Name: a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00
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Os autores gostariam de agradecer os esforços soberbos da equipe de cuidados com animais da Universidade da Austrália Ocidental e do Harry Perkins Institute of Medical Research, cuja dedicação e experiência contribuíram para a viabilidade e o sucesso dessas cirurgias.

Esta pesquisa foi realizada de acordo com o Código de Práticas para o Cuidado e Uso de Animais para FinsCientíficos15 e aprovada sob os Protocolos de Ética Animal RA/3/100/1568 e AE173 (The University of Western Australia Animal Ethics Committee e The Harry Perkins Institute of Medical Research Animal Ethics Committee, respectivamente). Consulte a Tabela de Materiais para obter detalhes sobre todos os materiais, instrumentos e animais usados neste protocolo.
<p class="jove...

<ol>
	<li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart.">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li><li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homologous+heart+transplantation.">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li><li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homotransplantation+of+the+dog+heart.">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li><li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs.">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat.">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li><li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4+CD25+Foxp3++regulatory+T+lymphocytes.">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li><li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha,25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance.">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li><li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+in+aseptic+rodent+surgery.">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li><li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia:+The+art+and+science.">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li><li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+anesthesia+and+analgesia.">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li><li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC Available from: <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013)</li><li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation.">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).</li></ol>

O modelo de transplante cardíaco ortotópico murino é um modelo pré-clínico robusto usado principalmente para investigar os efeitos da incompatibilidade MHC sobre o nível e a natureza da rejeição imunológica e, mais recentemente, o efeito do transplante na retenção da imunidade residente no tecido do enxerto16. Embora inicialmente seguindo de perto o protocolo de Corry et al.7 , refinamos o protocolo para incorporar padrões de melhores práticas de técnica assé...

