Name: a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia at JoVE.com

Die Autoren bedanken sich bei den hervorragenden Bemühungen der Tierpfleger der University of Western Australia und des Harry Perkins Institute of Medical Research, die mit ihrem Engagement und ihrer Expertise zur Durchführbarkeit und zum Erfolg dieser Operationen beigetragen haben.

Diese Forschung wurde in Übereinstimmung mit dem Verhaltenskodex für die Pflege und Verwendung von Tieren für wissenschaftliche Zwecke15 durchgeführt und gemäß den Tierethikprotokollen RA/3/100/1568 und AE173 genehmigt (Tierethikkommission der Universität von Westaustralien bzw. Tierethikausschuss des Harry Perkins Institute of Medical Research). In der Materialtabelle finden Sie Einzelheiten zu allen Materialien, Instrumenten und Tieren, die in diesem Protokoll verwendet w...

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	<li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart.">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li><li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homologous+heart+transplantation.">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li><li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homotransplantation+of+the+dog+heart.">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li><li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs.">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat.">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4+CD25+Foxp3++regulatory+T+lymphocytes.">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li><li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha,25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance.">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li><li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+in+aseptic+rodent+surgery.">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li><li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia:+The+art+and+science.">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li><li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia+and+analgesia.">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li><li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC Available from: <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013)</li><li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation.">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).</li></ol>

Das orthotope Herztransplantationsmodell der Maus ist ein robustes präklinisches Modell, das in erster Linie verwendet wird, um die Auswirkungen einer MHC-Fehlanpassung auf das Ausmaß und die Art der immunologischen Abstoßung und in jüngerer Zeit die Auswirkungen der Transplantation auf den Erhalt der im Transplantatgewebe ansässigen Immunität zu untersuchen16. Während wir uns zunächst eng an das Protokoll von Corry et al.7 hielten, haben wir das Protokoll verfeiner...

