Name: a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00
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Gli autori desiderano riconoscere i superbi sforzi del personale addetto alla cura degli animali dell'Università dell'Australia occidentale e dell'Harry Perkins Institute of Medical Research, la cui dedizione e competenza hanno contribuito alla fattibilità e al successo di questi interventi chirurgici.

Questa ricerca è stata eseguita in conformità con il Codice di condotta per la cura e l'uso di animali per scopi scientifici15 e approvato ai sensi dei protocolli di etica animale RA/3/100/1568 e AE173 (The University of Western Australia Animal Ethics Committee e The Harry Perkins Institute of Medical Research Animal Ethics Committee, rispettivamente). Vedere la Tabella dei materiali per i dettagli relativi a tutti i materiali, gli strumenti e gli animali utilizzati in questo p...

<ol>
	<li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart.">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li><li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homologous+heart+transplantation.">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li><li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homotransplantation+of+the+dog+heart.">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li><li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs.">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat.">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4+CD25+Foxp3++regulatory+T+lymphocytes.">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li><li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha,25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance.">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li><li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+in+aseptic+rodent+surgery.">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li><li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia:+The+art+and+science.">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li><li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia+and+analgesia.">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li><li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC Available from: <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013)</li><li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation.">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).</li></ol>

Il modello di trapianto di cuore ortotopico murino è un robusto modello preclinico utilizzato principalmente per studiare gli effetti del mismatch MHC sul livello e la natura del rigetto immunologico e, più recentemente, l'effetto del trapianto sulla conservazione dell'immunità residente nel tessuto del trapianto16. Pur seguendo inizialmente da vicino il protocollo Corry et al.7 , abbiamo perfezionato il protocollo per incorporare gli standard delle migliori pratiche di ...

