Name: head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00
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Agradecemos a Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha y Amirsoheil Zareh por su ayuda durante el entrenamiento de las ratas y la preparación de las hondas. El financiamiento fue proporcionado por los Institutos Nacionales de Salud (NIH, Número de subvención: NS119852) y la Fundación Leducq (Número de subvención: 15CVD02).

Todos los procedimientos cumplieron con las pautas del Instituto Nacional de Salud y fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de Irvine de la Universidad de California. En este estudio se utilizaron siete machos y una rata hembra (Sprague-Dawley, peso: 185-350 g). Después de completar el estudio, las ratas fueron sacrificadas usando una sobredosis de dióxido de carbono.
1. Diseño de diferentes componentes
<ol><li>Diseño del implante frontal:<ol><li>Ha...

<ol>
	<li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes.">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li><li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroimaging+of+animal+models+of+brain+disease.">Neuroimaging of animal models of brain disease.</a> British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).</li><li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+repeated+anaesthesia+on+physiological+parameters+in+male+Wistar+rats:+A+telemetric+study+about+isoflurane,+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine,+midazolam+and+fentanyl.">Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl.</a> BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).</li><li>Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+monitoring+in+small+laboratory+mammals+used+in+anesthesiology,+respiratory+and+critical+care+research:+A+systematic+review+on+the+current+reporting+in+top-10+impact+factor+ranked+journals.">Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals.</a> PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).</li><li>Chen-Bee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+and+quantifying+evoked+cortical+activity+assessed+with+intrinsic+signal+imaging.">Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging.</a> Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+triphasic+intrinsic+signal:+Implications+for+functional+imaging.">The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).</li><li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals.">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li><li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint.">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li><li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+functional+architecture+and+local+coupling+between+neuronal+activity+and+the+microcirculation+revealed+by+in+vivo+high-resolution+optical+imaging+of+intrinsic+signals.">Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).</li><li>Chang, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+method+for+functional+brain+imaging+in+awake+minimally+restrained+rats.">Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).</li><li>Stenroos, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+rat+brain+functional+magnetic+resonance+imaging+using+standard+radio+frequency+coils+and+a+3D+printed+restraint+kit.">Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit.</a> Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).</li><li>Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. 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(107), e53064 (2016).</li><li>Ferris, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging.">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).</li><li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent.">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li><li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+mouse+imaging:+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging.">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li><li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function.">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499 (2019).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li><li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain.">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li><li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+optical+imaging+of+functional+brain+architecture+in+the+awake+monkey.">High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).</li><li>Roe, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+optical+imaging+of+intrinsic+signals+in+anesthetized+and+awake+monkeys.">Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys.</a> Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).</li><li>Polley, D., Kva&#353;&#328;&#225;k, E., Frostig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naturalistic+experience+transforms+sensory+maps+in+the+adult+cortex+of+caged+animals.">Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals.</a> Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).</li></ol>

El uso de imágenes de ratas despiertas y con la cabeza fija ofrece muchas ventajas en términos de facilidad y personalización. Las eslingas diseñadas a medida permiten que las ratas se envuelvan a través de material de red transpirable, eliminando la necesidad de encerrar a los animales en cámaras de restricción de plástico cerradas durante largos períodos de tiempo10,11. Las ratas se mantienen tranquilas y libres de estrés durante las largas sesiones d...