Wir verdanken einen großen Teil unseres Verständnisses von Immunologie und Transplantation der Forschung, die auf experimentellen Modellen der Transplantation solider Organe an tierischen Probanden basiert. Seit der Erstbeschreibung der vaskularisierten Herztransplantation bei Säugetieren1 haben solche Modelle zum Wissen in einer Vielzahl von Bereichen beigetragen, darunter die therapeutische Anwendung der Hypothermie2, die Vorteile der Verwendung spezialisierter Nähte3 und Techniken für die Homotransplantation von Lunge und Herz4. Die Entwicklung von kardialen Transplantationsmodellen bei Ratten 5,6 bot aufgrund der Verfügbarkeit verschiedener Zuchtlinien einen breiteren Spielraum für immunologische Experimente. Das wesentlich größere Spektrum an verfügbaren Inzucht- und mutierten Mausstämmen veranlasste Corry et al.7 dazu, eine Technik der heterotopen Herztransplantation von Mäusen zu entwickeln, da diese Bandbreite erhebliche Vorteile für die Transplantationsforschung mit sich bringt. Dieses Modell ist weit verbreitet und hat zu einem besseren Verständnis der Transplantatabstoßung8 und der Therapeutika9 beigetragen. Seit ihrer Erstbeschreibung ist die Technik jedoch weitgehend unverändert geblieben, abgesehen von einigen kleineren technischen Details, wie z. B. Anpassungen der Position der Anastomosenstellen10,11.
Seit der Integration der Technik von Corry et al.7 in unsere Experimente haben wir vielversprechende Bereiche für die Verbesserung des Protokolls identifiziert, nämlich die der aseptischen Technik, der Anästhesie und der Analgesie. Es wurde erwartet, dass sich Verbesserungen in diesen Bereichen positiv auf die Versuchsergebnisse auswirken und den Tierschutz verbessern würden. Dies wurde bereits bei der Anwendung der aseptischen Technik in Kleintieroperationen gezeigt, da sie zur Reduzierung postoperativer Infektionen beiträgt12, was sich nicht nur auf die Morbidität und Mortalität auswirkt, sondern auch Experimente zur Beurteilung der Immunantwort nach einer Transplantation beeinträchtigen kann. Aus Sicht der Anästhesie und Analgetika trägt die Verwendung eines verfeinerten Schemas dazu bei, die Kosten für die Tiere zu senken und das ethische Argument dieses chirurgischen Modells auszugleichen, indem die Schmerzen und das Leiden der Versuchspersonen gelindert werden. Darüber hinaus begrenzen eine angemessene Anästhesie und Analgesie die schmerzassoziierte Stressreaktion, was die Qualität der postoperativen Genesung verbessert und letztendlich die chirurgische Erfolgsrate erhöht13.
Mit dem Ziel, sowohl das Tierwohl als auch die Versuchsergebnisse zu verbessern, wurde ein Protokoll mit Anpassungen entwickelt, um diese Lücken zu schließen. Dieses Protokoll wurde von dem ursprünglich von Corry et al.7 beschriebenen Protokoll unter Konsultation eines tierärztlichen Anästhesisten und unter gebührender Berücksichtigung sowohl der Wirkungen als auch der Wirkungsdauer der pharmakologischen Interventionen, die im Anästhesie- und Analgetika-Regime verwendet werden, angepasst. Der Ansatz basierte auf den Prinzipien der ausgewogenen Anästhesie und der multimodalen Analgesie, um eine angemessene perioperative Versorgung zu gewährleisten14. Neben der Anwendung der aseptischen Technik wurden präventiv das Opioid Buprenorphin und das Lokalanästhetikum Bupivacain verabreicht. Die Vollnarkose wurde mit dem Inhalationsanästhetikum Isofluran durchgeführt.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2030 Rycroft irrigating cannula 30 G</td>
			<td>McFarlane</td>
			<td>56005HU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided surgical silk 7-0</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp curved - 35 mm&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7441-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine 0.25%&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder catch curved -&#160; 145 mm</td>
			<td>Haag-Streit</td>
			<td>11.62.15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine 5% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>JJ61371</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-tipped applicator - 7.5 cm</td>
			<td>Dove</td>
			<td>SN109510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>WH130192EE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze 5 x 5 cm white</td>
			<td>Aero</td>
			<td>AGS50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&#160;</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>7481D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>9860L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin 1,000 IU in 1 mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm&#160;&#160;</td>
			<td>Inka Surgical&#160;</td>
			<td>11550.11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporiser</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro bulldog clamp - 3.7 cm</td>
			<td>Greman</td>
			<td>14119-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors curved 105 mm&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>7810L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical scissors - curved tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monofilament polyprolene suture - 5/0</td>
			<td>Surgipro</td>
			<td>P-205-X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g</td>
			<td>Myweigh</td>
			<td>Kit00053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle - 30 G x 0.5 inch</td>
			<td>BD</td>
			<td>BD304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needleholder 15 cm curved &#34;super fine&#34;</td>
			<td>Surgical Specialists</td>
			<td>ST-B-15-8.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD281R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD280R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm</td>
			<td></td>
			<td>15400-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors-Cvd Sm blades</td>
			<td></td>
			<td>15001-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stevens scissors blunt straight 110 mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical backboard</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 1 mL</td>
			<td>BD</td>
			<td>592696</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 3 mL</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps</td>
			<td>BD</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Far infrared warming pad 20 x 25 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Westcott spring scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil clip applier bayonet</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>FE582K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titanium clip perm 6.6 mm</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>A19FT222T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse usage</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Strain/SEX/Weight</td>
			<td>Donor</td>
			<td>Recipent</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c, female, 19-23 g</td>
			<td>7</td>
			<td>21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6, female, 17-20 g</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia

