Name: head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00
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Wir danken Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha und Amirsoheil Zareh für ihre Hilfe beim Training der Ratten und bei der Vorbereitung der Schlingen. Die Finanzierung erfolgte durch die National Institutes of Health (NIH, Fördernummer: NS119852) und die Leducq Foundation (Fördernummer: 15CVD02).

Alle Verfahren entsprachen den Richtlinien des National Institute of Health und wurden von der University of California, Irvine Animal Care and Use Committee, genehmigt. Sieben Männchen und eine weibliche Ratte (Sprague-Dawley, Gewicht: 185-350 g) wurden in dieser Studie verwendet. Nach Abschluss der Studie wurden die Ratten mit einer Überdosis Kohlendioxid getötet.
1. Design verschiedener Komponenten
<ol><li>Aufbau des Kopfimplantats:<ol><li>Stellen Sie das Kopfimplantat...

<ol>
	<li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes.">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li><li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. 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D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals.">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li><li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint.">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li><li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. 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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging.">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).</li><li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent.">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li><li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+mouse+imaging:+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging.">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li><li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function.">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499 (2019).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li><li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain.">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li><li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. 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Die Verwendung der wachen, kopffixierten Rattenbildgebung bietet viele Vorteile in Bezug auf Benutzerfreundlichkeit und Individualisierung. Die speziell angefertigten Schlingen ermöglichen es, die Ratten durch atmungsaktives Netzmaterial zu wickeln, so dass die Tiere nicht über längere Zeiträume in geschlossene Rückhaltekammern aus Kunststoff eingeschlossen werdenmüssen 10,11. Ratten werden während der langen Dauer aufeinanderfolgender Bildgebungssitzungen...

Die meisten grundlegenden, präklinischen und translationalen wissenschaftlichen Neuroimaging-Untersuchungen werden von anästhesierten Tieren gewonnen 1,2. Anästhetika erleichtern das Experimentieren, beeinflussen aber kontinuierlich den Stoffwechsel des Gehirns und des Körpers, den Blutdruck und die Herzfrequenz3. Die Art des Anästhetikums sowie die Dauer und der Verabreichungsweg fügen der Dateninterpretation Störvariablen hinzu, die zur Reproduzierbarkeit und zu Translationsfehlern beitragen können4. Ein großer Engpass bei wachen, kopffixierten Neuroimaging-Studien an Ratten ist die Anforderung, die Ratte während des gesamten Vorbereitungs- und Datenerfassungsprozesses stationär und ruhig zu halten. Kleine Bewegungen erzeugen ungerechtfertigte Bewegungsartefakte, die sich negativ auf die Datenanalyse und -interpretation auswirken können.
Es wurde ein neues Modell der Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten mit maßgeschneiderten Schlingen, dreidimensionalen (3D) gedruckten Kopfimplantaten, Kopfkappen und einem Kopfgestell entwickelt, das mehrere Vorteile für einfache Experimente bietet. Das 3D-Kopfimplantat ist leicht und bedeckt einen kleinen Teil des Schädels, der für die Transfixierung benötigt wird. Die 3D-gedruckten Kopfimplantate und -kappen werden mit Hilfe von CAD-Software (Computer-Aided Design) entworfen. Die Protokolle der Schnurrhaarstimulation, der Datenerfassung, der Datenanalyse und der Ergebnisse von anästhesierten Ratten wurden in früheren Arbeiten ausführlich beschrieben 5,6,7.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Rats</td>
			<td >Charles River</td>
			<td >Sprague Dawley</td>
			<td ></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isoflurane</td>
			<td >Pivetal</td>
			<td >21295098</td>
			<td>General anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lidocaine HCl 2% injection</td>
			<td >Phoenix</td>
			<td >L-2000-04</td>
			<td>Local anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Atropine sulfate injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >5098907512</td>
			<td>Help in respiration</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lactated Ringer&#39;s injection solution</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >50989088317</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Flunixin injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >6064408670</td>
			<td>Pain management</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%)</td>
			<td >VetOne</td>
			<td >501084</td>
			<td>Avoid infection</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PromAce injection (Acepromazine maleate)</td>
			<td >Beohringer Ingelheim</td>
			<td >136059</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Animax ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >122-75</td>
			<td>active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Puralube ophthalmic ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >211-38</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Povidone-iodine PVP prep pads</td>
			<td >Medline</td>
			<td >MDS093917</td>
			<td>Betadine generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isopropyl alcohol swabs</td>
			<td >BD</td>
			<td >326895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vetbond tissue adhesive</td>
			<td >3M</td>
			<td >1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#3 bur</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel</td>
			<td >J.I. Morris</td>
			<td >F0090CE125</td>
			<td>Anchor screws</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stereotaxic system</td>
			<td >Kopf Instruments</td>
			<td >1430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Homeothermic heating blanket</td>
			<td >Harvard Apparatus</td>
			<td >50-7220-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pulse oximeter &#38; heart rate monitor</td>
			<td >Kent Scientific</td>
			<td >MouseStat Jr.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Petrolatum</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >P66-1LB</td>
			<td>Vaseline generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Wire, bare copper</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >15-545-2C</td>
			<td>20 gauge</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure powder</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0054&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure liquid</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0078&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicone mold rubber</td>
			<td >Smooth-On</td>
			<td >Body Double Fast</td>
			<td>silicon polymer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metricide 28 (Germicide)</td>
			<td >Metrex</td>
			<td >Oct-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >India ink, black</td>
			<td >Pelikan</td>
			<td >301051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dental drill</td>
			<td >NSK Dental</td>
			<td >Ultimate XL-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >3D printer</td>
			<td >Prusa Research</td>
			<td >i3 MK3S+</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sew on fasteners</td>
			<td >Velcro</td>
			<td >90030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pet screening utility fabric</td>
			<td >Joann</td>
			<td >10173334</td>
			<td>Netting material</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#1 bur</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats

