Name: head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00
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Agradecemos a Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha e Amirsoheil Zareh por sua ajuda durante o treinamento dos ratos e preparação dos slings. O financiamento foi fornecido pelo National Institutes of Health (NIH, Grant Number: NS119852) e Leducq Foundation (Grant Number:15CVD02).

Todos os procedimentos estavam em conformidade com as diretrizes do National Institute of Health e aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais da Universidade da Califórnia, Irvine. Sete ratos machos e uma fêmea (Sprague-Dawley, peso: 185-350 g) foram utilizados neste estudo. Após a conclusão do estudo, os ratos foram sacrificados usando overdose de dióxido de carbono.
1. Projeto de diferentes componentes
<ol><li>Projeto do implante de cabeça:<ol><li>Realizar o...

<ol>
	<li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes.">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li><li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroimaging+of+animal+models+of+brain+disease.">Neuroimaging of animal models of brain disease.</a> British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).</li><li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+repeated+anaesthesia+on+physiological+parameters+in+male+Wistar+rats:+A+telemetric+study+about+isoflurane,+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine,+midazolam+and+fentanyl.">Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl.</a> BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).</li><li>Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+monitoring+in+small+laboratory+mammals+used+in+anesthesiology,+respiratory+and+critical+care+research:+A+systematic+review+on+the+current+reporting+in+top-10+impact+factor+ranked+journals.">Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals.</a> PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).</li><li>Chen-Bee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+and+quantifying+evoked+cortical+activity+assessed+with+intrinsic+signal+imaging.">Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging.</a> Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+triphasic+intrinsic+signal:+Implications+for+functional+imaging.">The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals.">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li><li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint.">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li><li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+functional+architecture+and+local+coupling+between+neuronal+activity+and+the+microcirculation+revealed+by+in+vivo+high-resolution+optical+imaging+of+intrinsic+signals.">Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).</li><li>Chang, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+method+for+functional+brain+imaging+in+awake+minimally+restrained+rats.">Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).</li><li>Stenroos, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+rat+brain+functional+magnetic+resonance+imaging+using+standard+radio+frequency+coils+and+a+3D+printed+restraint+kit.">Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit.</a> Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).</li><li>Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+19+-+Anesthesia+and+Analgesia+(Second+Edition).">Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition).</a> The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).</li><li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+head-fixed+behaving+rat--Procedures+and+pitfalls.">The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls.</a> Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).</li><li>Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acrylic+resin+molding+based+head+fixation+technique+in+rodents.">Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).</li><li>Ferris, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging.">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).</li><li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent.">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li><li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+mouse+imaging:+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging.">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li><li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function.">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499 (2019).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li><li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain.">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li><li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+optical+imaging+of+functional+brain+architecture+in+the+awake+monkey.">High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).</li><li>Roe, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+optical+imaging+of+intrinsic+signals+in+anesthetized+and+awake+monkeys.">Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys.</a> Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).</li><li>Polley, D., Kva&#353;&#328;&#225;k, E., Frostig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naturalistic+experience+transforms+sensory+maps+in+the+adult+cortex+of+caged+animals.">Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals.</a> Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).</li></ol>

O uso de imagens de ratos acordados e com a cabeça fixa oferece muitas vantagens em termos de facilidade e personalização. As tipoias personalizadas permitem que os ratos sejam envolvidos através de material de rede respirável, eliminando a necessidade de envolver os animais em câmaras de retenção plásticas fechadas por longos períodos de tempo10,11. Os ratos são mantidos calmos e livres de estresse durante as longas durações de sucessivas sessões d...

