Name: head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00
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Nous remercions Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha et Amirsoheil Zareh pour leur aide lors de l’entraînement des rats et de la préparation des frondes. Le financement a été fourni par les National Institutes of Health (NIH, numéro de subvention: NS119852) et la Fondation Leducq (numéro de subvention: 15CVD02).

Toutes les procédures étaient conformes aux directives du National Institute of Health et approuvées par le comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Californie à Irvine. Sept rats mâles et une femelle (Sprague-Dawley, poids: 185-350 g) ont été utilisés dans cette étude. Une fois l’étude terminée, les rats ont été sacrifiés en utilisant une surdose de dioxyde de carbone.
1. Conception des différents composants
<ol><li>Conception de...

<ol>
	<li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes.">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li><li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroimaging+of+animal+models+of+brain+disease.">Neuroimaging of animal models of brain disease.</a> British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).</li><li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+repeated+anaesthesia+on+physiological+parameters+in+male+Wistar+rats:+A+telemetric+study+about+isoflurane,+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine,+midazolam+and+fentanyl.">Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl.</a> BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).</li><li>Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+monitoring+in+small+laboratory+mammals+used+in+anesthesiology,+respiratory+and+critical+care+research:+A+systematic+review+on+the+current+reporting+in+top-10+impact+factor+ranked+journals.">Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals.</a> PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).</li><li>Chen-Bee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+and+quantifying+evoked+cortical+activity+assessed+with+intrinsic+signal+imaging.">Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging.</a> Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+triphasic+intrinsic+signal:+Implications+for+functional+imaging.">The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals.">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li><li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint.">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li><li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+functional+architecture+and+local+coupling+between+neuronal+activity+and+the+microcirculation+revealed+by+in+vivo+high-resolution+optical+imaging+of+intrinsic+signals.">Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).</li><li>Chang, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+method+for+functional+brain+imaging+in+awake+minimally+restrained+rats.">Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).</li><li>Stenroos, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+rat+brain+functional+magnetic+resonance+imaging+using+standard+radio+frequency+coils+and+a+3D+printed+restraint+kit.">Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit.</a> Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).</li><li>Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+19+-+Anesthesia+and+Analgesia+(Second+Edition).">Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition).</a> The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).</li><li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+head-fixed+behaving+rat--Procedures+and+pitfalls.">The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls.</a> Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).</li><li>Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acrylic+resin+molding+based+head+fixation+technique+in+rodents.">Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).</li><li>Ferris, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging.">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).</li><li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent.">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li><li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+mouse+imaging:+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging.">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li><li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function.">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499 (2019).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li><li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain.">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li><li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+optical+imaging+of+functional+brain+architecture+in+the+awake+monkey.">High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).</li><li>Roe, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+optical+imaging+of+intrinsic+signals+in+anesthetized+and+awake+monkeys.">Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys.</a> Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).</li><li>Polley, D., Kva&#353;&#328;&#225;k, E., Frostig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naturalistic+experience+transforms+sensory+maps+in+the+adult+cortex+of+caged+animals.">Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals.</a> Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).</li></ol>

L’utilisation de l’imagerie éveillée et fixe de la tête chez le rat offre de nombreux avantages en termes de facilité et de personnalisation. Les élingues conçues sur mesure permettent aux rats d’être enveloppés dans un matériau de filet respirant, éliminant ainsi le besoin d’enfermer les animaux dans des chambres de retenue en plastique fermées pendant de longues périodes10,11. Les rats sont gardés calmes et sans stress pendant les longues d...