Devemos muito de nossa compreensão de imunologia e transplante à pesquisa baseada em modelos experimentais de transplante de órgãos sólidos usando cobaias animais. Desde a primeira descrição do transplante cardíaco vascularizado emmamíferos1, tais modelos têm contribuído para o conhecimento em amplos domínios, incluindo a aplicação terapêutica da hipotermia2, os benefícios do uso de suturas especializadas3 e técnicas para homotransplantes totais de pulmão e coração4. O desenvolvimento de modelos de transplante cardíaco emratos5,6 proporcionou maior escopo para experimentação imunológica devido à disponibilidade de diferentes linhagens. A gama substancialmente maior de linhagens de camundongos endogâmicas e mutantes disponíveis levou Corry et al.7 a desenvolver uma técnica de transplante cardíaco heterotópico murino devido às consideráveis vantagens que essa faixa traz para a pesquisa em transplantes. Esse modelo tem sido amplamente utilizado e tem contribuído para um maior entendimento da rejeição do enxerto8 e da terapêutica9. Desde sua primeira descrição, entretanto, a técnica permaneceu praticamente inalterada, além de alguns pequenos detalhes técnicos, como ajustes na posição dos sítios anastomóticos10,11.
Desde a integração da técnica de Corry et al.7 em nossos experimentos, identificamos áreas promissoras para o aprimoramento do protocolo, a saber, técnicas assépticas, anestesia e analgesia. Esperava-se que as melhorias nessas áreas oferecessem um impacto positivo nos resultados experimentais e melhorassem o bem-estar animal. Isso já foi demonstrado quando a técnica asséptica é utilizada em cirurgias de pequenos animais, pois auxilia na redução de infecções pós-operatórias12, o que não só impacta na morbidade e mortalidade, mas também pode comprometer experimentos desenhados para avaliar a resposta imune após a cirurgia de transplante. Do ponto de vista anestésico e analgésico, o uso de um regime refinado ajuda a reduzir o custo para os animais e equilibrar o argumento ético desse modelo cirúrgico, atenuando a dor e o sofrimento dos sujeitos experimentais. Além disso, a anestesia e a analgesia adequadas limitam a resposta ao estresse associada à dor, melhorando a qualidade da recuperação pós-operatória e, finalmente, aumentando a taxa de sucesso cirúrgico13.
Com o objetivo de melhorar o bem-estar animal e os resultados experimentais, um protocolo foi desenvolvido com ajustes para preencher essas lacunas. Este protocolo foi adaptado daquele originalmente descrito por Corry et al.7 com consulta de um anestesista veterinário e com a devida consideração tanto dos efeitos quanto da duração dos efeitos das intervenções farmacológicas utilizadas no regime anestésico e analgésico. A abordagem baseou-se nos princípios da anestesia balanceada e da analgesia multimodal para garantir cuidados perioperatórios adequados14. Além da aplicação da técnica asséptica, o opioide buprenorfina e o anestésico local bupivacaína foram administrados preventivamente. A anestesia geral foi realizada com o anestésico inalatório isoflurano.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2030 Rycroft irrigating cannula 30 G</td>
			<td>McFarlane</td>
			<td>56005HU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided surgical silk 7-0</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp curved - 35 mm&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7441-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine 0.25%&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder catch curved -&#160; 145 mm</td>
			<td>Haag-Streit</td>
			<td>11.62.15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine 5% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>JJ61371</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-tipped applicator - 7.5 cm</td>
			<td>Dove</td>
			<td>SN109510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70% solution</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>WH130192EE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze 5 x 5 cm white</td>
			<td>Aero</td>
			<td>AGS50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&#160;</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>7481D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>9860L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin 1,000 IU in 1 mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm&#160;&#160;</td>
			<td>Inka Surgical&#160;</td>
			<td>11550.11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporiser</td>
			<td>Darvall</td>
			<td>9176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro bulldog clamp - 3.7 cm</td>
			<td>Greman</td>
			<td>14119-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors curved 105 mm&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide</td>
			<td>Ebos</td>
			<td>7810L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical scissors - curved tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monofilament polyprolene suture - 5/0</td>
			<td>Surgipro</td>
			<td>P-205-X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g</td>
			<td>Myweigh</td>
			<td>Kit00053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle - 30 G x 0.5 inch</td>
			<td>BD</td>
			<td>BD304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needleholder 15 cm curved &#34;super fine&#34;</td>
			<td>Surgical Specialists</td>
			<td>ST-B-15-8.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD281R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>FD280R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm</td>
			<td></td>
			<td>15400-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors-Cvd Sm blades</td>
			<td></td>
			<td>15001-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stevens scissors blunt straight 110 mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical backboard</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 1 mL</td>
			<td>BD</td>
			<td>592696</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe - 3 mL</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps</td>
			<td>BD</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Far infrared warming pad 20 x 25 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Westcott spring scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil clip applier bayonet</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>FE582K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil titanium clip perm 6.6 mm</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>A19FT222T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse usage</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Strain/SEX/Weight</td>
			<td>Donor</td>
			<td>Recipent</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c, female, 19-23 g</td>
			<td>7</td>
			<td>21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6, female, 17-20 g</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified murine heterotopic heart transplant protocol matching contemporary standards of aseptic technique, anesthesia, and analgesia

O desenvolvimento de modelos experimentais de transplante cardíaco em animais tem contribuído para muitos avanços nos campos da imunologia e do transplante de órgãos sólidos. Embora o modelo de transplante cardíaco murino vascularizado heterotópico tenha sido inicialmente utilizado em estudos de rejeição de enxertos usando combinações de linhagens de camundongos incompatíveis, o acesso a cepas geneticamente modificadas e modalidades terapêuticas pode fornecer novos e poderosos insights pré-clínicos. Fundamentalmente, a metodologia cirúrgica dessa técnica não mudou desde o seu desenvolvimento, especialmente no que diz respeito a fatores importantes como técnica asséptica, anestesia e analgesia, que causam impactos materiais na morbimortalidade pós-cirúrgica. Além disso, espera-se que melhorias no manejo perioperatório proporcionem melhorias tanto no bem-estar animal quanto nos resultados experimentais. Este artigo relata um protocolo desenvolvido em colaboração com um especialista no assunto em anestesia veterinária e descreve a técnica cirúrgica com ênfase no manejo perioperatório. Além disso, discutimos as implicações desses refinamentos e fornecemos detalhes sobre a solução de problemas de etapas cirúrgicas críticas para esse procedimento.

