Name: determining temperature preference of mosquitoes and other ectotherms
Uploaded: 2022-09-28T13:50:00
Duration: 5 min 31 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Determining Temperature Preference of Mosquitoes and Other Ectotherms at JoVE.com

AHR reconnaît le soutien financier du Majlis Amanah Rakyat (MARA).

NOTE: Ce protocole est écrit pour BSL 1 ou 2; pour les travaux BSL 3, exécuter l’intégralité du protocole à l’intérieur d’une enceinte de biosécurité de classe 3 (boîte à gants).
1. Préparation des insectes
<ol><li>Préparez deux cages vides pour moustiques (17,5 cm x 17,5 cm x 17,5 cm) avec 12 cm d’ouvertures de manchons (figure 1). Avant de procéder aux expériences, assurez-vous qu’il n’y a pas de trous ou d’autres dommages aux cages à moustiques.</li>
	<li>À l’aide d’un aspirateur mécanique (un simple pooter avec une chambre de collecte), transférer 30 insectes (par exemple, les moustiques Aedes aegypti ; ici, les femelles 3 à 5 jours après la levée ont été utilisées) dans une cage séparée pour faciliter la manipulation et l’élimination après l’expérience. REMARQUE: Un total de 30 insectes par expérience est suggéré car il est facile à gérer et à compter sans risque élevé de fuite de moustiques. Le nombre d’insectes utilisés peut être ajusté pour correspondre à l’objectif de l’expérience.</li>
</ol>2. Installation d’appareils à deux chambres
<ol><li>Réglez les incubateurs aux températures souhaitées, conformément aux instructions du fabricant de l’incubateur.</li>
	<li>Laissez les incubateurs chauffer et se stabiliser aux températures spécifiques, qui sont de <30 min pour des températures comprises entre 25 et 30 °C. Vérifiez la température de l’air dans l’incubateur avec une sonde de température, pour vous assurer que l’incubateur est réglé à la température prévue.</li>
	<li>Placez une cage à moustiques vide dans chaque incubateur (figure 2A).</li>
	<li>Introduisez les manchons de la cage par le trou avant de l’incubateur. Préparez un couvercle ouvrable (rabat) avec du ruban adhésif et placez-le sur le trou du tube en acrylique (figure 2B).</li>
	<li>Insérez le tube en acrylique dans le manchon d’une cage au-dessus du trou de l’incubateur. Le diamètre du tube est plus grand que le trou à l’avant des incubateurs afin qu’il recouvre complètement le trou.</li>
	<li>Serrez le maillage du manchon autour du tube à l’aide d’un élastique ou d’un collier réutilisable (figure 2C). S’assurer que le tube en acrylique n’est pas desserré et ne pend pas entre les incubateurs; Si c’est le cas, tirez les manchons de la cage pour enlever l’excès de matière entre la cage et l’élastique.</li>
	<li>Placez les deux incubateurs l’un en face de l’autre et répétez les étapes 2.5 et 2.6 avec le manchon de l’autre incubateur. Les deux cages sont maintenant solidement reliées par le tube en acrylique (figure 2D).</li>
</ol>3. Insertion de moustiques
<ol><li>Ouvrez le rabat du ruban adhésif pour l’insertion des moustiques. Placez un entonnoir dans le trou. Videz les insectes dans l’entonnoir qui a été placé dans le tube en acrylique. NOTE: Si désiré / requis: pour les moustiques, utilisez un stylo CO2 pour assommer tous les moustiques avant de les placer dans l’entonnoir21; pour la drosophile, utilisez de la glace pour abattre les insectes22.</li>
	<li>Retirez l’entonnoir et couvrez le trou dans le tube avec le rabat à ruban adhésif. Laisser reposer 30 min pour que les insectes choisissent la chambre préférée. REMARQUE: Si du CO2 ou de la glace a été utilisé, tapotez légèrement le pont tubulaire pour réveiller les insectes après quelques minutes.</li>
</ol>4. Comptage des moustiques
<ol><li>Après 30 minutes, observez visuellement et notez combien d’insectes ont été trouvés dans le pont (le tube acrylique).</li>
	<li>Tapotez/soufflez les insectes dans le pont de chaque côté de l’incubateur. Enregistrement à déduire du nombre total d’insectes plus tard. REMARQUE : Éliminer les 30 insectes de l’appareil en libérant du CO 2 dans le pont (utiliser du CO2 pour tous les insectes, car la glace n’abattra pas les insectes dans les cages). Prenez également note du nombre d’insectes dans le pont qui volent de chaque côté de l’incubateur.</li>
	<li>Pincez et fermez les manchons du tube en acrylique des deux côtés, fixez rapidement avec un nœud pour fermer les cages et assurez-vous que l’élastique est toujours intact pour empêcher les insectes de s’échapper.</li>
	<li>Retirez les cages de l’incubateur et comptez visuellement les insectes dans chaque cage (déduisez le nombre d’insectes du pont si nécessaire).</li>
	<li>Répétez l’étape 4.4 avec l’autre cage. Assurez-vous que les chiffres des deux incubateurs et du pont totalisent 30 (ou le nombre d’insectes utilisés, s’il est différent).</li>