La plupart des examens scientifiques de neuroimagerie fondamentale, préclinique et translationnelle sont acquis à partir d’animaux anesthésiés 1,2. Les anesthésiques facilitent l’expérimentation, mais influencent continuellement le métabolisme, la pression artérielle et la fréquence cardiaque du cerveau etdu corps 3. Le type d’anesthésique ainsi que la durée et la voie d’administration ajoutent des variables confusionnelles à l’interprétation des données qui pourraient contribuer à la reproductibilité et aux échecs translationnels4. Un goulot d’étranglement majeur des études de neuroimagerie de rat éveillées et fixées sur la tête est la nécessité de garder le rat immobile et calme tout au long des processus de préparation et d’acquisition de données. De petits mouvements produisent des artefacts de mouvement injustifiés, qui peuvent nuire à l’analyse et à l’interprétation des données.
Un nouveau modèle de neuroimagerie à partir de rats éveillés et fixés à la tête à l’aide d’élingues personnalisées, d’implants de tête imprimés en trois dimensions (3D), de casques et d’un chevalement a été conçu qui offre plusieurs avantages pour une expérimentation facile. L’implant de tête 3D est léger et couvre une petite partie du crâne nécessaire à la transfixation. Les implants de tête et les capuchons imprimés en 3D sont conçus à l’aide d’un logiciel de conception assistée par ordinateur (CAO). Les protocoles de stimulation des moustaches, d’acquisition de données, d’analyse de données et les résultats de rats anesthésiés ont été décrits en détail dans des travaux antérieurs 5,6,7.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Rats</td>
			<td >Charles River</td>
			<td >Sprague Dawley</td>
			<td ></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isoflurane</td>
			<td >Pivetal</td>
			<td >21295098</td>
			<td>General anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lidocaine HCl 2% injection</td>
			<td >Phoenix</td>
			<td >L-2000-04</td>
			<td>Local anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Atropine sulfate injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >5098907512</td>
			<td>Help in respiration</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lactated Ringer&#39;s injection solution</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >50989088317</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Flunixin injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >6064408670</td>
			<td>Pain management</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%)</td>
			<td >VetOne</td>
			<td >501084</td>
			<td>Avoid infection</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PromAce injection (Acepromazine maleate)</td>
			<td >Beohringer Ingelheim</td>
			<td >136059</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Animax ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >122-75</td>
			<td>active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Puralube ophthalmic ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >211-38</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Povidone-iodine PVP prep pads</td>
			<td >Medline</td>
			<td >MDS093917</td>
			<td>Betadine generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isopropyl alcohol swabs</td>
			<td >BD</td>
			<td >326895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vetbond tissue adhesive</td>
			<td >3M</td>
			<td >1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#3 bur</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel</td>
			<td >J.I. Morris</td>
			<td >F0090CE125</td>
			<td>Anchor screws</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stereotaxic system</td>
			<td >Kopf Instruments</td>
			<td >1430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Homeothermic heating blanket</td>
			<td >Harvard Apparatus</td>
			<td >50-7220-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pulse oximeter &#38; heart rate monitor</td>
			<td >Kent Scientific</td>
			<td >MouseStat Jr.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Petrolatum</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >P66-1LB</td>
			<td>Vaseline generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Wire, bare copper</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >15-545-2C</td>
			<td>20 gauge</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure powder</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0054&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure liquid</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0078&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicone mold rubber</td>
			<td >Smooth-On</td>
			<td >Body Double Fast</td>
			<td>silicon polymer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metricide 28 (Germicide)</td>
			<td >Metrex</td>
			<td >Oct-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >India ink, black</td>
			<td >Pelikan</td>
			<td >301051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dental drill</td>
			<td >NSK Dental</td>
			<td >Ultimate XL-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >3D printer</td>
			<td >Prusa Research</td>
			<td >i3 MK3S+</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sew on fasteners</td>
			<td >Velcro</td>
			<td >90030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pet screening utility fabric</td>
			<td >Joann</td>
			<td >10173334</td>
			<td>Netting material</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#1 bur</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats

Les anesthésiques, couramment utilisés dans la recherche préclinique et scientifique fondamentale, ont une influence dépressive sur les fonctions métaboliques, neuronales et vasculaires du cerveau et peuvent influencer négativement les résultats neurophysiologiques. L’utilisation d’animaux éveillés pour les études de recherche est avantageuse, mais pose le défi majeur de garder les animaux calmes et immobiles pour minimiser les artefacts de mouvement tout au long de l’acquisition de données. L’imagerie éveillée chez les rongeurs de petite taille (p. ex. souris) est très courante, mais reste rare chez les rats, car les rats sont plus gros, plus forts et ont une plus grande tendance à s’opposer aux contraintes de mouvement et à la fixation de la tête pendant les longues durées requises pour l’imagerie. Un nouveau modèle de neuroimagerie de rats éveillés et fixés à la tête à l’aide d’élingues cousues à la main, d’implants de tête imprimés en 3D, de casques et d’un chevalement est décrit. Les résultats obtenus à la suite d’un seul essai de stimulation à moustache unique suggèrent une augmentation de l’intensité de la réponse fonctionnelle évoquée. L’acquisition de la réponse fonctionnelle évoquée chez des rats éveillés fixés à la tête est plus rapide que celle des rats anesthésiés, fiable, reproductible et peut être utilisée pour des études longitudinales répétées.

