Name: head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00
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Ringraziamo Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha e Amirsoheil Zareh per il loro aiuto durante l'addestramento dei ratti e la preparazione delle imbracature. Il finanziamento è stato fornito dal National Institutes of Health (NIH, numero di sovvenzione: NS119852) e dalla Fondazione Leducq (numero di sovvenzione: 15CVD02).

Tutte le procedure erano conformi alle linee guida del National Institute of Health e approvate dall'Università della California, Irvine Animal Care and Use Committee. In questo studio sono stati utilizzati sette maschi e una femmina di ratto (Sprague-Dawley, peso: 185-350 g). Dopo il completamento dello studio, i ratti sono stati sacrificati usando overdose di anidride carbonica.
1. Progettazione di diversi componenti
<ol><li>Progettazione dell'impianto cranico:<ol><li>Rea...

<ol>
	<li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes.">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li><li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroimaging+of+animal+models+of+brain+disease.">Neuroimaging of animal models of brain disease.</a> British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).</li><li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+repeated+anaesthesia+on+physiological+parameters+in+male+Wistar+rats:+A+telemetric+study+about+isoflurane,+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine,+midazolam+and+fentanyl.">Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl.</a> BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).</li><li>Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+monitoring+in+small+laboratory+mammals+used+in+anesthesiology,+respiratory+and+critical+care+research:+A+systematic+review+on+the+current+reporting+in+top-10+impact+factor+ranked+journals.">Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals.</a> PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).</li><li>Chen-Bee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+and+quantifying+evoked+cortical+activity+assessed+with+intrinsic+signal+imaging.">Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging.</a> Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+triphasic+intrinsic+signal:+Implications+for+functional+imaging.">The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals.">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li><li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint.">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li><li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+functional+architecture+and+local+coupling+between+neuronal+activity+and+the+microcirculation+revealed+by+in+vivo+high-resolution+optical+imaging+of+intrinsic+signals.">Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).</li><li>Chang, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+method+for+functional+brain+imaging+in+awake+minimally+restrained+rats.">Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).</li><li>Stenroos, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+rat+brain+functional+magnetic+resonance+imaging+using+standard+radio+frequency+coils+and+a+3D+printed+restraint+kit.">Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit.</a> Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).</li><li>Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+19+-+Anesthesia+and+Analgesia+(Second+Edition).">Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition).</a> The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).</li><li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+head-fixed+behaving+rat--Procedures+and+pitfalls.">The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls.</a> Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).</li><li>Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acrylic+resin+molding+based+head+fixation+technique+in+rodents.">Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).</li><li>Ferris, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging.">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).</li><li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent.">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li><li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+mouse+imaging:+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging.">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li><li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function.">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499 (2019).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li><li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain.">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li><li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+optical+imaging+of+functional+brain+architecture+in+the+awake+monkey.">High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).</li><li>Roe, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+optical+imaging+of+intrinsic+signals+in+anesthetized+and+awake+monkeys.">Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys.</a> Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).</li><li>Polley, D., Kva&#353;&#328;&#225;k, E., Frostig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naturalistic+experience+transforms+sensory+maps+in+the+adult+cortex+of+caged+animals.">Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals.</a> Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).</li></ol>

L'uso dell'imaging del ratto sveglio e fissato con la testa offre molti vantaggi in termini di facilità e personalizzazione. Le imbracature progettate su misura consentono ai ratti di essere avvolti attraverso materiale di rete traspirante, eliminando la necessità di racchiudere gli animali in camere di contenimento di plastica chiuse per lunghi periodi di tempo10,11. I ratti sono mantenuti calmi e senza stress per tutta la lunga durata delle successive session...

