Name: a nanobar-supported lipid bilayer system for the study of membrane curvature sensing proteins in vitro
Uploaded: 2022-11-30T13:30:00
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Agradecemos al Centro de Nanofabricación de Nanyang (N2FC) y al Centro de Tecnologías Fotónicas Disruptivas (CDPT) de la Universidad Tecnológica de Nanyang (NTU) por apoyar la fabricación de nanoestructuras e imágenes SEM, la Plataforma de Producción de Proteínas (PPP) de la Escuela de Ciencias Biológicas NTU para la purificación de proteínas, y la Escuela de Ingeniería Química y Biomédica NTU para el microscopio confocal. Este trabajo está financiado por el Ministerio de Educación de Singapur (MOE) (W. Zhao, RG112/20, RG95/21 y MOE-T2EP30220-0009), el Instituto de Análisis y Ciencia Molecular Digital (IDMxS) apoyado por fondos del Ministerio de Educación bajo el esquema de Centros de Excelencia de Investigación (W. Zhao), la Fundación del Programa de Ciencia de la Frontera Humana (W. Zhao, RGY0088/2021), la Subvención de Inicio de NTU (W. Zhao), Escuela de Ingeniería Química y Biomédica NTU para la beca de investigación (X. Miao), y Consejo de Becas de China para la beca de investigación (J. Wu).

1. Limpieza del nanochip
<ol><li>Coloque el nanochip en un vaso de precipitados de 10 ml con el lado estampado hacia arriba. NOTA: Este nanochip de cuarzo se ha fabricado mediante litografía de haz de electrones como se describió anteriormente21. La geometría y la disposición de la nanoestructura en el chip se pueden diseñar a medida. Los tamaños de las nanobarras de gradiente utilizadas aquí son 2000 nm de longitud, 600 nm de altura y 100 a 1000 nm de ancho (...