Die Entwicklung experimenteller Modelle für die Herztransplantation bei Tieren hat zu vielen Fortschritten auf dem Gebiet der Immunologie und der Transplantation solider Organe beigetragen. Während das heterotope vaskularisierte Maus-Herztransplantationsmodell ursprünglich in Studien zur Transplantatabstoßung mit Kombinationen von nicht übereinstimmenden Inzucht-Mausstämmen verwendet wurde, kann der Zugang zu genetisch veränderten Stämmen und therapeutischen Modalitäten wichtige neue präklinische Erkenntnisse liefern. Grundsätzlich hat sich die chirurgische Methodik für diese Technik seit ihrer Entwicklung nicht geändert, insbesondere im Hinblick auf wichtige Faktoren wie aseptische Technik, Anästhesie und Analgesie, die wesentliche Auswirkungen auf die postoperative Morbidität und Mortalität haben. Darüber hinaus wird erwartet, dass Verbesserungen im perioperativen Management sowohl das Tierwohl als auch die Versuchsergebnisse verbessern werden. Dieser Artikel berichtet über ein Protokoll, das in Zusammenarbeit mit einem Fachexperten für Veterinäranästhesie entwickelt wurde, und beschreibt die Operationstechnik mit Schwerpunkt auf perioperativem Management. Darüber hinaus diskutieren wir die Auswirkungen dieser Verfeinerungen und geben Details zur Fehlerbehebung bei kritischen chirurgischen Schritten für dieses Verfahren.

Um die Wirksamkeit der Operationstechnik bei der Förderung guter Ergebnisse der Wundheilung und der Genesung der Maus zu bestimmen, wurden in frühen Experimenten im Labor die Überlebenseigenschaften einer Reihe von Herztransplantaten mit unterschiedlicher Immunogenität für den Empfänger bestimmt. Dazu gehörten kongene (n = 5) und syngene (n = 5) Transplantate, die die gleichen MHC-Marker (Major Histocompatibility Complex) wie der Empfänger aufweisen, und Major Mismatch-Transplantate (n = 9), bei denen das Transpl...

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A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

Die vorliegende Arbeit beschreibt eine modifizierte Technik für die heterotope vaskularisierte Herztransplantation mit aktualisierter aseptischer Technik, Analgesie und Anästhesie.

