent être appliquées sous une forme modifiée à d’autres greffes d’organes solides de souris. L’échelle microscopique et les contraintes de temps associées laissent une petite marge d’erreur.La clé du succès est une pratique régulière avec une supervision professionnelle, fournissant un retour spécifique sur les domaines de difficulté. La démonstration de la procédure sera assurée par Mme Liu Liu, une assistante de recherche de mon laboratoire. Les interventions chirurgicales seront assistées par le Dr Wen Hua Huang, Mme Jas Kaur et Mme Xiao Zhang.Après avoir anesthésié et retiré la souris de la chambre d’induction, retirez les poils en rasant étroitement l’abdomen ventral à l’aide de tondeuses. Dans le cas du donneur, rasez la zone s’étendant des organes génitaux à la marge supérieure du thorax ventral. Assurez-vous que la zone rasée atteint la ligne médio-axillaire latéralement.Surveillez la température en insérant une sonde rectale lubrifiée propre dans le rectum de l’animal, puis en la fixant à la carte chirurgicale à l’aide de ruban microporeux. Évaluer la profondeur anesthésique en observant les réponses à la stimulation de la patte ou de la queue par la pression appliquée par les forceps traumatiques, le réflexe palpébral et le tonus musculaire. Mesurer la fréquence respiratoire en observant le mouvement de la paroi thoracique tout en observant l’effort respiratoire pour évaluer le volume courant, puis calculer la fréquence respiratoire comme décrit dans le manuscrit.Une fois le site chirurgical désinfecté à l’aide d’applicateurs stériles à embout de coton, appliquez la chlorhexidine dans un mouvement circulaire du centre du site chirurgical aux bords trois fois, suivi d’une combinaison de chlorhexidine et d’éthanol selon le même schéma. Préparez le champ chirurgical en plaçant des champs chirurgicaux stériles de chaque côté du tableau chirurgical comme site pour placer les instruments stériles. Après avoir fait une petite ouverture de forme ovale dans le champ, placez le champ fenêtré au site d’incision proposé.Après avoir préparé l’animal comme démontré précédemment, appliquez un lubrifiant pour les yeux. À l’aide d’une seringue à insuline de calibre 29 le long du site d’incision prévu, injectez par voie sous-cutanée une dose de bupivacaïne basée sur le poids dans l’abdomen ventral et recherchez une ligne droite de blebbing visible qui couvre l’étendue de l’incision prévue. Ensuite, utilisez une lame de scalpel chirurgical stérile pour faire une incision de la peau médiane ventrale sous huit fois grossissement.Assurez-vous que la laparotomie s’étend du bas-ventre à la marge costale. Et insérez un rétracteur pour maximiser le champ chirurgical. Humidifiez le segment de gaze stérile avec une solution de chlorure de sodium à 0,9% chauffée et positionnez-le à l’aspect supérieur du site chirurgical.Maintenant, utilisez des cotons-tiges stériles humidifiés pour éviscérer doucement les intestins. Placez-les sur cette gaze et enroulez-la autour de l’organe. À l’aide d’une combinaison d’applicateurs à embout de coton et de pinces rondes de suture corporelle, libérer et mobiliser l’aorte abdominale et la veine cave inférieure des tissus environnants avec une technique de dissection contondante.S’assurer que la zone de clairance se trouve entre la face infrarénale des vaisseaux et au-dessus de la bifurcation de l’aorte. Après avoir identifié les vaisseaux abdominaux postérieurs, tirez doucement l’aorte dans une direction éloignée de la colonne vertébrale à l’aide d’une pince. Faites un canal de chaque côté de ces vaisseaux céphalo-caudally en passant la pince incurvée postérieure aux vaisseaux abdominaux.Ligate chaque vaisseau identifié et mobilisé dans la zone anastomotique prévue en utilisant des longueurs de nylon 10-O attachées avec des instruments dans les nœuds du chirurgien avec un lancer supplémentaire. Isolez le site anastomotique de la circulation en installant une pince chirurgicale à la tête et aux extrémités du cabillaud du vaisseau abdominal. Assurez-vous que les pinces traversent les deux vaisseaux à un degré suffisant pour assurer une occlusion complète.Utilisez une pince dans la main non dominante pour stabiliser l’aorte. Effectuer une aortotomie à l’aide d’une aiguille de calibre 30 à la face antérieure de l’aorte. Étendre l’aortotomie à l’aide de ciseaux microchirurgicaux à pointe droite.Pour effectuer une adénotomie, utilisez une pince droite et appliquez une légère traction antérieure à la veine cave inférieure au point aligné avec le milieu de l’aortotomie. Utilisez des ciseaux microchirurgicaux incurvés avec le côté concave tourné vers l’avant pour enlever un segment de la veine cave inférieure de longueur égale à l’aortotomie. Laver l’intérieur