La mayoría de las investigaciones de neuroimagen científica básica, preclínica y traslacional se adquieren de animales anestesiados 1,2. Los anestésicos facilitan la experimentación, pero influyen continuamente en el metabolismo del cerebro y del cuerpo, la presión arterial y la frecuencia cardíaca3. El tipo de anestesia y la duración y vía de administración agregan variables de confusión a la interpretación de los datos que podrían contribuir para la reproducibilidad y fallas traslacionales4. Un cuello de botella importante de los estudios de neuroimagen de ratas despiertas y con la cabeza fija es el requisito de mantener a la rata estacionaria y tranquila durante los procesos de preparación y adquisición de datos. Los pequeños movimientos producen artefactos de movimiento injustificados, que pueden afectar negativamente el análisis y las interpretaciones de los datos.
Se ha ideado un nuevo modelo de neuroimagen de ratas despiertas con la cabeza fija utilizando eslingas personalizadas, implantes de cabeza impresos en tres dimensiones (3D), gorras para la cabeza y un marco para la cabeza que ofrece varias ventajas para una fácil experimentación. El implante de cabeza 3D es ligero y cubre una pequeña porción del cráneo necesaria para la transfixia. Los implantes y tapas de cabeza impresos en 3D están diseñados utilizando software de diseño asistido por computadora (CAD). Los protocolos de estimulación de bigotes, adquisición de datos, análisis de datos y resultados de ratas anestesiadas han sido descritos en detalle en trabajos previos 5,6,7.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Rats</td>
			<td >Charles River</td>
			<td >Sprague Dawley</td>
			<td ></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isoflurane</td>
			<td >Pivetal</td>
			<td >21295098</td>
			<td>General anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lidocaine HCl 2% injection</td>
			<td >Phoenix</td>
			<td >L-2000-04</td>
			<td>Local anesthetic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Atropine sulfate injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >5098907512</td>
			<td>Help in respiration</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Lactated Ringer&#39;s injection solution</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >50989088317</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Flunixin injection</td>
			<td >Vedco</td>
			<td >6064408670</td>
			<td>Pain management</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%)</td>
			<td >VetOne</td>
			<td >501084</td>
			<td>Avoid infection</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PromAce injection (Acepromazine maleate)</td>
			<td >Beohringer Ingelheim</td>
			<td >136059</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Animax ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >122-75</td>
			<td>active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Puralube ophthalmic ointment</td>
			<td >Dechra Veterinary Products</td>
			<td >211-38</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Povidone-iodine PVP prep pads</td>
			<td >Medline</td>
			<td >MDS093917</td>
			<td>Betadine generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isopropyl alcohol swabs</td>
			<td >BD</td>
			<td >326895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vetbond tissue adhesive</td>
			<td >3M</td>
			<td >1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#3 bur</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel</td>
			<td >J.I. Morris</td>
			<td >F0090CE125</td>
			<td>Anchor screws</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stereotaxic system</td>
			<td >Kopf Instruments</td>
			<td >1430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Homeothermic heating blanket</td>
			<td >Harvard Apparatus</td>
			<td >50-7220-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pulse oximeter &#38; heart rate monitor</td>
			<td >Kent Scientific</td>
			<td >MouseStat Jr.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Petrolatum</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >P66-1LB</td>
			<td>Vaseline generic</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Wire, bare copper</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >15-545-2C</td>
			<td>20 gauge</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure powder</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0054&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Teets Cold Cure liquid</td>
			<td >Pearson Dental</td>
			<td >C73-0078&#160;</td>
			<td>active ingredient: Methyl Methacrylate</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicone mold rubber</td>
			<td >Smooth-On</td>
			<td >Body Double Fast</td>
			<td>silicon polymer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metricide 28 (Germicide)</td>
			<td >Metrex</td>
			<td >Oct-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >India ink, black</td>
			<td >Pelikan</td>
			<td >301051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dental drill</td>
			<td >NSK Dental</td>
			<td >Ultimate XL-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >3D printer</td>
			<td >Prusa Research</td>
			<td >i3 MK3S+</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sew on fasteners</td>
			<td >Velcro</td>
			<td >90030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pet screening utility fabric</td>
			<td >Joann</td>
			<td >10173334</td>
			<td>Netting material</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bur (drill bit), standard operatory carbide</td>
			<td >SS White Burs</td>
			<td >14829</td>
			<td>#1 bur</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

head implants for the neuroimaging of awake, head-fixed rats

Los anestésicos, comúnmente utilizados en la investigación científica preclínica y fundamental, tienen una influencia depresiva en las funciones metabólicas, neuronales y vasculares del cerebro y pueden influir negativamente en los resultados neurofisiológicos. El uso de animales despiertos para estudios de investigación es ventajoso, pero plantea el gran desafío de mantener a los animales tranquilos y estacionarios para minimizar los artefactos de movimiento a lo largo de la adquisición de datos. Las imágenes despiertas en roedores de menor tamaño (por ejemplo, ratones) son muy comunes, pero siguen siendo escasas en ratas, ya que las ratas son más grandes, más fuertes y tienen una mayor tendencia a oponerse a las restricciones de movimiento y la fijación de la cabeza durante los largos períodos requeridos para obtener imágenes. Se describe un nuevo modelo de neuroimagen de ratas despiertas con la cabeza fija utilizando eslingas cosidas a mano personalizadas, implantes de cabeza impresos en 3D, gorras para la cabeza y un marco para la cabeza. Los resultados adquiridos después de un único ensayo de estimulación de bigote único sugieren un aumento en la intensidad de la respuesta funcional evocada. La adquisición de la respuesta funcional evocada de ratas despiertas con la cabeza fija es más rápida que la de ratas anestesiadas, confiable, reproducible y puede usarse para estudios longitudinales repetidos.