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Dies ist ein wirtschaftliches und reproduzierbares Modell der Herztransplantation. Es kann sowohl zur Verbesserung der mikrochirurgischen Fähigkeiten als auch zur Verwendung genetisch veränderter Mausstämme als Spender oder Empfänger verwendet werden. Die Technik umfasst im Großen und Ganzen die gesamte Schmerzbehandlung und Anästhesiekomplexität der normalen menschlichen Chirurgie, um die Morbidität nach der Operation zu begrenzen.Dieses Modell ist entscheidend für die Untersuchung der chirurgisch induzierten Immunität, der Auswirkungen von Mismatch auf die Transplantatabstoßung und der Langlebigkeit von Transplantaten. Die allgemeinen chirurgischen Ansätze dieses Modells können in modifizierter Form auf andere Organtransplantationen von Mäusen angewendet werden. Die mikroskopische Skala und die damit verbundenen Zeitbeschränkungen lassen eine geringe Fehlerspanne zu.Der Schlüssel zum Erfolg ist regelmäßiges Üben mit professioneller Betreuung, das spezifisches Feedback zu Problembereichen gibt. Das Verfahren wird von Frau Liu Liu, einer wissenschaftlichen Mitarbeiterin aus meinem Labor, demonstriert. Die chirurgischen Eingriffe werden von Dr. Wen Hua Huang, Frau Jas Kaur und Frau Xiao Zhang unterstützt.Nachdem Sie die Maus betäubt und aus der Induktionskammer genommen haben, entfernen Sie die Haare, indem Sie den Bauchbauch mit einer Haarschneidemaschine gründlich rasieren. Im Fall des Spenders rasieren Sie den Bereich, der sich von den Genitalien bis zum oberen Rand des ventralen Thorax erstreckt. Achten Sie darauf, dass der rasierte Bereich seitlich bis zur Mittelachsellinie reicht.Überwachen Sie die Temperatur, indem Sie eine saubere, geschmierte Rektalsonde in das Rektum des Tieres einführen und sie dann mit Mikroporenband am Operationskarton befestigen. Beurteilen Sie die Narkosetiefe, indem Sie die Reaktionen auf die Stimulation der Pfote oder des Schwanzes durch den Druck einer traumatischen Pinzette, den Lidreflex und den Muskeltonus beobachten. Messen Sie die Atemfrequenz, indem Sie die Bewegung der Brustwand beobachten, während Sie die Atemanstrengung beobachten, um das Tidalvolumen zu beurteilen, und berechnen Sie dann die Atemfrequenz, wie im Manuskript beschrieben.Sobald die Operationsstelle mit sterilen Applikatoren mit Wattestäbchen desinfiziert ist, tragen Sie Chlorhexidin dreimal in kreisenden Bewegungen von der Mitte der Operationsstelle zu den Rändern auf, gefolgt von einer Kombination aus Chlorhexidin und Ethanol im gleichen Muster. Bereiten Sie das Operationsfeld vor, indem Sie sterile OP-Abdeckungen auf beiden Seiten des Operationskartons anbringen, um sterile Instrumente zu platzieren. Nachdem Sie eine kleine ovale Öffnung in das Tuch gemacht haben, platzieren Sie das gefensterte Tuch an der vorgeschlagenen Einschnittstelle.Nachdem Sie das Tier wie zuvor gezeigt vorbereitet haben, tragen Sie Augengleitmittel auf. Injizieren Sie mit einer 29-Gauge-Insulinspritze entlang der geplanten Inzisionsstelle subkutan eine gewichtsabhängige Dosis Bupivacain in den ventralen Abdomen und achten Sie auf eine gerade Linie sichtbarer Bläschen, die das Ausmaß des geplanten Schnitts abdeckt. Verwenden Sie dann eine sterile chirurgische Skalpellklinge, um einen Hautschnitt in der ventralen Mittellinie unter achtfacher Vergrößerung vorzunehmen.Achten Sie darauf, dass die Laparotomie den Unterbauch bis zum Rippenrand überspannt. Und setzen Sie einen Retraktor ein, um das Operationsfeld zu maximieren. Befeuchten Sie das Segment der sterilen Gaze mit erwärmter 0,9%iger Natriumchloridlösung und positionieren Sie es an der oberen Seite der Operationsstelle.Verwenden Sie nun angefeuchtete, sterile Wattestäbchen, um den Darm sanft auszuweiden. Positionieren Sie sie auf dieser Gaze und wickeln Sie die Gaze um die Orgel. Befreien und mobilisieren Sie mit einer Kombination aus Applikatoren mit Wattespitze und einer Rundkörpernahtzange die Bauchschlagader und die untere Hohlvene mit einer stumpfen Dissektionstechnik vom umgebenden Gewebe.Stellen Sie sicher, dass sich der Abstandsbereich zwischen der infrarenalen Seite der Gefäße und über der Bifurkation der Aorta befindet. Nachdem Sie die hinteren Bauchgefäße identifiziert haben, ziehen Sie die Aorta mit einer Pinzette sanft in eine Richtung von der Wirbelsäule weg. Machen Sie auf beiden Seiten dieser Gefäße einen Kanal, indem Sie die gekrümmte Pinzette hinter den Bauchgefäßen führen.Jedes Gefäß wurde identifiziert und in der geplanten Anastomosenzone mobilisiert, wobei Längen aus 10-O-Nylon verwendet wurden, die mit Instrumenten mit einem zusätzlichen Wurf in die Knoten des Chirurgen gebunden wurden. Isolieren Sie die Anastomosenstelle von der Durchblutung, indem Sie eine chirurgische Klemme am Kopf und an den Enden des Bauchgefäßes anbringen. Stellen Sie sicher, dass die Klemmen beide Gefäße in ausreichendem Maße kreuzen, um einen vollständigen Verschluss zu gewährleisten.Verwenden Sie eine Pinzette in der nicht dominanten Hand, um die Aorta zu stabilisieren. Führen Sie eine Aortotomie mit einer 30-Gauge-Nadel an der vorderen Seite der Aorta durch. Verlängern Sie die