des vaisseaux ouverts du sang restant avec une solution de chlorure de sodium héparinisée.Placez le cœur du donneur dans l’abdomen et assurez-vous que l’aorte ascendante est directement à côté de l’aortotomie abdominale et que le cœur est tourné, de sorte que l’artère pulmonaire peut être aspirée pour la deuxième anastomose. À l’aide de nylon 10-O, placez une suture de séjour entre la position 12:00 de l’aortotomie et l’extrémité correspondante de la lumière de l’aorte ascendante. À l’aide d’une pince à pointe droite dans un porte-aiguille microchirurgical, attachez-le avec trois jets ultérieurs de nœud de chirurgien et coupez les extrémités pour laisser environ deux millimètres de suture.Placez une deuxième suture de séjour entre la position 6:00 de l’aortotomie et l’aspect correspondant de l’aorte ascendante. Comme cette suture servira également de base pour les sutures de course suivantes, laissez au moins 10 millimètres de la queue pour l’attache finale. Placez une suture continue en nylon 10-O de manière ascendante pour opposer le bord droit anatomique de l’aortotomie et le bord libre correspondant de l’aorte ascendante.Effectuez cette procédure avec précaution et utilisez environ quatre lancers pour cette ligne. Passez l’extrémité libre de la suture autour de la suture distale avant de placer une deuxième suture continue le long du côté gauche anatomique pour affecter l’apposition avec le bord libre restant de l’aortotomie. Attachez la suture à la queue à l’aide d’un nœud de chirurgien avec deux lancers supplémentaires.Placez une suture de séjour entre la position de 12h00 de la veine cave inférieure, la veinotomie, et l’extrémité correspondante de la lumière de l’artère pulmonaire. À partir de ce point d’ancrage, placez une suture continue en cours d’exécution en discernant entre le bord anatomique gauche de l’artère pulmonaire et le bord correspondant de la veinotomie. Passez l’aiguille à travers la position 6:00 de la veinotomie et l’extrémité correspondante de la lumière artérielle pulmonaire.De manière ascendante, passez l’aiguille à travers le bord libre restant de l’artère pulmonaire et le droit anatomique de la veinotomie. Utilisez en moyenne quatre lancers pour cette ligne, puis dessinez les bords libres finaux de l’artère pulmonaire et de la veinotomie ensemble. Attachez l’extrémité libre de la suture à l’ancre et, à l’aide d’un instrument, nouez le nœud du chirurgien avec deux lancers supplémentaires et coupez le fil supplémentaire.Vérifiez que les vaisseaux ne se tordent pas, ce qui interférerait avec la circulation sanguine. Placez la mousse de gel sur la ligne de suture. Placez deux morceaux de mousse de gel d’environ deux millimètres autour d’eux et moulez de manière à ce que toutes les lignes de suture visibles soient recouvertes.Relâchez les pinces vasculaires en commençant par la pince à dorloter, puis la pince céphalée. Comme on s’attend à une petite quantité d’hémorragie, placez préventivement les applicateurs à pointe de coton sur les sites anastomotiques pour fournir une pression. Après avoir réparé les fuites visibles, vérifiez la pulsation du cœur.S’il est absent, vérifiez que les vaisseaux cardiaques ne se tordent, puis repositionnez les intestins au-dessus et autour du cœur et humidifiez la cavité péritonéale avec une solution de chlorure de sodium chauffée si vous semblez sec. En utilisant la technique continue non interrompue, fermer la cavité abdominale à l’aide d’un monofilament prolène 6-O non résorbable en suturant d’abord la couche musculaire, suivie de la peau. Une fois que le receveur est retiré de la carte chirurgicale et de l’anesthésique, administrer un millilitre de solution saline chaude par voie sous-cutanée et placer le receveur dans une cage préparée avec réchauffement pour observation conformément aux protocoles de récupération postopératoire.Une récupération complète et une acceptation ont été observées dans le cas de transplantations cardiaques murines hétérotopiques syngéniques et congéniques pendant 100 jours après la chirurgie. Cependant, un rejet rapide a été observé dès sept jours après la chirurgie en cas de transplantation cardiaque hétérotopique majeure non compatible. Pendant les anastomoses, vous devez rester conscient de l’endroit où se trouve votre suture dans le champ chirurgical.Ne pas le faire peut entraîner des dommages critiques aux structures ou un enchevêtrement de la suture. Ces techniques microchirurgicales de dissection et d’anastomose sont très applicables à d’autres modèles chirurgicaux de petits mammifères, y compris la transplantation rénale hétérotopique et orthotopique du foie, ce qui permet aux chercheurs d’étudier le rejet de greffe.

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