Para determinar a eficácia da técnica cirúrgica em promover bons resultados de cicatrização de feridas e recuperação de camundongos, experimentos iniciais em laboratório determinaram as características de sobrevida de uma variedade de enxertos cardíacos de imunogenicidade variável ao receptor. Estes incluíram enxertos congênicos (n = 5) e singênicos (n = 5), que compartilham os mesmos marcadores do complexo principal de histocompatibilidade (MHC) do receptor, e enxertos de grande mismatch (n = 9), nos quais...

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A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

O presente artigo descreve uma técnica modificada para transplante cardíaco vascularizado heterotópico com técnica asséptica atualizada, analgesia e anestesia.

Protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Trata-se de um modelo econômico e reprodutível de transplante cardíaco. Ele pode ser usado tanto para melhorar as habilidades microcirúrgicas quanto para permitir o uso de linhagens de camundongos geneticamente modificados como doadores ou receptores. A técnica inclui amplamente todo o tratamento da dor e complexidade anestésica da cirurgia humana normal para limitar a morbidade após a cirurgia.Esse modelo é crítico para estudar a imunidade induzida cirurgicamente, o efeito do descompasso na rejeição do transplante e a longevidade do transplante. As abordagens cirúrgicas gerais deste modelo podem ser aplicadas de forma modificada a outros transplantes de órgãos sólidos de camundongos. A escala microscópica e as restrições de tempo associadas deixam uma pequena margem de erro.A chave para o sucesso é a prática regular com supervisão profissional, fornecendo feedback específico sobre as áreas de dificuldade. Quem demonstrará o procedimento será a Sra. Liu Liu, assistente de pesquisa do meu laboratório. Auxiliando os procedimentos cirúrgicos estarão o Dr. Wen Hua Huang, a Sra. Jas Kaur e a Sra. Xiao Zhang.Depois de anestesiar e remover o camundongo da câmara de indução, remova os pelos raspando bem o abdome ventral usando cortadores. No caso do doador, raspar a área que se estende da genitália até a margem superior do tórax ventral. Certifique-se de que a área raspada atinja lateralmente a linha axilar média.Monitore a temperatura inserindo uma sonda retal lubrificada limpa no reto do animal e, em seguida, prendendo-a à prancha cirúrgica usando fita adesiva de micropore. Avaliar a profundidade anestésica observando as respostas à estimulação da pata ou cauda a partir da pressão aplicada por pinça traumática, reflexo palpebral e tônus muscular. Medir a frequência respiratória observando o movimento da parede torácica enquanto observa o esforço respiratório para avaliar o volume corrente e, em seguida, calcular a frequência respiratória conforme descrito no manuscrito.Uma vez desinfetado o sítio cirúrgico com aplicadores estéreis com ponta de algodão, aplicar clorexidina em movimento circular do centro cirúrgico até as bordas três vezes, seguido de uma combinação de clorexidina e etanol no mesmo padrão. Prepare o campo cirúrgico colocando campos cirúrgicos estéreis em ambos os lados da placa cirúrgica como o local para colocar instrumentos estéreis. Depois de fazer uma pequena abertura oval no drape, coloque o drape fenestrado no local da incisão proposta.Após o preparo do animal, conforme demonstrado anteriormente, aplique lubrificante ocular. Usando uma seringa de insulina de calibre 29 ao longo do local planejado da incisão, injete subcutaneamente uma dose de bupivacaína com base no peso no abdome ventral e procure uma linha reta de sangramento visível que cubra a extensão da incisão planejada. Em seguida, utilizar lâmina cirúrgica estéril de bisturi para incisão ventral na linha média da pele sob aumento de oito vezes.Certifique-se de que a laparotomia se estenda do abdome inferior até o rebordo costal. E inserir um afastador para maximizar o campo cirúrgico. Umedeça o segmento de gaze estéril com solução de cloreto de sódio a 0,9% aquecida e posicione-o na face superior do sítio cirúrgico.Agora, use cotonetes estéreis umedecidos para eviscerar suavemente os intestinos. Posicione-os em cima dessa gaze e envolva a gaze ao redor do órgão. Usando uma combinação de aplicadores com ponta de algodão e pinça de sutura de corpo redondo, libere e mobilize a aorta abdominal e a veia cava inferior dos tecidos circundantes com uma técnica de dissecção romba.Certifique-se de que a área de depuração esteja entre o aspecto infrarrenal dos vasos e acima da bifurcação da aorta. Após a identificação dos vasos abdominais posteriores, puxe suavemente a aorta em direção para longe da coluna vertebral com pinças. Faça um canal em ambos os lados desses vasos cefalocraticamente, passando a pinça curva posterior aos vasos abdominais.Ligate cada vaso identificado e mobilizado na zona anastomótica planejada usando comprimentos de náilon 10-O amarrados com instrumentos nos nós do cirurgião com um lançamento adicional. Isole o local da anastomose da circulação instalando uma pinça cirúrgica na cabeça e