Aortotomie mit einer mikrochirurgischen Schere mit gerader Spitze.Um eine Adenotomie durchzuführen, verwenden Sie eine gerade Pinzette und üben Sie eine sanfte anteriore Traktion auf die untere Hohlvene an der Stelle aus, die mit der Mitte der Aortotomie übereinstimmt. Verwenden Sie eine gebogene mikrochirurgische Schere, bei der die konkave Seite nach vorne zeigt, um ein Segment der unteren Hohlvene von gleicher Länge wie bei der Aortotomie zu entfernen. Waschen Sie das Innere der geöffneten Gefäße mit heparinisierter Natriumchloridlösung.Legen Sie das Spenderherz in den Bauchraum und achten Sie darauf, dass sich die aufsteigende Aorta direkt neben der abdominalen Aortotomie befindet und das Herz gedreht wird, damit die Pulmonalarterie für die zweite Anastomose durchgezogen werden kann. Platzieren Sie mit 10-O-Nylon eine Stay-Naht zwischen der 12:00-Position der Aortotomie und dem entsprechenden Ende des Lumens der aufsteigenden Aorta. Binden Sie eine Pinzette mit gerader Spitze in einem mikrochirurgischen Nadelhalter mit drei aufeinanderfolgenden Würfen eines Chirurgenknotens und schneiden Sie die Enden ab, um etwa zwei Millimeter Naht zu erhalten.Platzieren Sie eine zweite Stay-Naht zwischen der 6:00-Position der Aortotomie und dem entsprechenden Aspekt der aufsteigenden Aorta. Da diese Naht auch als Basis für nachfolgende laufende Nähte dient, lassen Sie mindestens 10 Millimeter des Schwanzes für die endgültige Abbindung übrig. Platzieren Sie eine durchgehend verlaufende Naht aus 10-O-Nylon aufsteigend, um den anatomischen rechten Rand der Aortotomie und den entsprechenden freien Rand der aufsteigenden Aorta entgegenzusetzen.Führen Sie diesen Vorgang sorgfältig durch und verwenden Sie ungefähr vier Würfe für diese Schnur. Führen Sie das freie Ende der Naht um die distale Stegnaht herum, bevor Sie eine zweite durchgehend verlaufende Naht entlang der anatomisch linken Seite platzieren, um die Apposition mit der verbleibenden freien Kante der Aortotomie zu beeinflussen. Binden Sie die Naht mit einem Chirurgenknoten mit zwei zusätzlichen Würfen am Schwanz ab.Platzieren Sie eine Haltenaht zwischen der 12:00-Position der unteren Hohlvene, Venotomie, und dem entsprechenden Ende des Lumens der Pulmonalarterie. Platzieren Sie von diesem Ankerpunkt aus eine durchgehend verlaufende Naht zwischen dem anatomisch verlaufenden linken Rand der Pulmonalarterie und dem entsprechenden Rand der Venotomie. Führen Sie die Nadel durch die 6:00-Position der Venotomie und die entsprechende Extremität des Lumens der Pulmonalarterie.Führen Sie die Nadel aufsteigend durch den verbleibenden freien Rand der Pulmonalarterie und die anatomische rechte Seite der Venotomie. Verwenden Sie für diese Linie durchschnittlich vier Würfe und zeichnen Sie dann die letzten freien Ränder der Pulmonalarterie und der Venotomie zusammen. Binden Sie das freie Ende der Naht an den Anker ab und binden Sie den Chirurgenknoten mit einem Instrument mit zwei zusätzlichen Würfen und schneiden Sie den zusätzlichen Faden ab.Überprüfen Sie die Gefäße auf Verdrehungen, die den Blutfluss beeinträchtigen würden. Positionieren Sie den Gelschaum über der Nahtlinie. Legen Sie zwei Stücke ca. zwei Millimeter Gelschaum um sie herum und formen Sie sie so, dass alle sichtbaren Nahtlinien abgedeckt sind.Lösen Sie die Gefäßklemmen, beginnend mit der Coddle-Klemme und dann mit der Cephalo-Klemme. Da eine geringe Blutung zu erwarten ist, positionieren Sie präventiv Applikatoren mit Wattespitzen über den Anastomosenstellen, um Druck auszuüben. Nachdem Sie die sichtbaren Lecks behoben haben, überprüfen Sie das Herz auf Pulsation.Wenn es fehlt, überprüfen Sie die Herzgefäße auf Verdrehungen, positionieren Sie dann den Darm über und um das Herz herum und befeuchten Sie die Bauchhöhle mit erwärmter Natriumchloridlösung, wenn sie trocken erscheint. Bei der kontinuierlichen ununterbrochenen Technik wird die Bauchhöhle mit nicht resorbierbarem 6-O-Prolen-Monofilament verschlossen, indem zuerst die Muskelschicht und dann die Haut vernäht werden. Sobald der Empfänger aus dem Operationskarton und aus dem Anästhetikum entfernt wurde, verabreichen Sie einen Milliliter warme Kochsalzlösung subkutan und legen Sie den Empfänger in einen vorbereiteten Käfig mit Erwärmung zur Beobachtung gemäß den postoperativen Genesungsprotokollen.Eine vollständige Genesung und Akzeptanz wurde bei syngenen und kongenen heterotopen Mausherztransplantationen für 100 Tage nach der Operation beobachtet. Eine rasche Abstoßung wurde jedoch bereits sieben Tage nach der Operation bei größeren nicht übereinstimmenden heterotopen Mausherztransplantationen beobachtet. Bei Anastomosen müssen Sie darauf achten, wo sich Ihre Naht im Operationsfeld befindet.Andernfalls kann es zu kritischen Schäden an Strukturen oder zu Verwicklungen der Naht kommen. Diese mikrochirurgischen Techniken der Dissektion und Anastomose sind sehr gut auf andere chirurgische Modelle von Kleinsäugern anwendbar, einschließlich heterotoper Nieren- und orthotoper Lebertransplantation, und ermöglichen es Forschern, die Abstoßung von Transplantaten zu untersuchen.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