A maioria das investigações básicas, pré-clínicas e translacionais de neuroimagem científica é adquirida de animais anestesiados 1,2. Os anestésicos facilitam a experimentação, mas influenciam continuamente o metabolismo do cérebro e do corpo, a pressão arterial e a frequência cardíaca3. O tipo de anestésico, a duração e a via de administração adicionam variáveis de confusão à interpretação dos dados que podem contribuir para a reprodutibilidade e falhas translacionais4. Um grande gargalo dos estudos de neuroimagem em ratos acordados e fixados na cabeça é a necessidade de manter o rato estacionário e calmo durante todo o processo de preparação e aquisição de dados. Pequenos movimentos produzem artefatos de movimento injustificados, o que pode afetar negativamente a análise e a interpretação dos dados.
Um novo modelo de neuroimagem de ratos acordados e fixados na cabeça usando tipoias personalizadas, implantes de cabeça impressos em tridimensional (3D), toucas de cabeça e uma estrutura de cabeça foi desenvolvido que oferece várias vantagens para fácil experimentação. O implante de cabeça 3D é leve e cobre uma pequena porção do crânio necessária para a transfixação. Os implantes e tampas de cabeça impressos em 3D são projetados usando software CAD (computer-aided design). Os protocolos de estimulação com whisker, aquisição de dados, análise de dados e resultados de ratos anestesiados foram descritos em detalhes em trabalhos anteriores 5,6,7.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Rats</td>
			<td >Charles River</td>
			<td >Sprague Dawley</td>
			<td ></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isoflurane</td>
			<td >Pivetal</td>
			<td >21295098</td>
			<td>General anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lidocaine HCl 2% injection</td>
			<td >Phoenix</td>
			<td >L-2000-04</td>
			<td>Local anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Atropine sulfate injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >5098907512</td>
			<td>Help in respiration</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lactated Ringer&#39;s injection solution</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >50989088317</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Flunixin injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >6064408670</td>
			<td>Pain management</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%)</td>
			<td >VetOne</td>
			<td >501084</td>
			<td>Avoid infection</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PromAce injection (Acepromazine maleate)</td>
			<td >Beohringer Ingelheim</td>
			<td >136059</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Animax ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >122-75</td>
			<td>active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Puralube ophthalmic ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >211-38</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Povidone-iodine PVP prep pads</td>
			<td >Medline</td>
			<td >MDS093917</td>
			<td>Betadine generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isopropyl alcohol swabs</td>
			<td >BD</td>
			<td >326895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vetbond tissue adhesive</td>
			<td >3M</td>
			<td >1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#3 bur</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel</td>
			<td >J.I. Morris</td>
			<td >F0090CE125</td>
			<td>Anchor screws</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stereotaxic system</td>
			<td >Kopf Instruments</td>
			<td >1430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Homeothermic heating blanket</td>
			<td >Harvard Apparatus</td>
			<td >50-7220-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pulse oximeter &#38; heart rate monitor</td>
			<td >Kent Scientific</td>
			<td >MouseStat Jr.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Petrolatum</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >P66-1LB</td>
			<td>Vaseline generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Wire, bare copper</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >15-545-2C</td>
			<td>20 gauge</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure powder</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0054&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure liquid</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0078&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicone mold rubber</td>
			<td >Smooth-On</td>
			<td >Body Double Fast</td>
			<td>silicon polymer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metricide 28 (Germicide)</td>
			<td >Metrex</td>
			<td >Oct-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >India ink, black</td>
			<td >Pelikan</td>
			<td >301051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dental drill</td>
			<td >NSK Dental</td>
			<td >Ultimate XL-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >3D printer</td>
			<td >Prusa Research</td>
			<td >i3 MK3S+</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sew on fasteners</td>
			<td >Velcro</td>
			<td >90030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pet screening utility fabric</td>
			<td >Joann</td>
			<td >10173334</td>
			<td>Netting material</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#1 bur</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats

Os anestésicos, comumente usados em pesquisas pré-clínicas e científicas fundamentais, têm uma influência depressiva nas funções metabólicas, neuronais e vasculares do cérebro e podem influenciar negativamente os resultados neurofisiológicos. O uso de animais acordados para estudos de pesquisa é vantajoso, mas representa o grande desafio de manter os animais calmos e estacionários para minimizar artefatos de movimento ao longo da aquisição de dados. Imagens acordadas em roedores de tamanho menor (por exemplo, camundongos) são muito comuns, mas permanecem escassas em ratos, pois os ratos são maiores, mais fortes e têm uma maior tendência a se opor às restrições de movimento e fixação da cabeça durante as longas durações necessárias para a aquisição de imagens. Um novo modelo de neuroimagem de ratos acordados e fixados na cabeça usando tipoias personalizadas costuradas à mão, implantes de cabeça impressos em 3D, toucas de cabeça e uma estrutura de cabeça é descrito. Os resultados obtidos após uma única tentativa de estimulação com bigode único sugerem um aumento na intensidade da resposta funcional evocada. A aquisição da resposta funcional evocada de ratos acordados com a cabeça fixada é mais rápida do que a de ratos anestesiados, confiável, reprodutível e pode ser usada para estudos longitudinais repetidos.