Dobbiamo gran parte della nostra comprensione dell'immunologia e dei trapianti alla ricerca basata su modelli sperimentali di trapianto di organi solidi utilizzando soggetti animali. Fin dalla prima descrizione del trapianto cardiaco vascolarizzato nei mammiferi1, tali modelli hanno contribuito alla conoscenza in ampi settori, tra cui l'applicazione terapeutica dell'ipotermia2, i benefici dell'uso di suture specializzate3 e le tecniche per l'omotrapianto totale di polmoni e cuore4. Lo sviluppo di modelli di trapianto cardiaco nei ratti 5,6 ha fornito un più ampio spazio per la sperimentazione immunologica a causa della disponibilità di diverse linee di allevamento. La gamma sostanzialmente più ampia di ceppi di topo inbred e mutanti disponibili ha portato Corry et al.7 a sviluppare una tecnica di trapianto cardiaco eterotopico murino a causa dei notevoli vantaggi che questa gamma porta alla ricerca sui trapianti. Questo modello è stato ampiamente utilizzato e ha contribuito a una maggiore comprensione del rigetto del trapianto8 e delle terapie9. Dalla sua prima descrizione, tuttavia, la tecnica è rimasta sostanzialmente invariata a parte alcuni dettagli tecnici minori come le regolazioni alla posizione dei siti anastomotici10,11.
Dall'integrazione della tecnica di Corry et al.7 nei nostri esperimenti, abbiamo identificato aree promettenti per migliorare il protocollo, vale a dire quelle della tecnica asettica, dell'anestesia e dell'analgesia. Ci si aspettava che i miglioramenti in queste aree offrissero un impatto positivo sui risultati sperimentali e migliorassero il benessere degli animali. Ciò è stato precedentemente dimostrato quando la tecnica asettica viene utilizzata negli interventi chirurgici di piccoli animali in quanto aiuta a ridurre le infezioni postoperatorie12, che non solo influisce sulla morbilità e sulla mortalità, ma può anche compromettere gli esperimenti progettati per valutare la risposta immunitaria dopo l'intervento chirurgico di trapianto. Dal punto di vista anestesialogico e analgesico, l'uso di un regime raffinato aiuta a ridurre il costo per gli animali e bilanciare l'argomento etico di questo modello chirurgico mitigando il dolore e la sofferenza dei soggetti sperimentali. Inoltre, l'anestesia e l'analgesia appropriate limitano la risposta allo stress associata al dolore, migliorando la qualità del recupero postoperatorio e, in definitiva, aumentando il tasso di successo chirurgico13.
Con l'obiettivo di migliorare sia il benessere degli animali che i risultati sperimentali, è stato sviluppato un protocollo con adeguamenti per colmare queste lacune. Questo protocollo è stato adattato da quello originariamente descritto da Corry et al.7 con la consultazione di un anestesista veterinario e con la dovuta considerazione sia per gli effetti che per la durata degli effetti degli interventi farmacologici utilizzati nel regime anestetico e analgesico. L'approccio si è basato sui principi dell'anestesia bilanciata e dell'analgesia multimodale per garantire un'adeguata assistenza perioperatoria14. Oltre all'applicazione della tecnica asettica, sono stati somministrati preventivamente l'oppioide buprenorfina e l'anestetico locale bupivacaina. L'anestesia generale è stata eseguita utilizzando l'agente anestetico inalante isoflurano.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2030 Rycroft irrigating cannula 30 G</td>
			<td>McFarlane</td>
			<td>56005HU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided surgical silk 7-0</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp curved - 35 mm&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7441-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine 0.25%&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder catch curved -&#160; 145 mm</td>
			<td>Haag-Streit</td>
			<td>11.62.15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine 5% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>JJ61371</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-tipped applicator - 7.5 cm</td>
			<td>Dove</td>
			<td>SN109510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>WH130192EE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze 5 x 5 cm white</td>
			<td>Aero</td>
			<td>AGS50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&#160;</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>7481D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>9860L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin 1,000 IU in 1 mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm&#160;&#160;</td>
			<td>Inka Surgical&#160;</td>
			<td>11550.11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporiser</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro bulldog clamp - 3.7 cm</td>
			<td>Greman</td>
			<td>14119-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors curved 105 mm&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>7810L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical scissors - curved tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monofilament polyprolene suture - 5/0</td>
			<td>Surgipro</td>
			<td>P-205-X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g</td>
			<td>Myweigh</td>
			<td>Kit00053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle - 30 G x 0.5 inch</td>
			<td>BD</td>
			<td>BD304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needleholder 15 cm curved &#34;super fine&#34;</td>
			<td>Surgical Specialists</td>
			<td>ST-B-15-8.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD281R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD280R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm</td>
			<td></td>
			<td>15400-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors-Cvd Sm blades</td>
			<td></td>
			<td>15001-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stevens scissors blunt straight 110 mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical backboard</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 1 mL</td>
			<td>BD</td>
			<td>592696</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 3 mL</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps</td>
			<td>BD</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Far infrared warming pad 20 x 25 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Westcott spring scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil clip applier bayonet</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>FE582K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titanium clip perm 6.6 mm</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>A19FT222T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse usage</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Strain/SEX/Weight</td>
			<td>Donor</td>
			<td>Recipent</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c, female, 19-23 g</td>
			<td>7</td>
			<td>21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6, female, 17-20 g</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia

Lo sviluppo di modelli sperimentali di trapianto cardiaco negli animali ha contribuito a molti progressi nel campo dell'immunologia e del trapianto di organi solidi. Mentre il modello di trapianto cardiaco murino vascolarizzato eterotopico è stato inizialmente utilizzato negli studi sul rigetto del trapianto utilizzando combinazioni di ceppi di topo inbred non corrispondenti, l'accesso a ceppi geneticamente modificati e modalità terapeutiche può fornire nuove potenti intuizioni precliniche. Fondamentalmente, la metodologia chirurgica per questa tecnica non è cambiata dal suo sviluppo, soprattutto per quanto riguarda fattori importanti come la tecnica asettica, l'anestesia e l'analgesia, che hanno un impatto materiale sulla morbilità e mortalità post-chirurgica. Inoltre, ci si aspetta che i miglioramenti nella gestione perioperatoria forniscano miglioramenti sia nel benessere degli animali che nei risultati sperimentali. Questo articolo riporta un protocollo sviluppato in collaborazione con un esperto in anestesia veterinaria e descrive la tecnica chirurgica con particolare attenzione alla gestione perioperatoria. Inoltre, discutiamo le implicazioni di questi perfezionamenti e forniamo dettagli sulla risoluzione dei problemi dei passaggi chirurgici critici per questa procedura.

Per determinare l'efficacia della tecnica chirurgica nel promuovere buoni risultati di guarigione delle ferite e recupero del topo, i primi esperimenti in laboratorio hanno determinato le caratteristiche di sopravvivenza di una serie di innesti cardiaci di immunogenicità variabile al ricevente. Questi includevano innesti congenici (n = 5) e singeneici (n = 5), che condividono gli stessi marcatori del complesso maggiore di istocompatibilità (MHC) del ricevente, e innesti di mismatch maggiore (n = 9), in cui l'innesto e ...

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A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

Il presente articolo descrive una tecnica modificata per il trapianto cardiaco vascolarizzato eterotopico con tecnica asettica, analgesia e anestesia aggiornate.