Anästhetika, die häufig in der präklinischen und grundlagenwissenschaftlichen Forschung eingesetzt werden, haben einen depressiven Einfluss auf die metabolischen, neuronalen und vaskulären Funktionen des Gehirns und können neurophysiologische Ergebnisse negativ beeinflussen. Die Verwendung wacher Tiere für Forschungsstudien ist vorteilhaft, stellt aber die große Herausforderung dar, die Tiere ruhig und stationär zu halten, um Bewegungsartefakte während der gesamten Datenerfassung zu minimieren. Die Bildgebung im Wachzustand bei kleineren Nagetieren (z. B. Mäusen) ist sehr häufig, bleibt aber bei Ratten selten, da Ratten größer und stärker sind und eine größere Tendenz haben, sich Bewegungsbeschränkungen und Kopffixierungen über die langen Zeiträume zu widersetzen, die für die Bildgebung erforderlich sind. Ein neues Modell der Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten unter Verwendung von maßgeschneiderten handgenähten Schlingen, 3D-gedruckten Kopfimplantaten, Kopfkappen und einem Kopfgestell wird beschrieben. Die Ergebnisse, die nach einem einzigen Versuch mit der Stimulation eines einzelnen Schnurrhaars erzielt wurden, deuten auf eine Zunahme der Intensität der evozierten funktionellen Antwort hin. Die Erfassung der evozierten funktionellen Antwort von wachen, kopffixierten Ratten ist schneller als die von anästhesierten Ratten, zuverlässig, reproduzierbar und kann für wiederholte Längsschnittstudien verwendet werden.

Die repräsentativen optischen Bildgebungssignale eines einzelnen Versuchs mit einer anästhesierten Ratte und das summierte Ansprechen (von 40 gesammelten Studien) einer wachen Ratte sind dargestellt (Abbildung 4). Die Signalintensität für die Stimulation mit einem Schnurrbart kann bei einer wachen Ratte an einem höheren Schwellenwert als bei der anästhesierten Ratte visualisiert werden, was ein stärkeres Signal des wachen Tieres zeigt. Die C2-Schnurrhaare der Ratten werden 1 s lang mi...

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Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Ein detailliertes neues Verfahren zur funktionellen Bildgebung von wachen, kopffixierten Ratten wird beschrieben.