	<li>Si les chiffres ne correspondent pas au nombre total d’insectes utilisés à l’étape 1.2, recherchez les insectes restants dans la pochette de la cage.</li>
</ol>5. Réplication
<ol><li>Lorsque vous effectuez des expériences, assurez-vous de tenir compte des biais externes possibles, tels que la direction de la lumière, les odeurs ambiantes, etc. Par exemple, en inversant les cages, l’orientation de l’incubateur et les combinaisons entre les réplications.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Wright, R. K., Cooper, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+effects+on+ectotherm+immune+responses.">Temperature effects on ectotherm immune responses.</a> Developmental &amp; Comparative Immunology. 5, 117-122 (1981).</li><li>Deal, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+temperature+preferendum+of+certain+insects.">The temperature preferendum of certain insects.</a> The Journal of Animal Ecology. 10 (2), 323-356 (1941).</li><li>Hongoh, V., Berrang-Ford, L., Scott, M. E., Lindsay, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expanding+geographical+distribution+of+the+mosquito,+Culex+pipiens,+in+Canada+under+climate+change.">Expanding geographical distribution of the mosquito, Culex pipiens, in Canada under climate change.</a> Applied Geography. 33, 53-62 (2012).</li><li>Beck-Johnson, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+temperature+fluctuations+in+understanding+mosquito+population+dynamics+and+malaria+risk.">The importance of temperature fluctuations in understanding mosquito population dynamics and malaria risk.</a> Royal Society Open Science. 4 (3), 160969 (2017).</li><li>Erraguntla, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Predictive+model+for+microclimatic+temperature+and+its+use+in+mosquito+population+modeling.">Predictive model for microclimatic temperature and its use in mosquito population modeling.</a> Scientific Reports. 11 (1), 18909 (2021).</li><li>Shapiro, L. L., Whitehead, S. A., Thomas, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+the+effects+of+temperature+on+mosquito+and+parasite+traits+that+determine+the+transmission+potential+of+human+malaria.">Quantifying the effects of temperature on mosquito and parasite traits that determine the transmission potential of human malaria.</a> PLoS Biology. 15 (10), 20033489 (2017).</li><li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decline+in+symbiont-dependent+host+detoxification+metabolism+contributes+to+increased+insecticide+susceptibility+of+insects+under+high+temperature.">Decline in symbiont-dependent host detoxification metabolism contributes to increased insecticide susceptibility of insects under high temperature.</a> The ISME Journal. 15 (12), 3693-3703 (2021).</li><li>Amarasekare, P., Savage, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+framework+for+elucidating+the+temperature+dependence+of+fitness.">A framework for elucidating the temperature dependence of fitness.</a> The American Naturalist. 179 (2), 178-191 (2012).</li><li>Buckley, L. B., Nufio, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elevational+clines+in+the+temperature+dependence+of+insect+performance+and+implications+for+ecological+responses+to+climate+change.">Elevational clines in the temperature dependence of insect performance and implications for ecological responses to climate change.</a> Conservation Physiology. 2 (1), 035 (2014).</li><li>MacLean, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+preference+across+life+stages+and+acclimation+temperatures+investigated+in+four+species+of+Drosophila.">Temperature preference across life stages and acclimation temperatures investigated in four species of Drosophila.</a> Journal of Thermal Biology. 86, 102428 (2019).</li><li>Casta&#241;eda, L. E., Romero-Soriano, V., Mesas, A., Roff, D. A., Santos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+potential+of+thermal+preference+and+heat+tolerance+in+Drosophila+subobscura.">Evolutionary potential of thermal preference and heat tolerance in Drosophila subobscura.</a> Journal of Evolutionary Biology. 32 (8), 818-824 (2019).</li><li>Weldon, C. W., Terblanche, J. S., Bosua, H., Malod, K., Chown, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Male+Mediterranean+fruit+flies+prefer+warmer+temperatures+that+improve+sexual+performance.">Male Mediterranean fruit flies prefer warmer temperatures that improve sexual performance.</a> Journal of Thermal Biology. 108, 103298 (2022).</li><li>Sayeed, O., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+genetics+of+thermosensation+and+hygrosensation+in+Drosophila.">Behavioral genetics of thermosensation and hygrosensation in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 93 (12), 6079-6084 (1996).