<ol>
	<li>McMahon, H. T., Gallop, J. L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling. Nature. 438 (7068), 590-596 (2005).</li>
	<li>Zhao, W. et al. Nanoscale manipulation of membrane curvature for probing endocytosis in live cells. Nature Nanotechnology. 12 (8), 750-756 (2017).</li>
	<li>Galic, M. et al. External push and internal pull forces recruit curvature-sensing N-BAR domain proteins to the plasma membrane. Nature Cell Biology. 14 (8), 874-881 (2012).</li>
	<li>Rosholm, K. R. et al. Membrane curvature regulates ligand-specific membrane sorting of GPCRs in living cells. Nature Chemical Biology. 13 (7), 724-729 (2017).</li>
	<li>Lou, H. Y. et al. Membrane curvature underlies actin reorganization in response to nanoscale surface topography. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (46), 23143-23151 (2019).</li>
	<li>Cail, R. C., Shirazinejad, C. R., Drubin, D. G. Induced nanoscale membrane curvature bypasses the essential endocytic function of clathrin. Journal of Cell Biology. 221 (7), e202109013 (2022).</li>
	<li>Mu, H. et al. Patterning of oncogenic ras clustering in live cells using vertically aligned nanostructure arrays. Nano Letter. 22 (3), 1007-1016 (2022).</li>
	<li>Peter, B. J. et al. BAR domains as sensors of membrane curvature: the amphiphysin BAR structure. Science. 303 (5657), 495-499 (2004).</li>
	<li>Bigay, J., Casella, J. F., Drin, G., Mesmin, B., Antonny, B. ArfGAP1 responds to membrane curvature through the folding of a lipid packing sensor motif. The EMBO Journal. 24 (13), 2244-2253 (2005).</li>
	<li>Ebrahimkutty, M. P., Galic, M. Receptor-free signaling at curved cellular membranes. Bioessays. 41 (10), e1900068 (2019).</li>
	<li>Bhatia, V. K. et al. Amphipathic motifs in BAR domains are essential for membrane curvature sensing. The EMBO Journal. 28 (21), 3303-3314 (2009).</li>
	<li>Larsen, J., Hatzakis, N. S., Stamou, D. Observation of inhomogeneity in the lipid composition of individual nanoscale liposomes. Journal of the American Chemical Society. 133 (28), 10685-10687 (2011).</li>
	<li>Prevost, C. et al. IRSp53 senses negative membrane curvature and phase separates along membrane tubules. Nature Communications. 6, 8529 (2015).</li>
	<li>Simunovic, M. et al. How curvature-generating proteins build scaffolds on membrane nanotubes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 113 (40), 11226-11231 (2016).</li>
	<li>Holkar, S. S., Kamerkar, S. C., Pucadyil, T. J. Spatial control of epsin-induced clathrin assembly by membrane curvature. Journal of Biological Chemistry. 290 (23), 14267-14276 (2015).</li>
	<li>Dar, S., Kamerkar, S. C., Pucadyil, T. J. Use of the supported membrane tube assay system for real-time analysis of membrane fission reactions. Nature Protocols. 12 (2), 390-400 (2017).</li>
	<li>Nair, P. M., Salaita, K., Petit, R. S., Groves, J. T. Using patterned supported lipid membranes to investigate the role of receptor organization in intercellular signaling. Nature Protocols. 6 (4), 523-539 (2011).</li>
	<li>Lee, I. H., Kai, H., Carlson, L. A., Groves, J. T., Hurley, J. H. Negative membrane curvature catalyzes nucleation of endosomal sorting complex required for transport (ESCRT)-III assembly. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (52), 15892-15897 (2015).</li>
	<li>Beber, A. et al. Membrane reshaping by micrometric curvature sensitive septin filaments. Nature Communications. 10 (1), 420 (2019).</li>
	<li>Bridges, A. A., Jentzsch, M. S., Oakes, P. W., Occhipinti, P., Gladfelter, A. S. Micron-scale plasma membrane curvature is recognized by the septin cytoskeleton. Journal of Cell Biology. 213 (1), 23-32 (2016).</li>
	<li>Li, X. et al. A nanostructure platform for live-cell manipulation of membrane curvature. Nature Protocols. 14 (6), 1772-1802 (2019).</li>
	<li>Su, M. et al. Comparative study of curvature sensing mediated by F-BAR and an intrinsically disordered region of FBP17. iScience. 23 (11), 101712 (2020).</li>
	<li>Mayer, L. D., Hope, M. J., Cullis, P. R. Vesicles of variable sizes produced by a rapid extrusion procedure. Biochimica et Biophysica Acta. 858 (1), 161-168 (1986).</li>
	<li>Santoro, F. et al. Revealing the cell-material interface with nanometer resolution by focused ion beam/scanning electron microscopy. ACS Nano. 11 (8), 8320-8328 (2017).</li>