Les signaux d’imagerie optique représentatifs d’un seul essai sur un rat anesthésié et la réponse additionnée (de 40 essais recueillis) d’un rat éveillé sont présentés (Figure 4). L’intensité du signal pour la stimulation à moustache unique d’un rat éveillé peut être visualisée à un seuil plus élevé que pour le rat anesthésié, montrant un signal plus fort de l’animal éveillé. Les moustaches C2 des rats sont stimulées à 5 Hz pendant 1 s, et la réponse fonc...

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Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Une nouvelle procédure détaillée pour l’imagerie fonctionnelle de rats éveillés et fixés à la tête est décrite.

Implants de tête pour la neuroimagerie de rats éveillés fixés à la tête

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

La plupart des travaux de base et translationnels proviennent d’animaux anesthésiés. Les anesthésiques peuvent ajouter des variables confusionnelles à l’analyse et à l’interprétation des données. Ce travail permet à l’imagerie éveillée chez le rat de contourner ce problème.Cette conception est assez simple. L’ensemble est léger, il ne nuit donc pas à la vie normale de l’animal. Cela signifie qu’il peut également être utilisé pour l’imagerie chronique à long terme.Le Dr Mehwish Bhatti, postdoctorant senior de notre laboratoire, aidera à démontrer cette procédure. Commencez par faire l’implant de tête à l’aide d’un logiciel de CAO pour imager la zone postérieure au bregma et adjacente à la ligne médiane centrée sur le cortex somatosensoriel. Assurez-vous que l’implant de tête couvre une zone de 0,9 à 1,9 millimètre sur le crâne, loin de la zone d’imagerie.Utilisez seulement trois vis pour ancrer l’implant de tête sur le crâne du rat. Concevez tous les trous de vis du côté opposé de la ligne médiane dans la partie controlatérale de l’hémisphère de l’image. Pour permettre aux fils de fixer le capuchon de tête à l’implant de tête, placez une barre creuse dans la partie supérieure de l’implant de tête.Ensuite, concevez le capuchon en veillant à ce qu’il couvre entièrement la zone d’imagerie et le protège de tout traumatisme. Ajoutez une courbure au capuchon de tête afin qu’il s’aligne sur la forme de la tête sans causer de difficulté aux activités quotidiennes de l’animal dans les cages aménagées standard. Coupez le côté intérieur du capuchon de tête dans une forme rectangulaire plus large afin que la partie supérieure de l’implant de tête puisse s’y insérer.Perpendiculairement à ce rectangle, coupez deux autres régions rectangulaires pour ancrer le capuchon de tête à l’implant de tête. Pour fixer le capuchon de tête sur la tête du rat, passez les fils à travers la barre supérieure creusée de l’implant de tête. Concevez le cadre de tête de manière à ce qu’une partie coupée puisse se déplacer à travers la barre supérieure de l’implant de tête et soit fixée à l’aide d’une pince.Pour rendre le côté controlatéral accessible à l’imagerie, inclinez l’autre partie coupée pour fournir une résistance supplémentaire pour maintenir la tête du rat fixe. Imprimez l’implant de tête et le capuchon de tête à l’aide de l’imprimante 3D. Mesurer le poids de l’animal pour calculer la quantité d’anesthésique à administrer.Anesthésier l’animal en injectant du pentobarbital sodique par voie intrapéritonéale. Plusieurs alternatives anesthésiques peuvent être utilisées dans cette chirurgie telles que l’isoflurane, la kétamine ou la xylazine. Injectez de l’atropine par voie intramusculaire pour réduire les sécrétions de mucus tout en respirant.À l’aide d’une tondeuse à cheveux, rasez la tête du rat en commençant entre les yeux jusqu’à l’arrière des oreilles à cinq millimètres centrés autour de la ligne médiane. Ensuite, surveillez la saturation partielle en oxygène et la fréquence cardiaque à l’aide d’un oxymètre de pouls et d’une sonde de moniteur de fréquence cardiaque fixée à la patte arrière du rat. Essuyez la tête du rat et la zone environnante trois fois avec de la bétadine et des lingettes alcoolisées à 70% alternativement.Fixez le rat dans un système stéréotaxique. Ensuite, insérez une sonde rectale lubrifiée à la vaseline pour mesurer la température corporelle du rat et maintenez-la grâce au système de rétroaction de la couverture chauffante pour éviter l’hypothermie après l’administration d’anesthésiques. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux pour éviter le dessèchement.Administrer 2% d’anesthésique local par voie sous-cutanée sur le site chirurgical et trois millimètres de solution de Ringer lactated à température ambiante par voie sous-cutanée pour prévenir la déshydratation et fournir une alimentation pendant la chirurgie. À l’aide de ciseaux chirurgicaux tranchants, retirez la partie de la peau sur le site chirurgical. Disséquer et enlever une partie de la peau entre l’oreille et l’œil sur la partie temporale de la tête.À l’aide d’un scalpel, retirez le tissu cutané sous-jacent pour exposer le crâne. Nettoyez ensuite le crâne à l’aide de gaze de coton stérilisée. Coupez le muscle temporal et exposez la région du crâne sur l’hémisphère controlatéral pour l’implant de tête.Placez l’implant de tête sur le crâne pour déterminer l’emplacement des vis d’ancrage pour l’implant. Maintenant, marquez le crâne en utilisant de l’encre de Chine pour percer les vis avec le foret un. Percez les trous de bavure pour les vis à l’aide du foret dentaire trois et vissez l’implant de tête en place.Séchez le crâne à l’aide de gaze stérile et appliquez une fine couche d’adhésif tissulaire autour et sous l’implant de tête pour le coller au crâne. Utilisez du ciment dentaire pour soutenir davantage l’implant de tête en place et laissez le ciment sécher pendant deux à trois minutes. En outre, utilisez le foret dentaire trois pour diminuer l’épaisseur d’une zone de 7,5 millimètres par 7,5 millimètres sur le côté gauche du crâne juste en arrière du bregma et latéralement à la ligne médiane à 50 micromètres.Appliquez une pommade antibiotique topique sur le site chirurgical, puis recouvrez-la d’une fine couche de caoutchouc de silicone pour protéger le crâne mince. Ensuite, couvrez le site chirurgical à l’aide du capuchon de tête et fixez-le en place avec les deux petits morceaux de fils traversant à la fois l’implant de tête et le capuchon de tête. Appliquez du caoutchouc de silicone pour couvrir le capuchon et le crâne afin de stabiliser le capuchon de tête plus loin sur la tête du rat.Administrer de la buprénorphine et des antibiotiques par voie intrapéritonéale pour gérer la douleur et l’inflammation et prévenir l’infection respectivement. Les signaux d’imagerie optique de la réponse additionnée d’un rat éveillé et d’un seul essai d’un rat anesthésié sont montrés. La réponse fonctionnelle du rat fixe à tête éveillée est 140 fois plus forte que celle du rat anesthésié.Veillez à ne pas ajouter trop de ciment sur la plaque de tête. Il peut empêcher le bouchon d’être correctement fixé. Cette méthode peut être largement appliquée à la neuroimagerie du crâne mince fixe à tête éveillée.Avec les craniotomies, il peut être étendu à d’autres protocoles de neuroimagerie, y compris l’imagerie par ultrasons fonctionnels, l’imagerie calcique et l’imagerie par fluorescence. L’imagerie éveillée permettra un nouveau corpus de travail sans les variables confusionnelles introduites avec les anesthésiques.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Basics of Multivariate Analysis in Neuroimaging Data