nas extremidades do vaso abdominal. Certifique-se de que as pinças atravessam ambos os vasos em um grau suficiente para garantir a oclusão completa.Use pinça na mão não dominante para fixar a aorta. Realizar aortotomia com agulha calibre 30 na face anterior da aorta. Estender a aortotomia com tesoura microcirúrgica de ponta reta.Para a realização da adenotomia, utilizar pinça reta e aplicar suave tração anterior à veia cava inferior no ponto alinhado com o meio da aortotomia. Utilizar tesoura microcirúrgica curva com o lado côncavo voltado anteriormente para remover um segmento de veia cava inferior de comprimento igual ao da aortotomia. Lave o interior dos vasos abertos do sangue restante com solução de cloreto de sódio heparinizada.Coloque o coração doador no abdome e certifique-se de que a aorta ascendente esteja diretamente ao lado da aortotomia abdominal e o coração seja rotacionado, para que a artéria pulmonar possa ser puxada para a segunda anastomose. Com o uso de náilon 10-O, colocar um ponto de permanência entre a posição 12:00 da aortotomia e a extremidade correspondente da luz da aorta ascendente. Usando pinça de ponta reta em um porta-agulha microcirúrgico, amarre-a com três lances subsequentes do nó de um cirurgião e corte as extremidades para deixar aproximadamente dois milímetros de sutura.Colocar um segundo ponto de permanência entre a posição 6:00 da aortotomia e o aspecto correspondente da aorta ascendente. Como essa sutura também servirá como base para suturas subsequentes, deixe pelo menos 10 milímetros da cauda para a amarração final. Coloque uma sutura contínua contínua de náilon 10-O de forma ascendente para contrapor a borda anatômica direita da aortotomia e a borda livre correspondente da aorta ascendente.Execute este procedimento com cuidado e use aproximadamente quatro arremessos para esta linha. Passar a extremidade livre da sutura ao redor da sutura de permanência distal antes de colocar uma segunda sutura contínua e contínua descendo pelo lado esquerdo anatômico para afetar a aposição com a borda livre remanescente da aortotomia. Amarre a sutura à cauda usando um nó do cirurgião com dois arremessos adicionais.Coloque uma sutura de permanência entre a posição 12:00 da veia cava inferior, a venotomia e a extremidade correspondente da luz da artéria pulmonar. A partir desse ponto de ancoragem, colocar uma sutura contínua e contínua entre a borda anatômica esquerda da artéria pulmonar e a borda correspondente da venotomia. Passar a agulha através da posição 6:00 da venotomia e da extremidade correspondente da luz da artéria pulmonar.De forma ascendente, passar a agulha pela borda livre remanescente da artéria pulmonar e anatômica direita da venotomia. Use uma média de quatro arremessos para essa linha e, em seguida, desenhe as bordas livres finais da artéria pulmonar e da venotomia juntas. Amarre a extremidade livre da sutura à âncora e, usando um instrumento, amarre o nó do cirurgião com dois lances adicionais e corte o fio extra.Verifique se os vasos estão torcidos, o que interferiria no fluxo sanguíneo. Posicione a espuma de gel sobre a linha de sutura. Coloque dois pedaços de espuma de gel de aproximadamente dois milímetros ao redor deles e molde de modo que todas as linhas de sutura visíveis sejam cobertas.Solte as pinças vasculares começando com a pinça de coddle e, em seguida, a pinça cefálica. Como uma pequena quantidade de hemorragia é esperada, posicione preventivamente aplicadores com ponta de algodão sobre os locais da anastomose para fornecer pressão. Depois de corrigir os vazamentos visíveis, verifique se há pulsação no coração.Se estiver ausente, verifique se os vasos cardíacos estão torcendo, reposicione os intestinos sobre e ao redor do coração e umedeça a cavidade peritoneal com solução de cloreto de sódio aquecida se parecer seca. Utilizando a técnica contínua e ininterrupta, fechar a cavidade abdominal com monofilamento de prolene 6-O inabsorvível, suturando-se primeiro a camada muscular, seguida da pele. Uma vez retirado da prancha cirúrgica e fora do anestésico, administrar um mililitro de soro fisiológico aquecido por via subcutânea e colocá-lo em uma gaiola preparada com aquecimento para observação conforme protocolos de recuperação pós-operatória.Recuperação total e aceitação foram observadas no caso de transplantes cardíacos murinos heterotópicos singênicos e congênicos por 100 dias pós-operatórios. No entanto, a rejeição rápida foi observada logo sete dias após a cirurgia em caso de grandes transplantes cardíacos heterotópicos heterotópicos. Durante as anastomoses, você deve manter a consciência de onde sua sutura está dentro do campo cirúrgico.Não fazer isso pode levar a danos críticos nas estruturas ou emaranhamento da sutura. Essas técnicas microcirúrgicas de dissecção e anastomose são altamente aplicáveis a outros modelos cirúrgicos de pequenos mamíferos, incluindo o transplante renal heterotópico e o transplante ortotópico de fígado, permitindo aos pesquisadores estudar a rejeição do enxerto.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