</li><li>Verhulst, N. O., Brendle, A., Blanckenhorn, W. U., Mathis, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+preferences+of+subtropical+Aedes+aegypti+and+temperate+Ae.+japonicus+mosquitoes.">Thermal preferences of subtropical Aedes aegypti and temperate Ae. japonicus mosquitoes.</a> Journal of Thermal Biology. 91, 102637 (2020).</li><li>Ziegler, R., Blanckenhorn, W. U., Mathis, A., Verhulst, N. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video+analysis+of+the+locomotory+behaviour+of+Aedes+aegypti+and+Ae.+japonicus+mosquitoes+under+different+temperature+regimes+in+a+laboratory+setting.">Video analysis of the locomotory behaviour of Aedes aegypti and Ae. japonicus mosquitoes under different temperature regimes in a laboratory setting.</a> Journal of Thermal Biology. 105, 103205 (2022).</li><li>Blanford, S., Read, A. F., Thomas, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+behaviour+of+Anopheles+stephensi+in+response+to+infection+with+malaria+and+fungal+entomopathogens.">Thermal behaviour of Anopheles stephensi in response to infection with malaria and fungal entomopathogens.</a> Malaria Journal. 8, 72 (2009).</li><li>Nakae, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-related+anomalies+in+the+growth+of+selected+bacteria.">Temperature-related anomalies in the growth of selected bacteria.</a> Journal of Dairy Science. 54 (12), 1780-1783 (1971).</li><li>Rajpurohit, S., Schmidt, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+thermal+behavior+in+smaller+insects:+A+case+study+in+Drosophila+melanogaster+demonstrates+effects+of+sex,+geographic+origin,+and+rearing+temperature+on+adult+behavior.">Measuring thermal behavior in smaller insects: A case study in Drosophila melanogaster demonstrates effects of sex, geographic origin, and rearing temperature on adult behavior.</a> Fly. 10 (4), 149-161 (2016).</li><li>Truitt, A. M., Kapun, M., Kaur, R., Miller, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wolbachia+modifies+thermal+preference+in+Drosophila+melanogaster.">Wolbachia modifies thermal preference in Drosophila melanogaster.</a> Environmental Microbiology. 21 (9), 3259-3268 (2019).</li><li>Reinhold, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Species-specificity+in+thermopreference+and+CO2-gated+heat-seeking+in+Culex+mosquitoes.">Species-specificity in thermopreference and CO2-gated heat-seeking in Culex mosquitoes.</a> Insects. 13 (1), 92 (2022).</li><li>Lin, C. S., Georghiou, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tolerance+of+mosquito+larvae+and+pupae+to+carbon+dioxide+anesthesia.">Tolerance of mosquito larvae and pupae to carbon dioxide anesthesia.</a> Mosquito News. 36 (4), 460-461 (1976).</li><li>Ito, F., Awasaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+temperature+preference+behavior+and+effects+of+temperature+on+daily+behavior+in+11+Drosophila+species.">Comparative analysis of temperature preference behavior and effects of temperature on daily behavior in 11 Drosophila species.</a> Scientific Reports. 12 (1), 1-15 (2022).</li><li>Bartholomew, N., Burdett, J., VandenBrooks, J., Quinlan, M. C., Call, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+climbing+and+flight+behaviour+in+Drosophila+melanogaster+following+carbon+dioxide+anaesthesia.">Impaired climbing and flight behaviour in Drosophila melanogaster following carbon dioxide anaesthesia.</a> Scientific Reports. 5, 15298 (2015).</li></ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

L’étude décrit une nouvelle méthode pour observer la préférence de température chez les moustiques. Dans cette méthode, les moustiques sont libérés dans un tube relié à deux incubateurs avec des températures contrôlables indépendamment. De cette manière, les moustiques sont autorisés à choisir librement entre deux températures sans perturber leurs comportements naturels et le mécanisme d’expression de ce choix (par exemple, voler).
Notre première expérience représentative a utilisé la température optimale du moustique de 27 ° C dans les deux chambres. Au cours des répétitions de cette expérience, on a observé que les moustiques volaient librement entre les deux cages pendant les 30 minutes, et dans toutes les répliques, il y en avait un nombre presque égal dans chacune des deux chambres. Cela a confirmé l’intention expérimentale de permettre aux moustiques de choisir librement entre les cages tout en présentant leurs comportements naturels (vol). Inversement, la deuxième expérience représentative utilisait la température optimale attrayante de 27 °C dans une chambre et une température sous-optimale et donc répulsive de 30 °C dans la deuxième chambre. Comme prévu, les moustiques ont systématiquement sélectionné la chambre de température optimale à haute importance, même lorsque nous avons échangé les incubateurs pour éviter les biais.