Un protocollo di trapianto di cuore eterotopico murino modificato che corrisponde agli standard contemporanei di tecnica asettica, anestesia e analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Questo è un modello economico e riproducibile di trapianto cardiaco. Può essere utilizzato sia per migliorare le capacità microchirurgiche che per consentire l'uso di ceppi di topo geneticamente modificati come donatori o riceventi. La tecnica include ampiamente tutta la gestione del dolore e la complessità anestetica della normale chirurgia umana per limitare la morbilità dopo l'intervento chirurgico.Questo modello è fondamentale per studiare l'immunità indotta chirurgicamente, l'effetto della mancata corrispondenza sul rigetto del trapianto e la longevità del trapianto. Gli approcci chirurgici generali di questo modello possono essere applicati in forma modificata ad altri trapianti di organi solidi di topo. La scala microscopica e i vincoli temporali associati lasciano un piccolo margine di errore.La chiave del successo è la pratica regolare con supervisione professionale, fornendo un feedback specifico sulle aree di difficoltà. A dimostrare la procedura sarà la signora Liu Liu, un'assistente di ricerca del mio laboratorio. Ad assistere le procedure chirurgiche saranno il Dr.Wen Hua Huang, la Ms.Jas Kaur e la Ms.Xiao Zhang.Dopo aver anestetizzato e rimosso il topo dalla camera di induzione, rimuovere i peli radendo strettamente l'addome ventrale usando il tagliacapelli. Nel caso del donatore, radere l'area che si estende dai genitali al margine superiore del torace ventrale. Assicurarsi che l'area rasata raggiunga lateralmente la linea medio-ascellare.Monitorare la temperatura inserendo una sonda rettale lubrificata pulita nel retto dell'animale e quindi fissandola alla scheda chirurgica utilizzando nastro microporoso. Valutare la profondità dell'anestetico osservando le risposte alla stimolazione della zampa o della coda dalla pressione applicata dal forcipe traumatico, dal riflesso palpebrale e dal tono muscolare. Misurare la frequenza respiratoria osservando il movimento della parete toracica osservando lo sforzo respiratorio per valutare il volume corrente e quindi calcolare la frequenza respiratoria come descritto nel manoscritto.Una volta che il sito chirurgico è stato disinfettato utilizzando applicatori sterili con punta di cotone, applicare la clorexidina con un movimento circolare dal centro del sito chirurgico ai bordi tre volte, seguita da una combinazione di clorexidina ed etanolo nello stesso modello. Preparare il campo chirurgico posizionando teli chirurgici sterili su entrambi i lati della scheda chirurgica come sito per posizionare strumenti sterili. Dopo aver fatto una piccola apertura di forma ovale nel drappo, posizionare il drappo fenestrato nel sito di incisione proposto.Dopo aver preparato l'animale come dimostrato in precedenza, applicare il lubrificante per gli occhi. Utilizzando una siringa da insulina da 29 gauge lungo il sito di incisione pianificato, iniettare per via sottocutanea una dose di bupivacaina basata sul peso nell'addome ventrale e cercare una linea retta di blebbing visibile che copra l'estensione dell'incisione pianificata. Quindi, utilizzare una lama di bisturi chirurgica sterile per eseguire un'incisione cutanea della linea mediana ventrale con un ingrandimento di otto volte.Assicurarsi che la laparotomia si estende l'addome inferiore al margine costale. E inserire un divaricatore per massimizzare il campo chirurgico. Inumidire il segmento di garza sterile con una soluzione riscaldata di cloruro di sodio allo 0,9% e posizionarlo nell'aspetto superiore del sito chirurgico.Ora, usa cotton fioc sterili inumiditi per eviscerare delicatamente l'intestino. Posizionali sopra questa garza e avvolgi la garza intorno all'organo. Utilizzando una combinazione di applicatori con punta di cotone e pinze di sutura rotonde per il corpo, liberare e mobilitare l'aorta addominale e la vena cava inferiore dai tessuti circostanti con una tecnica di dissezione smussata.Assicurarsi che l'area di gioco sia compresa tra l'aspetto infrarenale dei vasi e sopra la biforcazione dell'aorta. Dopo aver identificato i vasi addominali posteriori, tirare delicatamente l'aorta in una direzione lontana dalla colonna vertebrale usando una pinza. Crea un canale su entrambi i lati di questi vasi cefalocaudalmente passando la pinza curva posteriormente ai vasi addominali.Legare ogni vaso identificato e mobilitato nella zona anastomotica pianificata utilizzando lunghezze di nylon 10-O legate con strumenti nei nodi del chirurgo con un lancio aggiuntivo. Isolare il sito anastomotico dalla circolazione installando un morsetto chirurgico sulla testa del vaso addominale e sulle estremità delle coccole. Assicurarsi che i morsetti attraversino entrambi i vasi in misura sufficiente per garantire l'occlusione completa.Utilizzare una pinza nella mano non dominante per stabilizzare l'aorta. Eseguire un'aortotomia utilizzando un ago calibro 30 nella parte anteriore dell'aorta. Estendere