	<li>Platt, V. et al. Influence of multivalent nitrilotriacetic acid lipid-ligand affinity on the circulation half-life in mice of a liposome-attached His6-protein. Bioconjugate Chemistry. 21 (5), 892-902 (2010).</li>
	<li>Williams, D., Vicogne, J., Zaitseva, I., McLaughlin, S., Pessin, J. E. Evidence that electrostatic interactions between vesicle-associated membrane protein 2 and acidic phospholipids may modulate the fusion of transport vesicles with the plasma membrane. Molecular Biology of the Cell. 20 (23), 4910-4919 (2009).</li>
	<li>El Alaoui, F. et al. Structural organization and dynamics of FCHo2 docking on membranes. Elife. 11, e73156 (2022).</li>
	<li>Seu, K. J. et al. Effect of surface treatment on diffusion and domain formation in supported lipid bilayers. Biophysical Journal. 92 (7), 2445-2450 (2007).</li>
	<li>Hung, Y. F. et al. Amino terminal region of dengue virus NS4A cytosolic domain binds to highly curved liposomes. Viruses. 7 (7), 4119-4130 (2015).</li>
	<li>Hatzakis, N. S. et al. How curved membranes recruit amphipathic helices and protein anchoring motifs. Nature Chemical Biology. 5 (11), 835-841 (2009).</li>
	<li>Johnson, J. M., Ha, T., Chu, S., Boxer, S. G. Early steps of supported bilayer formation probed by single vesicle fluorescence assays. Biophysical Journal. 83 (6), 3371-3379 (2002).</li>
	<li>Jing, Y., Trefna, H., Persson, M., Kasemo, B., Svedhem, S. Formation of supported lipid bilayers on silica: relation to lipid phase transition temperature and liposome size. Soft Matter. 10 (1), 187-195 (2014).</li>
	<li>Cole, R. W., Jinadasa, T., Brown, C. M. Measuring and interpreting point spread functions to determine confocal microscope resolution and ensure quality control. Nature Protocols. 6 (12), 1929-1941 (2011).</li>
	<li>Itoh, T. et al. Dynamin and the actin cytoskeleton cooperatively regulate plasma membrane invagination by BAR and F-BAR proteins. Developmental Cell. 9 (6), 791-804 (2005).</li>
	<li>Florentsen, C. D. et al. Annexin A4 trimers are recruited by high membrane curvatures in giant plasma membrane vesicles. Soft Matter. 17 (2), 308-318 (2021).</li>
	<li>Sarkar, Y., Majumder, R., Das, S., Ray, A., Parui, P. P. Detection of curvature-radius-dependent interfacial pH/polarity for amphiphilic self-assemblies: positive versus negative curvature. Langmuir. 34 (21), 6271-6284 (2018).</li>
	<li>Raiborg, C., Stenmark, H. The ESCRT machinery in endosomal sorting of ubiquitylated membrane proteins. Nature. 458 (7237), 445-452 (2009).</li>
	<li>Alqabandi, M. et al. The ESCRT-III isoforms CHMP2A and CHMP2B display different effects on membranes upon polymerization. BMC Biology. 19 (1), 66 (2021).</li>
	<li>Leitenberger, S. M., Reister-Gottfried, E., Seifert, U. Curvature coupling dependence of membrane protein diffusion coefficients. Langmuir. 24 (4), 1254-1261 (2008).</li>
	<li>Bozelli, J. C., Jr. et al. Membrane curvature allosterically regulates the phosphatidylinositol cycle, controlling its rate and acyl-chain composition of its lipid intermediates. Journal of Biological Chemistry. 293 (46), 17780-17791 (2018).</li>
	<li>Parthasarathy, R., Yu, C. H., Groves, J. T. Curvature-modulated phase separation in lipid bilayer membranes. Langmuir. 22 (11), 5095-5099 (2006).</li>
	<li>Yuan, F. et al. Membrane bending by protein phase separation. Proceedings of the National Academy of Sciences. 118 (11), e2017435118 (2021).</li>
	<li>London, E. Membrane structure-function insights from asymmetric lipid vesicles. Accounts of Chemical Research. 52 (8), 2382-2391 (2019).</li>
	<li>Rossetti, F. F., Textor, M., Reviakine, I. Asymmetric distribution of phosphatidyl serine in supported phospholipid bilayers on titanium dioxide. Langmuir. 22 (8), 3467-3473 (2006).</li>
	<li>Richter, R. P., Maury, N., Brisson, A. R. On the effect of the solid support on the interleaflet distribution of lipids in supported lipid bilayers. Langmuir. 21 (1), 299-304 (2005).</li>
	<li>Wacklin, H. P., Thomas, R. K. Spontaneous formation of asymmetric lipid bilayers by adsorption of vesicles. Langmuir. 23 (14), 7644-7651 (2007).</li>
	<li>Lin, W. C., Blanchette, C. D., Ratto, T. V., Longo, M. L. Lipid asymmetry in DLPC/DSPC-supported lipid bilayers: a combined AFM and fluorescence microscopy study. Biophysical Journal. 90 (1), 228-237 (2006).</li>
</ol>