Nous avons également testé la configuration pour un insecte différent, D. melanogaster (mouches des fruits), représentant un autre organisme modèle ectotherme. Une chambre a été réglée à la température optimale de D. melanogaster, 25 °C, et l’autre a été réglée à 3 °C plus haut, 28 °C. Comme les moustiques, les mouches des fruits ont également favorisé leur température optimale et évité la chambre plus chaude. Cela démontre que le protocole convient à une gamme d’ectothermes.
Description des étapes critiques du protocole La principale étape critique du protocole est la manipulation des insectes, car elle génère la possibilité que les insectes s’échappent. Cela peut être évité en déterminant qu’il n’y a pas de trous assez grands pour s’échapper dans les cages utilisées, que les élastiques et les attaches de câble utilisés pour fixer les manchons en maille au pont sont serrés et que le couvercle du trou d’insertion d’insectes sur le pont est solidement fixé et scellé.
Il est également crucial de s’assurer que les insectes ne s’échappent pas avant ou après l’expérience, en particulier lorsque les insectes sont nécessaires pour l’expérimentation en aval ou à des moments ultérieurs pour divers choix de température. Cela peut être fait en anesthésiant les insectes avant de les placer dans le pont acrylique (en utilisant de la glace pour la drosophile et du CO 2 pour les moustiques) et en libérant du CO2 dans le pont pour abattre les insectes après les expériences, avant le calcul. L’utilisation du CO2 est idéale pour les moustiques car elle n’affectera pas les résultats comportementaux21. Chez les mouches, l’exposition au CO2 peut modifier leur comportement de vol23, il est donc recommandé d’utiliser de la glace22.
Le comptage des insectes est également une étape critique, afin de s’assurer que le nombre d’insectes est égal avant et après l’expérience pour des résultats précis. Pour ce faire, nous recommandons l’utilisation d’un stylo CO2 une fois l’expérience terminée pour abattre les insectes qui se trouvent dans le pont. Cela aidera à déplacer les insectes de chaque côté de la chambre, réduisant ainsi le nombre d’évasions. Nous soulignons également dans le protocole que les insectes peuvent être capturés dans les manches des cages lors de la séparation de la cage; Par conséquent, assurez-vous qu’ils sont soigneusement vérifiés pendant le comptage.
Modifications potentielles et dépannage de la technique La principale difficulté de cette technique est le maillage flexible des manchons de la cage, ce qui entraîne des trous ou des cachettes et donc une fuite ou un piégeage des insectes. Il y a quelques modifications potentielles, si nécessaire, pour améliorer la technique. Nous suggérons d’utiliser deux élastiques ou plus pour s’assurer que le pont est correctement fixé entre les chambres sans laisser d’espace potentiel pour les insectes (un maillage lâche crée une cachette pour les insectes). Nous conseillons également de tirer particulièrement le manchon en maille tendu, comme décrit à l’étape 2.6, lors de l’assemblage de l’appareil.
Les incubateurs à petit facteur de forme sont généralement chauffés seulement (c.-à-d. qu’ils n’ont pas de refroidissement actif), comme c’était le cas pour les incubateurs utilisés ici. Par conséquent, l’utilisation de températures autour ou inférieures à la température ambiante de la pièce nécessitera que l’expérience soit effectuée dans une chambre froide pour s’assurer que les températures définies pour les incubateurs seront aussi basses que souhaité.
En outre, cette configuration peut également être utilisée pour BSL 3, où une armoire de biosécurité de classe trois (boîte à gants) est nécessaire. Dans ce cas, la boîte à gants doit être suffisamment grande pour s’adapter à l’ensemble de l’appareil. L’expérience décrite dans ce protocole est idéale pour les expériences dans une boîte à gants car tout ce qui est nécessaire sera contenu dans la boîte à gants et, surtout, la possibilité que les insectes s’échappent est minime.
Enfin, il y a suffisamment d’espace dans les incubateurs pour ajouter de la lumière extérieure ou une source d’humidité sans affecter les insectes dans les cages. Selon l’espèce d’insecte ou la conception expérimentale, une lampe LED de 1 cm d’épaisseur peut être facilement placée sur le dessus de la cage à l’intérieur d’un ou des deux incubateurs. Fournir de la lumière aux deux et offrir un choix de température peut être un protocole plus réaliste pour certains modèles expérimentaux photosensibles, ou fournir seulement de la lumière (ou de l’humidité) à une seule chambre est une modification possible du protocole pour évaluer le choix de la lumière / humidité.