Os sinais representativos de imagem óptica de um único ensaio de um rato anestesiado e a resposta somada (de 40 tentativas coletadas) de um rato acordado são mostrados (Figura 4). A intensidade de sinal para estimulação com um único bigode de um rato acordado pode ser visualizada em um limiar mais alto do que para o rato anestesiado, mostrando um sinal mais forte do animal acordado. Os bigodes C2 de ratos são estimulados a 5 Hz por 1 s, e a resposta funcional é apresentada como uma m...

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Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Um novo procedimento detalhado para imagens funcionais de ratos acordados com a cabeça fixada é descrito.

Implantes de Cabeça para Neuroimagem de Ratos Acordados e Fixados na Cabeça

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

A maioria dos trabalhos básicos e translacionais vem de animais anestesiados. Os anestésicos podem adicionar variáveis de confusão à análise e interpretação dos dados. Este trabalho permite que imagens acordadas em ratos contornem esse problema.Este design é bastante simples. Todo o conjunto é leve, para não prejudicar a vida normal do animal. Isso significa que ele também pode ser usado para imagens crônicas de longo prazo.Quem ajudará a demonstrar esse procedimento será o Dr. Mehwish Bhatti, pós-doutor sênior do nosso laboratório. Comece fazendo o implante de cabeça usando um software CAD para obter imagens da área posterior ao bregma e adjacente à linha média centrada no córtex somatossensorial. Certifique-se de que o implante de cabeça cubra uma área de 0,9 a 1,9 milímetros no crânio longe da área de imagem.Use apenas três parafusos para ancorar o implante de cabeça no crânio do rato. Projete todos os orifícios do parafuso no lado oposto da linha média na parte contralateral do hemisfério da imagem. Para permitir que os fios fixem a tampa da cabeça ao implante de cabeça, coloque uma barra oca na parte superior do implante de cabeça.Em seguida, projete a tampa, garantindo que ela cubra totalmente a área de imagem e a proteja de qualquer trauma. Adicione uma curvatura à touca para que ela se alinhe ao formato da cabeça sem causar dificuldade às atividades diárias do animal nas gaiolas enriquecidas padrão. Corte o lado interno da tampa da cabeça em uma forma retangular mais larga para que a parte superior do implante de cabeça possa se encaixar nela.Perpendicularmente a esse retângulo, corte duas outras regiões retangulares para ancorar a calota craniana ao implante cefálico. Para fixar a tampa da cabeça na cabeça do rato, passe os fios através da barra oca superior do implante de cabeça. Projete a estrutura da cabeça de modo que uma parte cortada possa se mover através da barra superior do implante de cabeça e seja fixada usando uma braçadeira.Para tornar o lado contralateral acessível para aquisição de imagens, incline a outra parte do corte para fornecer força extra para manter a cabeça do rato fixa. Imprima o implante de cabeça e a tampa da cabeça usando a impressora 3D. Medir o peso do animal para calcular a quantidade de anestésico a ser administrado.Anestesiar o animal injetando pentobarbital sódico por via intraperitoneal. Várias alternativas anestésicas podem ser utilizadas nessa cirurgia, como isoflurano, cetamina ou xilazina. Injete atropina por via intramuscular para reduzir as secreções de muco durante a respiração.Usando um aparador de cabelo, raspe a cabeça do rato começando entre os olhos até a parte de trás das orelhas cinco milímetros centrados em torno da linha média. Em seguida, monitore a saturação parcial de oxigênio e a frequência cardíaca usando um oxímetro de pulso e uma sonda do monitor de frequência cardíaca fixada na pata traseira do rato. Limpe a cabeça do rato e a área circundante três vezes com Betadine e lenços umedecidos com álcool a 70% alternativamente.Fixe o rato em um sistema estereotáxico. Em seguida, insira uma sonda retal lubrificada com vaselina para medir a temperatura corporal do rato e mantê-la através do sistema de feedback da manta térmica para evitar hipotermia após a administração do anestésico. Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos para evitar o ressecamento.Administrar anestésico local a 2% por via subcutânea sobre o sítio cirúrgico e três milímetros de solução de Ringer com lactato em temperatura ambiente por via subcutânea para evitar desidratação e fornecer nutrição durante a cirurgia. Usando tesouras cirúrgicas afiadas, remova a parte da pele sobre o local cirúrgico. Dissecção e remover parte da pele entre a orelha e o olho na parte temporal da cabeça.Usando um bisturi, remova o tecido cutâneo subjacente para expor o crânio. Em seguida, limpe o crânio com gaze de algodão esterilizada. Cortar o músculo temporal e expor a área do crânio no hemisfério contralateral para o implante cefálico.Coloque o implante de cabeça no crânio para verificar a localização dos parafusos de ancoragem para o implante. Agora marque o crânio usando tinta da Índia para perfurar os parafusos com a broca um. Faça os furos da rebarba para os parafusos usando broca dental broca três e rosqueie o implante de cabeça no lugar.Seque o crânio usando gaze estéril e aplique uma fina camada de adesivo de tecido ao redor e abaixo do implante da cabeça para colá-lo ao crânio. Use cimento dental para apoiar o implante da cabeça no lugar e deixe o cimento secar por dois a três minutos. Além disso, use broca dentária broca três para diminuir a espessura de uma área de 7,5 milímetros por 7,5 milímetros no lado esquerdo do crânio logo posterior ao bregma e lateral à linha média para 50 micrômetros.Aplique pomada antibiótica tópica sobre o local cirúrgico e, em seguida, cubra-o com uma fina camada de borracha de silicone para proteger o crânio fino. Em seguida, cubra o local cirúrgico usando a touca e fixe-a no lugar com os dois pequenos pedaços de fios que atravessam o implante da cabeça e a touca. Aplique borracha de silicone para cobrir a cabeça e o crânio para estabilizar ainda mais a cabeça do rato.Administrar buprenorfina e antibióticos por via intraperitoneal para controlar a dor e inflamação e prevenir a infecção, respectivamente. Os sinais de imagem óptica da resposta somada de um rato acordado e uma única tentativa de um rato anestesiado são mostrados. A resposta funcional do rato com cabeça fixa acordado é 140 vezes mais forte do que a do rato anestesiado.Tenha cuidado para não adicionar muito cimento sobre a placa principal. Pode impedir que a tampa seja fixada corretamente. Este método pode ser amplamente aplicado para neuroimagem de crânio fino fixo da cabeça do acordado.Com craniotomias, pode ser estendido a outros protocolos de neuroimagem, incluindo ultrassom funcional, imagem de cálcio e imagem de fluorescência. A imagem em vigília permitirá um novo corpo de trabalho sem as variáveis de confusão introduzidas com os anestésicos.

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Monitoramento Juxtacellular e Localização de solteiro Neurônios dentro Estruturas Cerebrais Sub-corticais de alerta, conteve-Cabeça Rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Método cirúrgico para Virally Mediated Gene entrega à orelha de rato Inner através da janela redonda Membrane

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modelagem de Cancerous Neural Invasion: o gânglio Modelo de raiz dorsal

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy (NIRS) Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy NIRS Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Métodos de neuro-imagem campo usando funcional perto de neuroimagem de espectroscopia de infravermelho (NIR) para estudar o Desenvolvimento Global da criança: Rural África subsahariana

Portable neuroimaging approaches provide new advances to the study of brain function and brain development with previously inaccessible populations and in ...

Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Visualizando proteína quinase uma atividade na cabeça-corrigido ratos comportando-se usando in vivo microscopia da imagem latente da vida da fluorescência do dois-fotão

Neuromodulation exerts powerful control over brain function. Dysfunction of neuromodulatory systems results in neurological and psychiatric disorders. ...

Preparation of the Rat Vocal Fold for Neuromuscular Analyses

Preparação da Dobra Vocal do Rato para Análises Neuromusculares

The purpose of this tutorial is to describe the preparation of the rat vocal fold for histochemical neuromuscular study. This protocol outlines procedures ...