Se muestran las señales de imagen óptica representativas de un único ensayo de una rata anestesiada y la respuesta sumada (de 40 ensayos recopilados) de una rata despierta (Figura 4). La intensidad de la señal para la estimulación de un solo bigote de una rata despierta se puede visualizar en un umbral más alto que para la rata anestesiada, mostrando una señal más fuerte del animal despierto. Los bigotes C2 de las ratas se estimulan a 5 Hz durante 1 s, y la respuesta funcional se mue...

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Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Se describe un nuevo procedimiento detallado para la obtención de imágenes funcionales de ratas despiertas con la cabeza fija.

Implantes de cabeza para la neuroimagen de ratas despiertas con la cabeza fija

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

La mayoría del trabajo básico y traslacional proviene de animales anestesiados. Los anestésicos pueden agregar variables de confusión al análisis e interpretación de los datos. Este trabajo permite imágenes despiertas en ratas para eludir ese problema.Este diseño es bastante simple. Todo el conjunto es liviano, por lo que no perjudica la vida normal del animal. Esto significa que también se puede utilizar para imágenes crónicas a largo plazo.Ayudando a demostrar este procedimiento estará el Dr. Mehwish Bhatti, un postdoctorado senior de nuestro laboratorio. Comience haciendo el implante de cabeza utilizando software CAD para obtener imágenes del área posterior a la bregma y adyacente a la línea media centrada en la corteza somatosensorial. Asegúrese de que el implante de cabeza cubra un área de 0.9 a 1.9 milímetros en el cráneo lejos del área de imágenes.Use solo tres tornillos para anclar el implante de cabeza en el cráneo de la rata. Diseñe todos los orificios de tornillo en el lado opuesto de la línea media en la parte contralateral del hemisferio de la imagen. Para permitir que los cables fijen la tapa de la cabeza al implante de cabeza, coloque una barra hueca en la parte superior del implante de cabeza.A continuación, diseñe la tapa, asegurándose de que cubra el área de imágenes por completo y la proteja de cualquier trauma. Agregue una curvatura a la tapa de la cabeza para que se alinee con la forma de la cabeza sin causar dificultad a las actividades diarias del animal en las jaulas enriquecidas estándar. Corte el lado interno de la tapa de la cabeza en una forma rectangular más ancha para que la parte superior del implante de cabeza pueda encajar en ella.Perpendicular a este rectángulo, corte otras dos regiones rectangulares para anclar la tapa de la cabeza al implante de cabeza. Para fijar la tapa de la cabeza de la rata, pase los cables a través de la barra hueca superior del implante de cabeza. Diseñe el marco de la cabeza de modo que una parte cortada pueda moverse a través de la barra superior del implante de cabeza y se fije con una abrazadera.Para que el lado contralateral sea accesible para obtener imágenes, incline la otra parte cortada para proporcionar resistencia adicional para mantener fija la cabeza de la rata. Imprime el implante de cabeza y la tapa de la cabeza con la impresora 3D. Medir el peso del animal para calcular la cantidad de anestesia a administrar.Anestesiar al animal inyectando pentobarbital sódico por vía intraperitoneal. Se pueden usar varias alternativas de anestesia en esta cirugía, como isoflurano, ketamina o xilazina. Inyecte atropina por vía intramuscular para reducir las secreciones de moco mientras respira.Usando un recortador de pelo, afeite la cabeza de la rata comenzando entre los ojos hasta la parte posterior de las orejas cinco milímetros centrados alrededor de la línea media. Luego controle la saturación parcial de oxígeno y la frecuencia cardíaca con un oxímetro de pulso y una sonda de monitor de frecuencia cardíaca asegurada a la pata trasera de la rata. Limpie la cabeza de la rata y el área circundante tres veces con Betadine y toallitas con 70% de alcohol alternativamente.Arregla la rata en un sistema estereotáxico. A continuación, inserte una sonda rectal lubricada con vaselina para medir la temperatura corporal de la rata y mantenerla a través del sistema de retroalimentación de la manta térmica para evitar la hipotermia después de la administración de anestesia. Aplique ungüento oftálmico en ambos ojos para evitar que se seque.Administrar anestésico local al 2% por vía subcutánea sobre el sitio quirúrgico y tres milímetros de solución de Ringer lactato a temperatura ambiente por vía subcutánea para prevenir la deshidratación y proporcionar nutrición durante la cirugía. Con tijeras quirúrgicas afiladas, retire la parte de la piel sobre el sitio quirúrgico. Diseccionar y eliminar parte de la piel entre la oreja y el ojo en la parte temporal de la cabeza.Con un bisturí, retire el tejido de la piel subyacente para exponer el cráneo. Luego limpie el cráneo con una gasa de algodón esterilizada. Corte el músculo temporal y exponga el área del cráneo en el hemisferio contralateral para el implante de cabeza.Coloque el implante de cabeza en el cráneo para determinar la ubicación de los tornillos de anclaje para el implante. Ahora marque el cráneo con tinta china para perforar los tornillos con la broca uno. Perfore los orificios de rebabas para los tornillos con la broca dental tres y atornille el implante de cabeza en su lugar.Seque el cráneo con una gasa estéril y aplique una capa delgada de adhesivo tisular alrededor y debajo del implante de cabeza para pegarlo al cráneo. Use cemento dental para apoyar el implante de cabeza en su lugar y deje que el cemento se seque durante dos o tres minutos. Además, use la broca dental tres para disminuir el grosor de un área de 7.5 milímetros por 7.5 milímetros en el lado izquierdo del cráneo justo después del bregma y lateral a la línea media a 50 micrómetros.Aplique ungüento antibiótico tópico sobre el sitio quirúrgico y luego cúbralo con una capa delgada de caucho de silicona para proteger el cráneo delgado. A continuación, cubra el sitio quirúrgico con la tapa de la cabeza y fíjela en su lugar con los dos pequeños trozos de cables que atraviesan tanto el implante de cabeza como la tapa de la cabeza. Aplique caucho de silicona para cubrir la tapa de la cabeza y el cráneo para estabilizar la tapa de la cabeza más en la cabeza de la rata.Administrar buprenorfina y antibióticos por vía intraperitoneal para controlar el dolor y la inflamación y prevenir la infección, respectivamente. Se muestran las señales de imagen óptica de la respuesta sumada de una rata despierta y un solo ensayo de una rata anestesiada. La respuesta funcional de la rata fija con cabeza despierta es 140 veces más fuerte que la de la rata anestesiada.Tenga cuidado de no agregar demasiado cemento sobre la placa de cabeza. Puede obstruir la fijación adecuada de la tapa. Este método se puede aplicar ampliamente a la neuroimagen de cráneo delgado fijo con cabeza despierta.Con las craneotomías, se puede extender a otros protocolos de neuroimagen, incluidas las imágenes de ultrasonido funcional, las imágenes de calcio y las imágenes de fluorescencia. Las imágenes despiertas permitirán un nuevo cuerpo de trabajo sin las variables de confusión introducidas con los anestésicos.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Basics of Multivariate Analysis in Neuroimaging Data