Avantages de cette technique dans le contexte des dosages de préférence de température à double choix La méthode décrite ici présente une alternative à la méthode traditionnelle du gradient de température décrite dans les études précédentes10,13,14,16. Dans la plupart de ces études, un grand bloc d’aluminium horizontal avec un gradient thermique est utilisé, tandis que le mécanisme de génération de ce gradient varie, y compris les blocs de chauffage / refroidissement, les bains-marie, etc. Dans ces cas, le gradient de température est produit à la surface du bloc d’aluminium (plutôt que la température de l’air dans une cage). Par conséquent, la plupart (mais pas toutes) des techniques alternatives limitent la capacité de vol des insectes plus que ce protocole. Ici, les insectes peuvent voler relativement librement entre les cages, ce qui permet une expression plus réaliste des comportements naturels dans le choix. Il serait même possible de mettre à l’échelle cet appareil expérimental en utilisant des cages et des incubateurs plus grands, par exemple pour les gros insectes.
En plus de l’avantage du comportement naturel, nous démontrons également une uniformité de température très élevée dans les deux chambres, permettant une notation simple et une sélection claire de deux grandes chambres à température unique. L’utilisation d’une conception binaire de grande chambre comme celle-ci peut réduire le bruit dans les données, où, par exemple sur un appareil de gradient, tout mouvement accidentel des insectes modifiera la position sur le gradient et donc leur préférence de température perçue.
La technique décrite ici est également très simple et peu coûteuse. Cette technique ne nécessite pas d’appareils supplémentaires pour régler les températures (c.-à-d. un bain-marie10 et/ou une plaque chauffante 11,12,13,14,15), pas d’équipement spécialisé en dehors d’un tube en acrylique coupé et de trous percés, et pas de caméra 18,19 ou de logiciel sophistiqué 19 pour analyse. De tels composants utilisés dans d’autres techniques peuvent être coûteux et / ou nécessiter une expertise et des tests importants pour commencer les expériences.
Cette technique peut également être reproduite avec différents appareils qui utilisent des batteries s’il n’y a pas d’alimentation externe, ce qui rend le système idéal pour mener des expériences sur le terrain. De plus, le même appareil pourrait être légèrement modifié pour étudier d’autres situations de préférence de choix binaire, telles que la lumière par rapport à l’obscurité, l’humidité élevée / faible, etc., soit en laboratoire ou sur le terrain.
L’appareil pleine grandeur du protocole est nettement plus petit que les configurations à gradient de température, ce qui permet un ajustement plus facile dans une boîte à gants BSL 3 comme décrit ci-dessus. De plus, les insectes sont plus faciles à confiner, car ils peuvent être abattus avec du CO2 à la fin de l’expérience, et les cages peuvent être rapidement refermées après séparation du pont. Ces avantages de confinement sont idéaux pour les travaux BSL 3.
Nous reconnaissons cependant que notre appareil ne permet qu’une décision binaire plutôt qu’un libre choix le long d’un gradient, ce qui, selon l’application, peut nécessiter des essais supplémentaires pour identifier les températures optimales.

Les organismes ne peuvent vivre et se reproduire que dans leur plage de tolérance thermique. Comme la température ambiante varie en raison du changement des saisons et du réchauffement climatique, les espèces doivent s’adapter et réagir en conséquence pour assurer leur survie. Cela inclut les ectothermes, où la température corporelle est en équilibre avec l’environnement1. Par conséquent, chaque insecte a sa propre plage de température environnementale optimale qu’ils cherchent à rester dansles 2.
La température est l’un des facteurs importants utilisés pour prédire la distribution et l’aire de répartition des insectes 3,4,5, en observant les relations pathogène-insecte6,7 et l’effet de facteurs externes sur la valeur adaptative des ectothermes tels que leur durée de vie adulte, leur fécondité et leur taux d’alimentation 8,9.
Des études antérieures ont étudié la température préférée des ectothermes avec différentes configurations. Le plus courant est l’utilisation d’un gros bloc d’aluminium soit avec un bain-marie refroidi ou chauffé 10, un bain de glace et élément chauffant programmable 11, des plaques froides et chauffantes 12,13, des plaques de régulateur thermique 14,15, ou un pack chauffant et un pack de glace 16 à chaque extrémité pour créer un gradient de température. De plus, d’autres études ont également utilisé un incubateur à gradient de température pour étudier la croissance de bactéries sélectionnées17 et monté une tige d’aluminium sur un dispositif thermoélectrique (chauffé et refroidi aux extrémités) pour observer la préférence thermique de Drosophila melanogaster18,19.