Bases de la neuroimagerie analyse multivariée des données

Multivariate analysis techniques for neuroimaging data have recently received increasing attention as they have many attractive features that cannot be ...

Recherche

Neurosciences

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

Préparation d&#39;une souris Awake pour l&#39;enregistrement des réponses de neurones et l&#39;injection de traceurs

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

Suivi juxtacellulaire et localisation des neurones unique au sein de structures cérébrales sous-corticales d&#39;alerte, Head-Rats retenu

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Méthode chirurgicale pour Virally Mediated Gene livraison à l&#39;oreille de la souris intérieure à travers la membrane de fenêtre ronde

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modélisation de Cancerous Neural Invasion: Le ganglion de racine dorsale Modèle

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy (NIRS) Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy NIRS Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Méthodes de champ de la neuro-imagerie utilisation fonctionnelle près Neuroimaging spectroscopie infrarouge (NIRS) pour étudier le développement Global de l’enfant : zones rurales d’Afrique subsaharienne

Portable neuroimaging approaches provide new advances to the study of brain function and brain development with previously inaccessible populations and in ...

Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Visualisation de la protéine Kinase Une activité chez des souris à behaving à l'aide de la microscopie d'imagerie à deux photons in vivo fluorescence à vie

Neuromodulation exerts powerful control over brain function. Dysfunction of neuromodulatory systems results in neurological and psychiatric disorders. ...

Preparation of the Rat Vocal Fold for Neuromuscular Analyses

Préparation du pli vocal du rat pour les analyses neuromusculaires

The purpose of this tutorial is to describe the preparation of the rat vocal fold for histochemical neuromuscular study. This protocol outlines procedures ...