El sistema nanobar-SLB descrito aquí ofrece una combinación única de las ventajas en varios ensayos in vitro existentes. Revela eficientemente la unión preferencial de proteínas a membranas altamente curvadas como el ensayo de flotación o sedimentación de liposomas, pero requiere muchas menos muestras y ofrece una curvatura definida con mayor precisión en nanobarras individuales 8,29. También ofrece una amplia gama de curvatura controlada con pr...

La curvatura de la membrana es un parámetro físico crítico de una célula que ocurre en una variedad de procesos celulares como la morfogénesis, la división celular y la migración celular1. Ahora se reconoce ampliamente que la curvatura de la membrana va más allá de un simple resultado de eventos celulares; En cambio, se ha convertido en un regulador eficaz de las interacciones de proteínas y la señalización intracelular. Por ejemplo, se encontró que varias proteínas involucradas en la endocitosis mediada por clatrina se unen preferentemente a la membrana curva, lo que resulta en la formación de un punto caliente para la endocitosis2. Hay muchas causas diferentes de deformación de la membrana, como el tirón de la membrana por las fuerzas citoesqueléticas, la presencia de asimetría lipídica con grupos de cabeza de diferentes tamaños, la existencia de proteínas transmembrana con forma cónica, la acumulación de proteínas formadoras de membrana como las proteínas de dominio BAR (llamadas así por las proteínas Bin, anfifisina y Rvs), y la inserción del dominio de las hélices anfipáticas en la membrana1 . Curiosamente, estas proteínas y lípidos no solo deforman la membrana, sino que también pueden sentir la curvatura de la membrana y exhibir acumulación preferencial1. Por lo tanto, es crucial estudiar si y cómo las membranas con diferentes curvaturas alteran la distribución y la dinámica de las proteínas y lípidos unidos a ellas y los posibles impactos en los procesos intracelulares relacionados.
Se han desarrollado muchas técnicas para analizar la interacción entre la membrana curva y las proteínas tanto en células vivas como en sistemas in vitro. El sistema de células vivas proporciona un entorno celular real con rica diversidad lipídica y regulación dinámica de señalización proteica 2,3,4,5,6,7. Sin embargo, un sistema tan sofisticado es difícil de estudiar debido a las incertidumbres y fluctuaciones en el entorno intracelular. Por lo tanto, los ensayos in vitro utilizando una membrana artificial compuesta de especies lipídicas conocidas y proteínas purificadas se han convertido en poderosos sistemas de reconstitución para caracterizar la relación entre proteínas y membranas curvas. Tradicionalmente, los liposomas de diferentes diámetros se generan por extrusión para detectar proteínas sensibles a la curvatura mediante un ensayo de cosedimentación utilizando fuerza centrífuga o un ensayo de coflotación con un gradiente de densidad para evitar la agregación de proteínas 8,9. Sin embargo, la curvatura de los liposomas extruidos está limitada por el tamaño de poro disponible del filtro de membrana utilizado en la extrusora10. Se ha demostrado que el ensayo de curvatura de liposoma único (SLiC) supera esta limitación, en el que los liposomas con diferentes diámetros son marcados con fluorescencia e inmovilizados sobre la superficie para que la curvatura pueda ser marcada por la intensidad fluorescente11. Sin embargo, se ha observado una fuerte variabilidad en la composición lipídica en vesículas pequeñas, lo que afecta la precisión de la medición de la curvatura12. Los experimentos de tracción de la correa proporcionan una medición más precisa de la curvatura en la correa transitoria extraída de vesículas unilamelares gigantes (GUV) utilizando una pinza óptica, donde la curvatura puede ser bien controlada por la tensión de membrana generada13,14. Este método es adecuado para estudiar proteínas de detección de curvatura positiva o negativa, pero está limitado por el rendimiento de la generación de tubos10. El ensayo de tubos de membrana soportados (SMrT) permite la generación simultánea de múltiples tubos de membrana que se extruyen del mismo depósito de lípidos mediante flujos microfluídicos. Sin embargo, la curvatura de la membrana varía intrínsecamente a lo largo del nanotubo, lo que compromete la precisión de la medición de la curvatura basada en la intensidad de fluorescencia15,16. En comparación, el uso de pequeñas vesículas unilamelares (SUVs, diámetro <100 nm17) para formar una bicapa lipídica soportada (SLB) en superficies que contienen topografías diseñadas generó una sola membrana bicapa con curvaturas predeterminadas por nanofabricación o nanomateriales en alta precisión18,19,20.
Aquí, presentamos un protocolo para la formación del SLB en superficies de nanochips fabricadas con matrices de nanobarras y cómo se puede usar para probar la sensibilidad a la curvatura de proteínas in vitro. Como se muestra en la Figura 1, hay seis componentes esenciales del ensayo: A) Limpieza y montaje del chip con una cámara microfluídica; B) Preparación de SUV con composición lipídica definida; C) Formación del SLB en un nanochip y unión con proteínas sensibles a la curvatura; D) Obtención de imágenes y caracterización de las proteínas sensibles a SLB y curvatura bajo microscopía de fluorescencia; E) Limpieza del chip para su reutilización; F) Procesamiento de imágenes para el análisis cuantitativo de la capacidad de detección de curvatura de proteínas. El protocolo detallado se describe paso a paso a continuación.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Anhydrous Ethanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>100983</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum foil</td>