La maggior parte delle indagini scientifiche di neuroimaging di base, precliniche e traslazionali sono acquisite da animali anestetizzati 1,2. Gli anestetici facilitano la sperimentazione ma influenzano continuamente il metabolismo del cervello e del corpo, la pressione sanguigna e la frequenza cardiaca3. Il tipo di anestetico e la durata e la via di somministrazione aggiungono variabili confondenti all'interpretazione dei dati che potrebbero contribuire alla riproducibilità e ai fallimenti traslazionali4. Uno dei principali colli di bottiglia degli studi di neuroimaging del ratto sveglio e fissato con la testa è la necessità di mantenere il ratto fermo e calmo durante i processi di preparazione e acquisizione dei dati. Piccoli movimenti producono artefatti di movimento ingiustificati, che possono influire negativamente sull'analisi e sulle interpretazioni dei dati.
È stato ideato un nuovo modello di neuroimaging da ratti svegli e fissi con la testa utilizzando imbracature personalizzate, protesi per la testa tridimensionali stampate in 3D, tappi per la testa e un telaio per la testa che offre diversi vantaggi per una facile sperimentazione. L'impianto cranico 3D è leggero e copre una piccola porzione del cranio necessaria per il transfixing. Gli impianti cranici e i cappucci stampati in 3D sono progettati utilizzando software CAD (computer-aided design). I protocolli di stimolazione dei baffi, acquisizione dei dati, analisi dei dati e risultati di ratti anestetizzati sono stati descritti in dettaglio nel precedente lavoro 5,6,7.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Rats</td>
			<td >Charles River</td>
			<td >Sprague Dawley</td>
			<td ></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isoflurane</td>
			<td >Pivetal</td>
			<td >21295098</td>
			<td>General anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lidocaine HCl 2% injection</td>
			<td >Phoenix</td>
			<td >L-2000-04</td>
			<td>Local anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Atropine sulfate injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >5098907512</td>
			<td>Help in respiration</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lactated Ringer&#39;s injection solution</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >50989088317</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Flunixin injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >6064408670</td>
			<td>Pain management</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%)</td>
			<td >VetOne</td>
			<td >501084</td>
			<td>Avoid infection</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PromAce injection (Acepromazine maleate)</td>
			<td >Beohringer Ingelheim</td>
			<td >136059</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Animax ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >122-75</td>
			<td>active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Puralube ophthalmic ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >211-38</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Povidone-iodine PVP prep pads</td>
			<td >Medline</td>
			<td >MDS093917</td>
			<td>Betadine generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isopropyl alcohol swabs</td>
			<td >BD</td>
			<td >326895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vetbond tissue adhesive</td>
			<td >3M</td>
			<td >1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#3 bur</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel</td>
			<td >J.I. Morris</td>
			<td >F0090CE125</td>
			<td>Anchor screws</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stereotaxic system</td>
			<td >Kopf Instruments</td>
			<td >1430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Homeothermic heating blanket</td>
			<td >Harvard Apparatus</td>
			<td >50-7220-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pulse oximeter &#38; heart rate monitor</td>
			<td >Kent Scientific</td>
			<td >MouseStat Jr.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Petrolatum</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >P66-1LB</td>
			<td>Vaseline generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Wire, bare copper</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >15-545-2C</td>
			<td>20 gauge</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure powder</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0054&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure liquid</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0078&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicone mold rubber</td>
			<td >Smooth-On</td>
			<td >Body Double Fast</td>
			<td>silicon polymer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metricide 28 (Germicide)</td>
			<td >Metrex</td>
			<td >Oct-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >India ink, black</td>
			<td >Pelikan</td>
			<td >301051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dental drill</td>
			<td >NSK Dental</td>
			<td >Ultimate XL-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >3D printer</td>
			<td >Prusa Research</td>
			<td >i3 MK3S+</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sew on fasteners</td>
			<td >Velcro</td>
			<td >90030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pet screening utility fabric</td>
			<td >Joann</td>
			<td >10173334</td>
			<td>Netting material</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#1 bur</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats

Gli anestetici, comunemente usati nella ricerca scientifica preclinica e fondamentale, hanno un'influenza depressiva sulle funzioni metaboliche, neuronali e vascolari del cervello e possono influenzare negativamente i risultati neurofisiologici. L'uso di animali svegli per studi di ricerca è vantaggioso, ma pone la sfida principale di mantenere gli animali calmi e fermi per ridurre al minimo gli artefatti di movimento durante l'acquisizione dei dati. L'imaging sveglio nei roditori di piccole dimensioni (ad esempio, topi) è molto comune, ma rimane scarso nei ratti poiché i ratti sono più grandi, più forti e hanno una maggiore tendenza a opporsi alle restrizioni di movimento e alla fissazione della testa per le lunghe durate richieste per l'imaging. Viene descritto un nuovo modello di neuroimaging di ratti svegli e fissati con la testa utilizzando imbracature personalizzate cucite a mano, protesi per la testa stampate in 3D, tappi per la testa e un telaio. I risultati ottenuti a seguito di una singola prova di stimolazione a baffo singolo suggeriscono un aumento dell'intensità della risposta funzionale evocata. L'acquisizione della risposta funzionale evocata da ratti svegli e fissi con la testa è più veloce di quella dei ratti anestetizzati, affidabile, riproducibile e può essere utilizzata per studi longitudinali ripetuti.