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Um Protocolo de Coleta e coloração Hemócitos do mosquito da febre amarela Aedes aegypti</em

 Mosquitoes are vectors for a number  of disease-causing pathogens such as the yellow fever virus, malaria parasites  and filarial worms. Laboratories are ...

Imunologia e Infecção

Reverse Genetics Mediated Recovery of Infectious Murine Norovirus

Recuperação de reversão genética mediada por norovírus Murina Infecciosas

Human noroviruses are responsible for most cases of human gastroenteritis (GE) worldwide and are recurrent problem in environments where close ...

Isolation of Cortical Microglia with Preserved Immunophenotype and Functionality From Murine Neonates

Isolamento de Cortical Microglia com Imunofenótipo preservada e funcionalidades de murino Os recém-nascidos

Isolation of microglia from CNS tissue is a powerful investigative tool used to study microglial biology ex vivo. The present method details a procedure ...

Isolation, Identification, and Purification of Murine Thymic Epithelial Cells

Isolamento, identificação e purificação de células epiteliais do timo murino

The thymus is a vital organ for T lymphocyte development. Of thymic stromal cells, thymic epithelial cells (TECs) are particularly crucial at multiple ...

Isolation of Murine Lymph Node Stromal Cells

Isolamento de Murino Linfonodo células estromais

Secondary lymphoid organs including lymph nodes are composed of stromal cells that provide a structural environment for homeostasis, activation and ...

Generation of Two-color Antigen Microarrays for the Simultaneous Detection of IgG and IgM Autoantibodies

Geração de duas cores Antigen Microarrays para a detecção simultânea de auto-anticorpos IgG e IgM

Autoantibodies, which are antibodies against self-antigens, are present in many disease states and can serve as markers for disease activity. The levels ...

An Optimized Protocol to Analyze Glycolysis and Mitochondrial Respiration in Lymphocytes

Um protocolo otimizado para analisar glicólise e respiração mitocondrial nos linfócitos

Lymphocytes respond to a variety of stimuli by activating intracellular signaling pathways, which in turn leads to rapid cellular proliferation, migration ...

Isolation of Extracellular Vesicles from Murine Bronchoalveolar Lavage Fluid Using an Ultrafiltration Centrifugation Technique

Isolamento das vesículas extracelulares de fluido broncoalveolar murino, usando uma técnica de centrifugação de ultrafiltração

Extracellular vesicles (EVs) are newly discovered subcellular components that play important roles in many biological signaling functions during ...

An Immunological Model for Heterotopic Heart and Cardiac Muscle Cell Transplantation in Rats

Um modelo imunológico para transplante heterotópico de células cardíacas e cardíacas em ratos

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications ...

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Otimização da Técnica de Manguito para Transplante de Coração de Murine

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...