			<td>Diamond</td>
			<td>RN0879999FU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amber Vial</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>27115-U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brain PS: L-&#945;-phosphatidylserine (Brain, Porcine) (sodium salt)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids, Inc.</td>
			<td>840032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL Beaker</td>
			<td>Schott-Duran</td>
			<td>SCOT211060804</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL Beaker</td>
			<td>Schott-Duran</td>
			<td>SCOT211061706</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 mL Beaker</td>
			<td>Schott-Duran</td>
			<td>SCOT211065408</td>
			<td>The second container&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>V800117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton buds</td>
			<td>Watsons</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18:1 DGS-NTA(Ni): 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-[(N-(5-amino-1-carboxypentyl)iminodiacetic acid)succinyl] (nickel salt)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids, Inc.</td>
			<td>790404</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Egg PC: L-&#945;-phosphatidylcholine (Egg, Chicken)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids, Inc.</td>
			<td>840051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F-BAR</td>
			<td>Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore</td>
			<td></td>
			<td>Proteins and peptide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F-BAR+IDR</td>
			<td>Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore</td>
			<td></td>
			<td>Proteins and peptide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFP</td>
			<td>Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore</td>
			<td></td>
			<td>Proteins and peptide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFP-His</td>
			<td>Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore</td>
			<td></td>
			<td>Proteins and peptide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism</td>
			<td>GraphPad</td>
			<td>V9.0.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen Peroxide, 30% (Certified ACS)</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>H325-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IDR from human FBP17</td>
			<td>Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td>1.50d</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Scanning Confocal Microscopy</td>
			<td>Zeiss&#160;</td>
			<td>LSM 800 with Airyscan</td>
			<td>100x (N.A.1.4) oil objective.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>10010240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-extuder&#160;</td>
			<td>Avanti Polar Lipids, Inc.</td>
			<td>610000-1EA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Microtubes</td>
			<td>Greiner</td>
			<td>616201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td>R2018b</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nuclepore Hydrophilic Membrane,0.1 &#956;m</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>800309</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Bufferen Saline (PBS)</td>
			<td>Life Technologies Holdings Pte Ltd.</td>
			<td>70013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polydimethylsiloxane (PDMS) Base</td>
			<td>Dow Corning Corporation</td>
			<td>SYLGARD 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polydimethylsiloxane (PDMS) Crosslinker</td>
			<td>Dow Corning Corporation</td>
			<td>SYLGARD 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Cleaner</td>
			<td>HARRICK PLASMA</td>
			<td>PDC-002-HP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quartz Nanochip</td>
			<td>Donghai County Alfa Quartz Products CO., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydroxide&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>795429</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>258105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Texas Red DHPE: Texas Red 1,2-Dihexadecanoyl-sn-Glycero-3-Phosphoethanolamine, Triethylammonium Salt</td>
			<td>Life Technologies Holdings Pte Ltd.</td>
			<td>T1395MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezer</td>
			<td>Gooi</td>
			<td>PDC-002-HP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic Cleaners</td>
			<td>Elma</td>
			<td>D-78224</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Voterx</td>
			<td>Scientific Industries</td>
			<td>G560E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Desiccator</td>
			<td>NUCERITE</td>
			<td>5312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water Bath</td>
			<td>Julabo</td>
			<td>TW8</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a nanobar-supported lipid bilayer system for the study of membrane curvature sensing proteins in vitro