Vengono mostrati i segnali rappresentativi di imaging ottico di un singolo studio di un ratto anestetizzato e la risposta sommata (di 40 studi raccolti) di un ratto sveglio (Figura 4). L'intensità del segnale per la stimolazione a baffo singolo di un ratto sveglio può essere visualizzata a una soglia più alta rispetto al ratto anestetizzato, mostrando un segnale più forte dall'animale sveglio. I baffi C2 dei ratti vengono stimolati a 5 Hz per 1 s e la risposta funzionale viene visualizza...

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Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Viene descritta una nuova procedura dettagliata per l'imaging funzionale di ratti svegli e fissati con la testa.

Protesi alla testa per il neuroimaging di ratti svegli e fissati con la testa

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

La maggior parte del lavoro di base e traslazionale proviene da animali anestetizzati. Gli anestetici possono aggiungere variabili confondenti all'analisi e all'interpretazione dei dati. Questo lavoro consente all'imaging sveglio nei ratti di aggirare questo problema.Questo design è abbastanza semplice. L'intero assemblaggio è leggero, quindi non compromette la normale vita dell'animale. Ciò significa che può essere utilizzato anche per l'imaging cronico a lungo termine.Ad aiutare a dimostrare questa procedura sarà il Dr.Mehwish Bhatti, un postdoc senior del nostro laboratorio. Inizia realizzando l'impianto della testa utilizzando un software CAD per visualizzare l'area posteriore al bregma e adiacente alla linea mediana centrata sulla corteccia somatosensoriale. Assicurarsi che l'impianto cranico copra un'area da 0,9 a 1,9 millimetri sul cranio lontano dall'area di imaging.Utilizzare solo tre viti per ancorare l'impianto della testa sul cranio del ratto. Progetta tutti i fori delle viti sul lato opposto della linea mediana nella parte controlaterale dell'emisfero dell'immagine. Per consentire ai fili di fissare il cappuccio della testa all'impianto della testa, posizionare una barra cava nella parte superiore dell'impianto della testa.Quindi, progettare il cappuccio, assicurandosi che copra interamente l'area di imaging e la protegga da eventuali traumi. Aggiungi una curvatura alla calotta della testa in modo che si allinei alla forma della testa senza causare difficoltà alle attività quotidiane dell'animale nelle gabbie arricchite standard. Tagliare il lato interno del cappuccio in una forma rettangolare più ampia in modo che la parte superiore dell'impianto della testa possa adattarsi ad esso.Perpendicolare a questo rettangolo, tagliare altre due regioni rettangolari per ancorare il cappuccio alla protesi della testa. Per fissare il cappuccio sulla testa del ratto, passare i fili attraverso la barra scavata superiore dell'impianto della testa. Progettare il telaio della testa in modo che una parte tagliata possa muoversi attraverso la barra superiore dell'impianto della testa e venga fissata utilizzando un morsetto.Per rendere accessibile il lato controlaterale per l'imaging, inclinare l'altra parte tagliata per fornire una forza extra per mantenere fissa la testa del ratto. Stampa l'impianto cranico e il cappuccio della testa utilizzando la stampante 3D. Misurare il peso dell'animale per calcolare la quantità di anestetico da somministrare.Anestetizzare l'animale iniettando pentobarbital di sodio per via intraperitoneale. Diverse alternative di anestesia possono essere utilizzate in questo intervento chirurgico come isoflurano, ketamina o xilazina. Iniettare atropina per via intramuscolare per ridurre le secrezioni di muco durante la respirazione.Usando un tagliacapelli, radere la testa del topo iniziando tra gli occhi e la parte posteriore delle orecchie di cinque millimetri centrata attorno alla linea mediana. Quindi monitorare la saturazione parziale di ossigeno e la frequenza cardiaca utilizzando un pulsossimetro e una sonda cardiofrequenzimetro fissata alla zampa posteriore del ratto. Pulire la testa del topo e l'area circostante tre volte con Betadine e salviette alcoliche al 70% in alternativa.Fissare il topo in un sistema stereotassico. Quindi, inserire una sonda rettale lubrificata con vaselina per misurare la temperatura corporea del ratto e mantenerla attraverso il sistema di feedback della coperta riscaldante per evitare l'ipotermia dopo la somministrazione di anestetico. Applicare unguento oftalmico su entrambi gli occhi per prevenire l'essiccazione.Somministrare il 2% di anestetico locale per via sottocutanea sul sito chirurgico e tre millimetri di soluzione di Ringer lattato a temperatura ambiente per via sottocutanea per prevenire la disidratazione e fornire nutrimento durante l'intervento chirurgico. Usando forbici chirurgiche affilate, rimuovere la parte della pelle sopra il sito chirurgico. Sezionare e rimuovere parte della pelle tra l'orecchio e l'occhio sulla parte temporale della testa.Utilizzando un bisturi, rimuovere il tessuto cutaneo sottostante per esporre il cranio. Quindi pulire il cranio con una garza di cotone sterilizzata. Tagliare il muscolo temporale ed esporre l'area del cranio sull'emisfero controlaterale per l'impianto della testa.Posizionare l'impianto di testa sul cranio per accertare la posizione delle viti di ancoraggio per l'impianto. Ora segna il teschio usando l'inchiostro dell'India per forare le viti con la punta da trapano. Praticare i fori di bava per le viti utilizzando la punta da trapano dentale tre e avvitare l'impianto della testa in posizione.Asciugare il cranio con una garza sterile e applicare un sottile strato di adesivo tissutale intorno e sotto l'impianto della testa per incollarlo al cranio. Utilizzare il cemento dentale per sostenere ulteriormente l'impianto della testa in posizione e lasciare asciugare il cemento per due o tre minuti. Inoltre, utilizzare la punta del trapano dentale tre per ridurre lo spessore di un'area di 7,5 millimetri per 7,5 millimetri sul lato sinistro del cranio appena posteriore al bregma e laterale alla linea mediana a 50 micrometri.Applicare un unguento antibiotico topico sul sito chirurgico e quindi coprirlo con un sottile strato di gomma siliconica per proteggere il cranio sottile. Quindi, coprire il sito chirurgico utilizzando il cappuccio della testa e fissarlo in posizione con i due piccoli pezzi di fili che attraversano sia l'impianto della testa che il cappuccio. Applicare gomma siliconica per coprire il cappuccio e il cranio per stabilizzare ulteriormente il cappuccio sulla testa del ratto.Somministrare buprenorfina e antibiotici per via intraperitoneale per gestire rispettivamente il dolore e l'infiammazione e prevenire l'infezione. Vengono mostrati i segnali di imaging ottico dalla risposta sommata di un ratto sveglio e una singola prova di un ratto anestetizzato. La risposta funzionale del ratto fisso a testa sveglia è 140 volte più forte di quella del ratto anestetizzato.Fare attenzione a non aggiungere troppo cemento sopra la piastra di testa. Può impedire il corretto fissaggio del cappuccio. Questo metodo può essere ampiamente applicato al neuroimaging del cranio sottile fissato dalla testa sveglia.Con le craniotomie, può essere esteso ad altri protocolli di neuroimaging, tra cui l'imaging a ultrasuoni funzionali, l'imaging del calcio e l'imaging a fluorescenza. L'imaging sveglio consentirà un nuovo corpo di lavoro senza le variabili confondenti introdotte con gli anestetici.