Cependant, la méthodologie alternative proposée ici présente des avantages significatifs pour certaines applications d’insectes. Tout d’abord, d’autres solutions nécessitent une construction complète à partir de zéro avec des matériaux de base, y compris des feuilles d’aluminium, la construction de chambres en acrylique pour les insectes, et souvent une configuration de caméra et un logiciel spécialisé; Cela peut être coûteux et long à mettre en place. Deuxièmement, de nombreux appareils alternatifs reposent sur un gradient de température sur une surface (par opposition à la température de l’air). Par conséquent, la chambre dans laquelle les insectes sont étudiés est souvent très étroite (par exemple, des gradients de 24 cm de long avec seulement 2 cm de largeur et 1 cm de profondeur16), ce qui peut empêcher les comportements naturels, tels que le vol, qui sont essentiels à la mobilité normale des insectes et donc impératifs dans le choix d’une température préférée. Certaines études mesurent la température de l’air; cependant, la notation de choix implique toujours de compter le nombre de moustiques atterrissant sur les éléments Peltier par opposition aux insectes volant librement dans les cages20.
Dans cette étude, nous décrivons une configuration plus simple, qui utilise un équipement standard peu modifié et fournit aux insectes suffisamment d’espace pour voler et naviguer relativement sans entrave dans une cage d’entretien de colonie de taille standard. De plus, plutôt que de s’appuyer sur un gradient, le protocole utilise deux sections relativement grandes de température interne constante, permettant une itinérance naturelle des insectes à leur température préférée et un score binaire simple. Par conséquent, l’appareil et le protocole décrits ici fournissent un moyen simple et peu coûteux d’étudier les préférences de température des moustiques dans un environnement moins obstructif et plus réaliste.
Le protocole implique la préparation des insectes avant l’expérience, suivie de la configuration de l’appareil à deux chambres. D’autres étapes comprennent le placement d’insectes dans l’appareil pour permettre le choix de la température et la notation des résultats. Pour illustrer la méthode ici, nous avons choisi la température optimale (élevage standard) des insectes, 27 °C pour Aedes aegypti, 25 °C pour Drosophila melanogaster, et une température de répulsion plus élevée pour les deux espèces d’insectes, 30 °C et 28 °C, respectivement. Les insectes ont 30 minutes pour choisir une chambre préférée. Ce temps s’est avéré suffisant et une durée plus longue n’a pas modifié les résultats; toutefois, cette mesure peut être prolongée en fonction de l’espèce, de la température ou d’autres variables, au besoin.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Acrylic tube (Bridge)</td>
			<td>Perspex</td>
			<td>900 mm OD</td>
			<td>Size (Length x diameter): 8 cm x 9 cm; 1 cm bigger than the size of the hole in front of the incubator. Size of the hole on top: 1.6 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon dioxide (CO2) inflator</td>
			<td>Peaken</td>
			<td>B08HM2BDDB</td>
			<td>Any CO2 pen will work&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Incubator (&#215;2)</td>
			<td>VWR&#160;</td>
			<td>VWR INCU-Line 1L 10 (390-0384)</td>
			<td>Size of hole in front of incubator: 8 cm diameter. Holes need to be position in the center and have the same exact position on both incubators to allow alignment of bridge.This should be pre-drilled using a standard 8 cm &#8216;holesaw&#8217; drill bit. Incubator must be just large enough to contain one mosquito cage.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical aspirator (for mosquitoes)&#160;</td>
			<td>Watkins and Doncaster</td>
			<td>E710</td>
			<td>Ideal barrel size 50 x 28 mm and tube diameter 9mm.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mosquito cage (&#215;3; two for the experiments, one for storing insects)</td>
			<td>BugDorm</td>
			<td>BD4S1515</td>
			<td>Size: 17.5 cm x 17.5 cm x 17.5 cm with 12 cm sleeve opening. Mesh material : Knitted nylon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic funnel&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Diameter of opening = 5 cm 
			Length of funnel = 5 cm 
			Diameter of aperture = 1 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Pocket Pooter (for Drosophila or small insects)</td>
			<td>Watkins and Doncaster</td>
			<td>E714</td>
			<td>Manual/mouth aspirated&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber band or Reusable cable tie</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Either, depending on preference.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature probe</td>
			<td>Eidyer</td>
			<td>B07J4T1VQZ</td>
			<td>Any thermometer with at least 100 cm narrow wire probe</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determining temperature preference of mosquitoes and other ectotherms

La plupart des insectes et autres ectothermes ont une fenêtre de température optimale relativement étroite, et un écart par rapport à leurs optima peut avoir des effets significatifs sur leur condition physique, ainsi que sur d’autres caractéristiques. Par conséquent, beaucoup de ces ectothermes recherchent leur plage de température optimale. Bien que les préférences de température des moustiques et autres insectes aient été bien étudiées, la configuration expérimentale traditionnelle est réalisée en utilisant un gradient de température sur une surface en aluminium dans un espace très clos. Dans certains cas, cet équipement restreint de nombreux comportements naturels, tels que le vol, qui peuvent être importants dans la sélection des préférences.