l'aortotomia utilizzando forbici microchirurgiche a punta dritta.Per eseguire l'adenotomia, utilizzare una pinza dritta e applicare una leggera trazione anteriore alla vena cava inferiore nel punto in linea con il centro dell'aortotomia. Utilizzare forbici microchirurgiche curve con il lato concavo rivolto anteriormente per rimuovere un segmento di vena cava inferiore di uguale lunghezza all'aortotomia. Lavare gli interni dei vasi aperti di sangue rimanente con soluzione di cloruro di sodio eparinizzato.Posizionare il cuore del donatore nell'addome e assicurarsi che l'aorta ascendente sia direttamente accanto all'aortotomia addominale e che il cuore sia ruotato, in modo che l'arteria polmonare possa essere aspirata per la seconda anastomosi. Utilizzando nylon 10-O, posizionare una sutura di soggiorno tra la posizione 12:00 dell'aortotomia e l'estremità corrispondente del lume dell'aorta ascendente. Utilizzando una pinza a punta dritta in un supporto per aghi microchirurgici, legarlo con tre successivi lanci di nodo di un chirurgo e tagliare le estremità per lasciare circa due millimetri di sutura.Posizionare una seconda sutura di soggiorno tra la posizione 6:00 dell'aortotomia e l'aspetto corrispondente dell'aorta ascendente. Poiché questa sutura servirà anche come base per le successive suture di corsa, lasciare almeno 10 millimetri della coda per la legatura finale. Posizionare una sutura continua di nylon 10-O in modo ascendente per opporsi al bordo destro anatomico dell'aortotomia e al corrispondente bordo libero dell'aorta ascendente.Eseguire questa procedura con attenzione e utilizzare circa quattro lanci per questa linea. Passare l'estremità libera della sutura attorno alla sutura di soggiorno distale prima di posizionare una seconda sutura continua lungo il lato sinistro anatomico per influenzare l'apposizione con il bordo libero rimanente dell'aortotomia. Legare la sutura alla coda usando un nodo da chirurgo con due lanci aggiuntivi.Posizionare una sutura di soggiorno tra la posizione 12:00 della vena cava inferiore, la venotomia e l'estremità corrispondente del lume dell'arteria polmonare. Da questo punto di ancoraggio, posizionare una sutura continua tra il bordo anatomico sinistro dell'arteria polmonare e il bordo corrispondente della venotomia. Passare l'ago attraverso la posizione 6:00 della venotomia e l'estremità corrispondente del lume dell'arteria polmonare.In modo ascendente, passare l'ago attraverso il bordo libero rimanente dell'arteria polmonare e la destra anatomica della venotomia. Utilizzare una media di quattro tiri per questa linea e quindi disegnare i bordi liberi finali dell'arteria polmonare e la venotomia insieme. Legare l'estremità libera della sutura all'ancora e, usando uno strumento, legare il nodo del chirurgo con due lanci aggiuntivi e tagliare il filo in più.Controllare i vasi per la torsione, che interferirebbe con il flusso sanguigno. Posizionare la schiuma di gel sulla linea di sutura. Posizionare due pezzi di schiuma di gel di circa due millimetri intorno a loro e modellare in modo che tutte le linee di sutura visibili siano coperte.Rilasciare i morsetti vascolari iniziando con il morsetto del coccolo e quindi il morsetto cefalo. Poiché si prevede una piccola quantità di emorragia, posizionare preventivamente gli applicatori con punta di cotone sui siti anastomotici per fornire pressione. Dopo aver fissato le perdite visibili, controllare il cuore per la pulsazione.Se è assente, controllare i vasi cardiaci per la torsione, quindi riposizionare l'intestino sopra e intorno al cuore e inumidire la cavità peritoneale con una soluzione di cloruro di sodio riscaldata se appare asciutta. Utilizzando la tecnica continua non interrotta, chiudere la cavità addominale utilizzando il monofilamento di prolene 6-O non assorbibile suturando prima lo strato muscolare, seguito dalla pelle. Una volta che il ricevente viene rimosso dalla scheda chirurgica e tolto l'anestetico, somministrare un millilitro di soluzione salina calda per via sottocutanea e posizionare il ricevente in una gabbia preparata con riscaldamento per l'osservazione secondo i protocolli di recupero postoperatorio.Il pieno recupero e accettazione sono stati osservati nel caso di trapianti di cuore murino eterotopico singeneico e congenito per 100 giorni dopo l'intervento. Tuttavia, il rigetto rapido è stato osservato già sette giorni dopo l'intervento chirurgico in caso di importanti trapianti di cuore murino eterotopico non corrispondenti. Durante l'anastomosi, è necessario mantenere la consapevolezza di dove si trova la sutura all'interno del campo chirurgico.In caso contrario, può causare danni critici alle strutture o aggrovigliarsi della sutura. Queste tecniche microchirurgiche di dissezione e anastomosi sono altamente applicabili ad altri modelli chirurgici di piccoli mammiferi, tra cui il trapianto eterotopico di rene e fegato ortotopico, consentendo ai ricercatori di studiare il rigetto del trapianto.

Research

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