La curvatura de la membrana juega un papel importante en varios procesos esenciales de las células, como la migración celular, la división celular y el tráfico de vesículas. No solo es generado pasivamente por actividades celulares, sino que también regula activamente las interacciones de proteínas y está involucrado en muchas señales intracelulares. Por lo tanto, es de gran valor examinar el papel de la curvatura de la membrana en la regulación de la distribución y dinámica de proteínas y lípidos. Recientemente, se han desarrollado muchas técnicas para estudiar la relación entre la membrana curva y la proteína in vitro. En comparación con las técnicas tradicionales, la bicapa lipídica (SLB) soportada por nanobar, recientemente desarrollada, ofrece un alto rendimiento y una mejor precisión en la generación de curvatura de membrana al formar una bicapa lipídica continua en matrices de nanobarras con patrones con una curvatura de membrana predefinida y control plano local. Tanto la fluidez lipídica como la sensibilidad proteica a las membranas curvas se pueden caracterizar cuantitativamente utilizando imágenes de microscopía de fluorescencia. Aquí, se presenta un procedimiento detallado sobre cómo formar un SLB en superficies de vidrio fabricadas que contienen matrices de nanobarras y la caracterización de proteínas sensibles a la curvatura en dicho SLB. Además, se cubren los protocolos para la reutilización de nanochips y el procesamiento de imágenes. Más allá del nanobar-SLB, este protocolo es fácilmente aplicable a todos los tipos de chips de vidrio nanoestructurado para estudios de detección de curvatura.