Fundamentos del análisis multivariante de los datos de neuroimagen

Multivariate analysis techniques for neuroimaging data have recently received increasing attention as they have many attractive features that cannot be ...

Investigación

Neurociencias

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Preparación de un ratón para la grabación de Despierta respuestas neuronales y de inyección de trazadores

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

Monitoreo Juxtacellular y localización de las neuronas individual dentro de las estructuras cerebrales subcorticales de Alerta, ratas Head-restringido

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane

Método quirúrgico para la entrega de genes mediada por virus de la oreja del ratón Interior a través de la ventana de membrana Ronda

Gene therapy, used to achieve functional recovery from sensorineural deafness, promises to grant better understanding of the underlying molecular and ...

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

In Vitro Modeling of Cancerous Neural Invasion: The Dorsal Root Ganglion Model

En Vitro Modelado de canceroso Neural Invasion: Modelo del ganglio de la raíz dorsal

One way that solid tumors disseminate is through neural invasion. This route is well-known in cancers of the head and neck, prostate, and pancreas. These ...

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy (NIRS) Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Neuroimaging Field Methods Using Functional Near Infrared Spectroscopy NIRS Neuroimaging to Study Global Child Development: Rural Sub-Saharan Africa

Campo de neuroimaging métodos funcionales cerca espectroscopia infrarroja (NIRS) neuroimagen para estudiar el desarrollo Global del niño: zonas rurales de África subsahariana

Portable neuroimaging approaches provide new advances to the study of brain function and brain development with previously inaccessible populations and in ...

Visualizing Protein Kinase A Activity In Head-fixed Behaving Mice Using In Vivo Two-photon Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Visualización de la proteína quinasa Una actividad en ratones de trabajo fijos en la cabeza utilizando la microscopía de imágenes de por vida con fluorescencia de dos fotones in Vivo

Neuromodulation exerts powerful control over brain function. Dysfunction of neuromodulatory systems results in neurological and psychiatric disorders. ...

Preparation of the Rat Vocal Fold for Neuromuscular Analyses

Preparación de la cuerda vocal de la rata para análisis neuromusculares

The purpose of this tutorial is to describe the preparation of the rat vocal fold for histochemical neuromuscular study. This protocol outlines procedures ...