L’objectif de cette étude est d’observer la préférence des insectes pour la température de l’air en utilisant un appareil à deux chambres avec suffisamment d’espace pour voler. Les deux chambres se composent d’incubateurs indépendants à température contrôlée, chacun avec une grande ouverture. Les incubateurs sont reliés par ces ouvertures à l’aide d’un court pont en acrylique. À l’intérieur des incubateurs se trouvent deux cages en filet, reliées par les ouvertures et le pont, permettant aux insectes de voler librement entre les différentes conditions. Le pont en acrylique agit également comme un gradient de température entre les deux incubateurs.
En raison de l’espace spacieux dans la cage et de la facilité de construction, cette méthode peut être utilisée pour étudier tout petit ectotherme et / ou toute manipulation susceptible de modifier la préférence de température, y compris la manipulation d’organes sensoriels, l’alimentation, la flore intestinale et la présence d’endosymbiotes aux niveaux de biosécurité 1 ou 2 (BSL 1 ou 2). De plus, l’appareil peut être utilisé pour l’étude de l’infection pathogène en utilisant un confinement supplémentaire (p. ex., à l’intérieur d’une enceinte de biosécurité) à la LSF 3.

Afin de tester l’efficacité et l’efficacité de cette installation expérimentale, 30 moustiques ont été testés avec la même température dans les deux incubateurs dans quatre répétitions (Figure 3). Lorsque les deux chambres ont été réglées à la température optimale du moustique de 27 °C, il n’y avait pas de différence significative entre les préférences de chambre (P = 0,342; Wilcoxon a signé le test du rang). Cependant, lorsqu’une chambre était réglée à la température optimale attrayante de 27 °C et l’autre chambre à une température sous-optimale de 30 °C, les moustiques manifestaient systématiquement une préférence active pour leurs optima (P = 0,029; Test du rang signé Wilcoxon; valeur moyenne de 78,2 % et 21,8 % pour 27 °C et 30 °C, respectivement). Nous avons également testé l’utilisation de la drosophile pour déterminer l’applicabilité avec un autre modèle ectotherme et des résultats similaires ont été observés.
Uniformité de la température à l’intérieur des cages La figure 4 montre l’uniformité de la température de l’appareil à deux chambres. Une fois assemblés, les deux côtés ont été réglés à 27 ° C et 30 ° C et laissés à l’équilibre selon les instructions données ici. Toutes les parties de l’incubateur et du pont se trouvent à moins de 0,4 °C de la température centrale, à l’exception (de manière constante) d’un coin. Notez que le coin inférieur gauche avant (vu de face) est un point chaud constant à 27 ° C et 30 ° C. Cela est probablement dû au fait que l’électronique des commandes de l’incubateur est située juste en dessous de cette section de l’incubateur, plutôt qu’aux manipulations effectuées; Par conséquent, il est probablement spécifique au modèle d’incubateur. Cela démontre que la manipulation et l’ajout à l’incubateur ont un effet minimal sur l’uniformité de la température. De plus, la température du pont était intermédiaire entre les deux chambres, ce qui garantissait que les insectes ne soient pas confrontés à un creux de température qu’ils auraient à traverser.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64356/64356fig01.jpg"> Figure 1 : Description de la cage à moustiques. Cage à moustiques (17,5 cm x 17,5 cm x 17,5 cm) avec ouvertures de manchons de 12 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64356/64356fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64356/64356fig02.jpg"> Figure 2: Photos et schéma de l’appareil lors de l’installation . (A) Cage à insectes vide placée dans l’incubateur. (B) Tube en acrylique avec couvercle ouvrable (rabat) en ruban adhésif. (C) Vue latérale de l’installation avec un schéma schématique. Le maillage du manchon a été serré autour du tube en acrylique avec un élastique. Pour ces expériences, des moustiques femelles Ae. aegypti âgés de 3 à 5 jours ont été utilisés. (D) Configuration complète. Deux incubateurs se faisant face sont reliés par un tube acrylique. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64356/64356fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64356/64356fig03.jpg"> Figure 3 : Préférence de température chez les insectes. L’appareil à deux chambres a été assemblé conformément aux instructions. Les insectes ont été insérés conformément au protocole et laissés pendant 30 minutes pour sélectionner leur chambre préférée (température), puis comptés. Les points noirs représentent les répétitions individuelles et le bleu représente la moyenne. (A) Les deux incubateurs ont été réglés à la même température (27 °C) et la préférence de température d’Ae. aegypti a été observée. (B) Les incubateurs ont été réglés à des températures différentes (27 °C contre 30 °C) et la température préférée de Ae. Aegypti a été observé. (C) Les incubateurs ont été réglés à des températures différentes (25 °C contre 28 °C) et la préférence de température de D. melanogaster a été observée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64356/64356fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64356/64356fig04v2.jpg"> Figure 4 : Uniformité de la température à l’intérieur des chambres et du pont. Comme décrit, deux incubateurs, deux cages et le pont ont été assemblés conformément aux instructions. La température a été réglée à 27 °C sur les deux incubateurs et à 30 °C au centre. Une sonde de température a été utilisée pour mesurer la température au centre de la cage, aux huit coins de l’incubateur et à l’intérieur du pont. Les températures mesurées sont indiquées ici. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64356/64356fig04largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Determining Temperature Preference of Mosquitoes and Other Ectotherms at JoVE.com

Determining Temperature Preference of Mosquitoes and Other Ectotherms

Les insectes ont une plage de température environnementale optimale dans laquelle ils cherchent à rester, et de nombreux facteurs externes et internes peuvent modifier cette préférence. Ici, nous décrivons une méthode simple et rentable pour étudier le choix de la température, qui permet aux insectes d’exposer librement leurs comportements naturels.