El diseño de nanobarras se recomienda para sondear proteínas de detección de curvatura positiva, que contiene un medio círculo en cada extremo con curvatura definida por el ancho de nanobarra y un control de curvatura plana / cero localmente en el centro (Figura 2A, B). La formación exitosa del SLB en nanobarras da como resultado señales de marcadores lipídicos distribuidos uniformemente en toda la superficie de la nanobarra, como se muestra en la <strong class="xfig"...

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A Nanobar-Supported Lipid Bilayer System for the Study of Membrane Curvature Sensing Proteins in vitro

Aquí, se desarrolla un sistema de bicapa lipídica soportado por nanobarras para proporcionar una membrana sintética con una curvatura definida que permite la caracterización de proteínas con capacidad de detección de curvatura in vitro.

Un sistema de bicapa lipídica soportado por nanobar para el estudio de proteínas de detección de curvatura de membrana in vitro

Membrane curvature plays important roles&#160;in various essential processes of cells, such as cell migration, cell division, and vesicle trafficking. It ...

Este sistema de bicapa lipídica soportado por nanobarras se puede utilizar para estudiar el papel de la curvatura de la membrana en la regulación de la dinámica y la distribución de proteínas y lípidos durante las actividades celulares. Esta técnica ofrece tanto alta sub raíz como mala en la generación de curvatura de membrana al formar una bicapa lipídica continua sobre errores patentados de nanobar con curvatura de membrana predefinida por nanofabricación de alta resolución. Para comenzar, coloque el nanochip en un vaso de precipitados de 10 mililitros con el lado del patrón hacia arriba.Agregue cuidadosamente un mililitro de ácido sulfúrico al 98% al vaso de precipitados y asegúrese de que el ácido cubra completamente la parte frontal y posterior del chip. Gire lentamente el vaso de precipitados y agregue 200 microlitros de peróxido de hidrógeno al 30% gota a gota hasta que todo el vaso de precipitados se caliente. Asegúrese de que el ácido sulfúrico y el peróxido de hidrógeno estén bien mezclados para formar una solución de piraña para la eliminación de moléculas orgánicas del nanochip.Coloque el vaso de precipitados en un recipiente de vidrio secundario y mantenga el nano chip sumergido en la solución de piraña durante la noche para limpiar las impurezas a fondo. Saque el vaso de precipitados y pipete cuidadosamente la solución de piraña en un recipiente de residuos ácidos. Cargue cinco mililitros de agua desionizada en el vaso de precipitados para diluir el ácido residual y desecharlo en los desechos ácidos.Repita este paso cinco veces. Agarre el chip con pinzas y lávelo con un chorro continuo de agua desionizada para eliminar completamente el ácido residual. Seque el chip con 99.9% de gas nitrógeno para la formación de SLB.Sonicar la mezcla lipídica durante 30 minutos. Congele la mezcla de lípidos en nitrógeno líquido durante 20 segundos y luego descongele a 42 grados centígrados durante dos minutos en un baño de agua. Repita los ciclos de congelación/descongelación 30 veces.Después de eso, la mezcla de lípidos parece un líquido claro. Pase la mezcla de lípidos a través de la mini extrusora y extruya hacia adelante y hacia atrás 20 veces. Recoja los SUV de la jeringa en el otro lado para reducir la contaminación con partículas más grandes o material extraño, y transfiéralos a un tubo de centrífuga de 1.5 mililitros.Saque el nanochip limpio del agua desionizada con cuidado con un par de pinzas y séquelo con 99.9% de gas nitrógeno. Realice la limpieza superficial del nanochip con tratamiento de plasma de aire durante una hora. Ensamble el nano chip en una cámara PDMS.Comience colocando el chip sobre una superficie limpia con el patrón hacia arriba. Cubra suavemente el PDMS medio con el chip y asegúrese de que todo el patrón esté expuesto al área central de la gran abertura de forma ovalada en el PDMS medio. Cubra el PDMS superior con el PDMS medio y mantenga sus dos orificios pequeños dentro de la región del orificio ovalado grande del PDMS medio.Luego, se ensambla la cámara PDMS. Cargue los SUV en el canal PDMS desde uno de los dos orificios pequeños en el PDMS superior con una pipeta e incube durante 15 minutos a temperatura ambiente para formar el SLB. Pipete suavemente el tampón PBS en el canal PDMS desde un lado del orificio pequeño y retire los desechos con un bastoncillo de algodón del otro orificio para lavar los SUV no unidos.Luego adquiera el SLB formado en el nano chip. Configure la microscopía confocal de escaneo láser utilizando un objetivo de aceite de 100 x. Abra el software Zen para seleccionar la potencia del láser de excitación que puede excitar la fluorescencia del lípido y la proteína.Elija Modo de adquisición. Luego haga clic en Configuración inteligente, seguido de Texas Red. Ajuste el enfoque con la perilla de enfoque para ubicar las nano barras en el chip hasta que los bordes de la nano barra estén afilados debajo del canal lipídico.Establezca los parámetros de escaneo para obtener una imagen de control del canal lipídico antes de agregar proteína. Realice el ensayo FRAP blanqueando con bicapa lipídica marcada con fluorescencia en un área aleatoria de nanobar. Active las casillas Regiones de experimento y Blanqueo.Dibuje un área circular de cinco micrómetros de diámetro que pueda incluir toda la nanobarra en el centro y agregue a las regiones del experimento. Introduzca parámetros de imagen TimeLapse. Elija Serie temporal.A continuación, haga clic en Duración. Seleccione 100 ciclos e intervalo igual a dos segundos. Parámetros de blanqueo de entrada.Seleccione las casillas de verificación láser que realizan FRAP y cambie la potencia a 100%Haga clic en Iniciar experimento para el experimento FRAP. Cargue la solución proteica en el canal PDMS e incube durante cinco minutos a temperatura ambiente para permitir la unión de la proteína en el SLB. Vuelva a enfocar las nanobarras y configure los parámetros de escaneo para tomar imágenes de los canales de lípidos y proteínas para la detección de la curvatura de proteínas.Seleccione Regiones experimentales y realice el ensayo FRAP en los canales de lípidos y proteínas, y realice imágenes TimeLapse para caracterizar la movilidad de la proteína sensible a la curvatura. Ambos muestran una mayor acumulación en el extremo de nanobarras individuales recubiertas con SLB con 300 nanómetros de ancho. Aquí el SLB contiene 10% PS para mejorar electrostáticamente la unión a proteínas.Ambas proteínas tienen una relación de extremo a centro más alta que los lípidos, que es alrededor de uno. Al comparar el IDR FBP17 y la F-Bar, la mayor relación extremo a centro del IDR FBP17 indica una detección de curvatura más fuerte que la F-Bar. Las tres proteínas mostraron acumulación preferencial en los sitios de membrana curvada del extremo nanobar cuando la curvatura disminuyó por debajo de 400 nanómetros de diámetro.Entre estos tres dominios de proteínas, IDR FBP17 proporciona la nano barra y densidad más altas, lo que indica su mayor capacidad de detección de curvatura, mientras que F-Bar muestra el valor más bajo. La curva de unión a proteínas se puede trazar aumentando gradualmente la concentración de proteínas, lo que muestra que IDR FBP17 tiene una fuerte capacidad de detección de curvatura cooperativa. En comparación con la rápida recuperación de señales lipídicas en nanobares, la F-Bar no puede recuperarse en dos minutos, lo que sugiere una movilidad de membrana significativamente disminuida y la dinámica de asociación en los sitios de membrana curva.Sorprendentemente, a diferencia del comportamiento de F-Bar, las señales IDR FBP17 mostraron una recuperación obvia dentro del mismo período de tiempo, lo que indica la naturaleza dinámica de IDR FBP17 acumulada en las membranas curvas. Sin embargo, después de lavar el IDR FBP17 no unido en la solución, no se pudo observar la misma recuperación en el canal IDR FBP17 como antes. La calidad SLB es muy importante cuando se estudia la interacción entre la membrana curva y la proteína.Por lo tanto, la prueba FRAP es necesaria en nuestro experimento para validar la movilidad de la membrana. Este sistema ayudará a los investigadores a estudiar diversos parámetros que afectan la interacción de proteínas con la membrana curva, como los dominios de detección de curvatura y la composición lipídica, así como a realizar estudios dinámicos sobre la membrana curva, como los comportamientos de separación de caras.