Kopfimplantate für die Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Die meisten grundlegenden und translationalen Arbeiten stammen von anästhesierten Tieren. Anästhetika können der Datenanalyse und -interpretation Störvariablen hinzufügen. Diese Arbeit ermöglicht es der Wachbildgebung bei Ratten, dieses Problem zu umgehen.Dieses Design ist recht einfach. Die gesamte Baugruppe ist leicht, so dass sie das normale Leben des Tieres nicht beeinträchtigt. Das bedeutet, dass es auch für die langfristige chronische Bildgebung verwendet werden kann.Bei der Demonstration dieses Verfahrens wird Dr. Mehwish Bhatti, ein leitender Postdoktorand aus unserem Labor, helfen. Beginnen Sie mit der Herstellung des Kopfimplantats mit einer CAD-Software, um den Bereich hinter dem Bregma und neben der Mittellinie, die auf dem somatosensorischen Kortex zentriert ist, abzubilden. Stellen Sie sicher, dass das Kopfimplantat einen Bereich von 0,9 bis 1,9 Millimetern auf dem Schädel abdeckt, der vom Bildgebungsbereich entfernt ist.Verwenden Sie nur drei Schrauben, um das Kopfimplantat am Rattenschädel zu verankern. Entwerfen Sie alle Schraubenlöcher auf der gegenüberliegenden Seite der Mittellinie im kontralateralen Teil der Bildhalbkugel. Damit die Kopfkappe mit Drähten am Kopfimplantat befestigt werden kann, platzieren Sie einen Hohlstab im oberen Teil des Kopfimplantats.Entwerfen Sie als Nächstes die Kappe und stellen Sie sicher, dass sie den Bildgebungsbereich vollständig abdeckt und vor Traumata schützt. Fügen Sie der Kopfkappe eine Krümmung hinzu, damit sie sich an die Form des Kopfes anpasst, ohne die täglichen Aktivitäten des Tieres in den standardmäßig ausgestalteten Käfigen zu erschweren. Schneiden Sie die Innenseite der Kopfkappe in eine breitere rechteckige Form, damit der obere Teil des Kopfimplantats hineinpasst.Schneiden Sie senkrecht zu diesem Rechteck zwei weitere rechteckige Bereiche ab, um die Kopfkappe am Kopfimplantat zu verankern. Um die Kopfkappe auf dem Kopf der Ratte zu befestigen, führen Sie die Drähte durch den oberen ausgehöhlten Stab des Kopfimplantats. Gestalten Sie das Kopfgestell so, dass sich ein geschnittenes Teil durch den oberen Steg des Kopfimplantats bewegen kann und mit einer Klemme fixiert wird.Um die kontralaterale Seite für die Bildgebung zugänglich zu machen, winkeln Sie den anderen geschnittenen Teil an, um zusätzliche Festigkeit zu bieten, um den Rattenkopf fixiert zu halten. Drucken Sie das Kopfimplantat und die Kopfkappe mit dem 3D-Drucker. Messen Sie das Gewicht des Tieres, um die Menge des zu verabreichenden Anästhetikums zu berechnen.Betäuben Sie das Tier durch intraperitoneale Injektion von Natrium-Pentobarbital. Bei dieser Operation können mehrere Anästhesiealternativen wie Isofluran, Ketamin oder Xylazin verwendet werden. Injizieren Sie Atropin intramuskulär, um die Schleimsekretion während der Atmung zu reduzieren.Rasieren Sie mit einem Haarschneider den Kopf der Ratte, beginnend zwischen den Augen bis zur Rückseite der Ohren, fünf Millimeter um die Mittellinie zentriert. Überwachen Sie dann die partielle Sauerstoffsättigung und die Herzfrequenz mit einem Pulsoximeter und einer Herzfrequenzmessersonde, die am Hinterbein der Ratte befestigt ist. Wischen Sie den Kopf der Ratte und die Umgebung dreimal mit Betadine und alternativ mit 70%igen Alkoholtüchern ab.Fixiere die Ratte in einem stereotaktischen System. Führen Sie als Nächstes eine mit Vaseline geschmierte rektale Sonde ein, um die Körpertemperatur der Ratte zu messen und sie durch das Rückkopplungssystem der Heizdecke aufrechtzuerhalten, um eine Unterkühlung nach der Verabreichung des Anästhetikums zu vermeiden. Tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf, um ein Austrocknen zu verhindern.Verabreichen Sie 2 % Lokalanästhetikum subkutan über die Operationsstelle und drei Millimeter laktatierte Ringer-Lösung bei Raumtemperatur subkutan, um eine Austrocknung zu verhindern und die Versorgung während der Operation zu gewährleisten. Entfernen Sie mit einer scharfen chirurgischen Schere den Teil der Haut über der Operationsstelle. Präparieren und entfernen Sie einen Teil der Haut zwischen Ohr und Auge im temporalen Teil des Kopfes.Entfernen Sie mit einem Skalpell das darunter liegende Hautgewebe, um den Schädel freizulegen. Reinigen Sie dann den Schädel mit sterilisierter Baumwollgaze. Durchtrennen Sie den Schläfenmuskel und legen Sie den Schädelbereich auf der kontralateralen Hemisphäre für das Kopfimplantat frei.Setzen Sie das Kopfimplantat auf den Schädel, um die Position der Verankerungsschrauben für das Implantat zu bestimmen. Markieren Sie nun den Schädel mit Tusche, um die Schrauben mit dem Bohrer zu bohren. Bohren Sie die Gratlöcher für die Schrauben mit dem Dentalbohrer drei und schrauben Sie das Kopfimplantat fest.Trocknen Sie den Schädel mit steriler Gaze und tragen Sie eine dünne Schicht Gewebekleber um und unter dem Kopfimplantat auf, um es auf den Schädel zu kleben. Verwenden Sie Zahnzement, um das Kopfimplantat weiter zu stützen, und lassen Sie den Zement zwei bis drei Minuten trocknen. Verwenden Sie außerdem den dritten Zahnbohrer, um die Dicke eines 7,5 Millimeter mal 7,5 Millimeter großen Bereichs auf der linken Seite des Schädels direkt hinter dem Bregma und seitlich der Mittellinie auf 50 Mikrometer zu verringern.Tragen Sie eine topische antibiotische Salbe auf die Operationsstelle auf und bedecken Sie sie dann mit einer dünnen Schicht Silikonkautschuk, um den dünnen Schädel zu schützen. Decken Sie als Nächstes die Operationsstelle mit der Kopfkappe ab und fixieren Sie sie mit den beiden kleinen Drähten, die sowohl durch das Kopfimplantat als auch durch die Kopfkappe verlaufen. Tragen Sie Silikonkautschuk auf, um die Kopfkappe und den Schädel zu bedecken, um die Kopfkappe weiter auf dem Kopf der Ratte zu stabilisieren.Verabreichen Sie Buprenorphin und Antibiotika intraperitoneal, um Schmerzen und Entzündungen zu behandeln bzw. Infektionen vorzubeugen. Gezeigt werden die optischen Bildgebungssignale aus der summierten Antwort einer wachen Ratte und einem Einzelversuch einer anästhesierten Ratte. Die funktionelle Reaktion der Ratte mit festem Wachkopf ist 140-mal stärker als die der anästhesierten Ratte.Achten Sie darauf, nicht zu viel Zement über die Kopfplatte zu geben. Es kann verhindern, dass die Kappe richtig befestigt wird. Diese Methode kann in großem Umfang auf die Neurobildgebung des wachen Kopfes mit fixiertem dünnem Schädel angewendet werden.Mit Kraniotomien kann es auf andere Neuroimaging-Protokolle ausgeweitet werden, einschließlich funktioneller Ultraschallbildgebung, Kalziumbildgebung und Fluoreszenzbildgebung. Die Bildgebung im Wachzustand ermöglicht eine neue Arbeit ohne die verwirrenden Variablen, die mit Anästhetika eingeführt werden.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Basics of Multivariate Analysis in Neuroimaging Data