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It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

Monitoraggio Juxtacellular e localizzazione dei singoli neuroni nelle strutture cerebrali Sub-corticali di Alert, Rats Testa-trattenuto

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Metodo chirurgico per Virally Mediated Gene consegna all&#39;orecchio mouse interno attraverso la finestra rotonda a membrana

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modellazione di cancerose Neural Invasion: La dorsale della radice Ganglio Modello

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy (NIRS) Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy NIRS Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Metodi di neuroimaging campo usando vicino spettroscopia infrarossa (NIRS) Neuroimaging funzionale per studiare lo sviluppo globale del bambino: zone rurali dell'Africa sub-sahariano

Portable neuroimaging approaches provide new advances to the study of brain function and brain development with previously inaccessible populations and in ...

Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Visualizzazione della proteina Kinase un'attività nel mouse behaving fissato per la testa utilizzando la microscopia fluorescenza a due fotoinina in vivo

Neuromodulation exerts powerful control over brain function. Dysfunction of neuromodulatory systems results in neurological and psychiatric disorders. ...

Preparation of the Rat Vocal Fold for Neuromuscular Analyses

Preparazione della piega vocale del ratto per le analisi neuromuscolari

The purpose of this tutorial is to describe the preparation of the rat vocal fold for histochemical neuromuscular study. This protocol outlines procedures ...