Research

JoVE Journal

Biochemistry

A Nanobar-Supported Lipid Bilayer System for the Study of Membrane Curvature Sensing Proteins in vitro

Using Scaffold Liposomes to Reconstitute Lipid-proximal Protein-protein Interactions In Vitro

Using Scaffold Liposomes to Reconstitute Lipid-proximal Protein-protein Interactions In Vitro

El uso de andamios liposomas para reconstituir las interacciones proteína-proteína-lípidos proximal<em&gt; In Vitro</em

Studies of integral membrane proteins in vitro are frequently complicated by the presence of a hydrophobic transmembrane domain. Further complicating ...

Investigación

Bioquímica

Nitrogen Cavitation and Differential Centrifugation Allows for Monitoring the Distribution of Peripheral Membrane Proteins in Cultured Cells

Nitrógeno cavitación y centrifugación diferencial permite el monitoreo de la distribución periférica de proteínas de membrana en células cultivadas

Cultured cells are useful for studying the subcellular distribution of proteins, including peripheral membrane proteins. Genetically encoded fluorescently ...

Detergent-free Ultrafast Reconstitution of Membrane Proteins into Lipid Bilayers Using Fusogenic Complementary-charged Proteoliposomes.

Libre de detergente ultra rápida reconstitución de proteínas de membrana en bicapas lipídicas soportadas utilizando fusogénicas complementarios cargados de Proteoliposomes.

Detergents are indispensable for delivery of membrane proteins into 30-100 nm small unilamellar vesicles, while more complex, larger model lipid bilayers ...

Dissipative Microgravimetry to Study the Binding Dynamics of the Phospholipid Binding Protein Annexin A2 to Solid-supported Lipid Bilayers Using a Quartz Resonator

Microgravimetry disipativo para estudiar la dinámica de unión de la fosfolípido vinculante proteínas anexina A2 a bicapas de lípidos respaldados por el sólido utilizando un resonador de cuarzo

The dissipative quartz crystal microbalance technique is a simple and label-free approach to measure simultaneously the mass uptake and viscoelastic ...

A Fluorescence Fluctuation Spectroscopy Assay of Protein-Protein Interactions at Cell-Cell Contacts

Un análisis de espectroscopia de fluorescencia fluctuación de interacciones de proteínas en los contactos célula-célula

A variety of biological processes involves cell-cell interactions, typically mediated by proteins that interact at the interface between neighboring ...

Single Liposome Measurements for the Study of Proton-Pumping Membrane Enzymes Using Electrochemistry and Fluorescent Microscopy

Medidas solo de liposomas para el estudio de enzimas de membrana bombas de protones usando electroquímica y microscopia fluorescente

Proton-pumping enzymes of electron transfer chains couple redox reactions to proton translocation across the membrane, creating a proton-motive force used ...

Using In Vitro Fluorescence Resonance Energy Transfer to Study the Dynamics Of Protein Complexes at a Millisecond Time Scale

Uso en transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia de Vitro para el estudio de la dinámica de los complejos de la proteína en una escala de tiempo de milisegundos

Proteins are the primary operators of biological systems, and they usually interact with other macro- or small molecules to carry out their biological ...

Isolation of Lipoprotein Particles from Chicken Egg Yolk for the Study of Bacterial Pathogen Fatty Acid Incorporation into Membrane Phospholipids

Aislamiento de partículas de lipoproteínas de yema de huevo de pollo para el estudio de la incorporación de ácidos grasos patógenos bacterianos en fosfolípidos de membrana

Staphylococcus aureus and other Gram-positive pathogens incorporate fatty acids from the environment into membrane phospholipids. During infection, the ...

PeptiQuick, a One-Step Incorporation of Membrane Proteins into Biotinylated Peptidiscs for Streamlined Protein Binding Assays

PeptiQuick, una incorporación de un solo paso de proteínas de membrana en peptidiscos biotinylados para ensayos de unión a proteínas optimizadas

Membrane proteins, including transporters, channels, and receptors, constitute nearly one-fourth of the cellular proteome and over half of current drug ...

Native Cell Membrane Nanoparticles System for Membrane Protein-Protein Interaction Analysis

Sistema de nanopartículas de membrana celular nativa para análisis de interacción proteína-proteína de membrana

Protein-protein interactions in cell membrane systems play crucial roles in a wide range of biological processes- from cell-to-cell interactions to signal ...