Grundlagen der multivariaten Analyse in Neuroimaging-Daten

Multivariate analysis techniques for neuroimaging data have recently received increasing attention as they have many attractive features that cannot be ...

Forschung

Neurowissenschaften

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

Die Erstellung eines Awake Mausklick für Aufnahme neuronalen Antworten und Einspeisen von Tracer

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Chirurgische Verfahren zum viral vermittelte Gentransfer in die Maus-Innenohr über die runde Fenstermembran

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In - vitro - Modellierung von Cancerous Neural Invasion: The Dorsalwurzelganglion Modell

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy (NIRS) Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy NIRS Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Neuroimaging Feldmethoden mit funktionalen in der Nähe von Infrarot-Spektroskopie (NIRS) Neuroimaging, globale Kindesentwicklung zu studieren: ländliche Subsahara-Afrika

Portable neuroimaging approaches provide new advances to the study of brain function and brain development with previously inaccessible populations and in ...

Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Visualisierung der Proteinkinase Eine Aktivität bei kopffixierten Behaving Mäusen mit In Vivo Zweiphotonen fluoreszenz Lifetime Imaging Microscopy

Neuromodulation exerts powerful control over brain function. Dysfunction of neuromodulatory systems results in neurological and psychiatric disorders. ...

Preparation of the Rat Vocal Fold for Neuromuscular Analyses

Vorbereitung der Stimmlippe der Ratte für neuromuskuläre Analysen

The purpose of this tutorial is to describe the preparation of the rat vocal fold for histochemical neuromuscular study. This protocol outlines procedures ...