A Protocol for Collecting and Staining Hemocytes from the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti

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Ein Protokoll für die Erfassung und Färbung Blutzellen aus dem Gelbfiebermücke Aedes aegypti</em

 Mosquitoes are vectors for a number  of disease-causing pathogens such as the yellow fever virus, malaria parasites  and filarial worms. Laboratories are ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Reverse Genetics Mediated Recovery of Infectious Murine Norovirus

Reverse-Genetics vermittelte Wiedergewinnung eines infektiösen Murine Norovirus

Human noroviruses are responsible for most cases of human gastroenteritis (GE) worldwide and are recurrent problem in environments where close ...

Isolation of Cortical Microglia with Preserved Immunophenotype and Functionality From Murine Neonates

Isolation kortikaler Mikroglia mit bewahrten Immunophänotyp und Funktionalität aus Murine Neugeborene

Isolation of microglia from CNS tissue is a powerful investigative tool used to study microglial biology ex vivo. The present method details a procedure ...

Isolation, Identification, and Purification of Murine Thymic Epithelial Cells

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The thymus is a vital organ for T lymphocyte development. Of thymic stromal cells, thymic epithelial cells (TECs) are particularly crucial at multiple ...

Isolation of Murine Lymph Node Stromal Cells

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Generation of Two-color Antigen Microarrays for the Simultaneous Detection of IgG and IgM Autoantibodies

Generation of Two-color Antigen-Mikroarrays für den gleichzeitigen Nachweis von IgG und IgM-Autoantikörper

Autoantibodies, which are antibodies against self-antigens, are present in many disease states and can serve as markers for disease activity. The levels ...

An Optimized Protocol to Analyze Glycolysis and Mitochondrial Respiration in Lymphocytes

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Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Optimierung der Manschettentechnik für DieMurine Heart Transplantation

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