Détermination de la préférence de température des moustiques et autres ectothermes

Most insects and other ectotherms have a relatively narrow optimal temperature window, and deviation from their optima can have significant effects on ...

Cette configuration d’appareil à deux chambres est utilisée pour étudier la préférence de température des insectes et peut être modifiée pour étudier d’autres situations de préférence de choix binaire telles que la lumière par rapport à l’obscurité ou une humidité élevée par rapport à faible. Les principaux avantages de cette technique sont la configuration simple, la zone spacieuse qui permet aux insectes d’exposer leur nature volante lors du choix de leur température préférée et la facilité de notation sans équipement externe. La partie la plus difficile du protocole consiste à supprimer la brèche acrylique après l’expérience.C’est parce qu’il y a une forte chance que les insectes s’échappent. Ainsi, il est crucial pour nous d’utiliser le dioxyde de carbone pour anesthésier les insectes. Kinga Stobierska et Lorna Glenn, toutes deux étudiantes à la maîtrise de mon laboratoire, feront la démonstration de la procédure.Pour commencer, préparez 2 cages à moustiques vides avec des ouvertures de manchon de 12 centimètres et assurez-vous qu’il n’y a pas de trous ou d’autres dommages. Ensuite, à l’aide d’un aspirateur mécanique, transférez 30 insectes dans une cage séparée pour faciliter la manipulation et l’élimination après l’expérience. Réglez les incubateurs aux températures souhaitées et laissez-les chauffer et se stabiliser.Il faut environ 30 minutes pour atteindre une température comprise entre 25 et 30 degrés Celsius. Ensuite, placez une cage à moustiques vide dans un incubateur et nourrissez les manchons de la cage par le trou avant de l’incubateur. Confirmez la température de l’air intérieur de l’incubateur à l’aide d’une sonde de température.Ensuite, placez un rabat ouvrable préparé avec du ruban adhésif sur le trou dans le tube acrylique. Enroulez le manchon qui dépasse à travers le trou devant le premier incubateur et fixez-le sur une extrémité du tube acrylique avec une bande élastique. Ensuite, placez les incubateurs l’un en face de l’autre et insérez une extrémité du tube en acrylique dans le manchon du deuxième trou de l’incubateur.Assurez-vous que le diamètre du tube acrylique est plus grand que le trou à l’avant des incubateurs afin qu’il recouvre complètement le trou. Assurez-vous que le tube en acrylique n’est pas desserré et ne pend pas entre les incubateurs. Si c’est le cas, tirez les manchons de la cage pour enlever l’excès de matière entre la cage et l’élastique.Pour mettre les moustiques à l’intérieur, ouvrez le rabat de ruban adhésif. Placez un entonnoir dans le trou du tube en acrylique, puis videz les insectes dans le tube à travers l’entonnoir. Après avoir vidé les insectes, retirez l’entonnoir et couvrez le trou du tube avec un rabat de ruban adhésif.Laisser reposer 30 minutes pour que les insectes choisissent la chambre préférée. À la fin du temps de décantation, observez visuellement et notez le nombre d’insectes vus dans le pont tubulaire en acrylique. Ensuite, tapotez ou soufflez tous les insectes dans le pont de chaque côté de l’incubateur ou en libérant du dioxyde de carbone dans le pont.Ensuite, pincez et fermez les manchons du tube en acrylique des deux côtés en les fixant rapidement avec un nœud serré. Ensuite, retirez les cages des deux incubateurs et comptez visuellement les insectes dans chaque cage. Assurez-vous que les chiffres des deux incubateurs et du pont totalisent 30.Dans la présente étude, la préférence de température des moustiques et des mouches des fruits a été déterminée à l’aide du modèle à deux chambres. Les résultats n’ont montré aucune différence significative lorsque les deux cages étaient maintenues à 27 degrés Celsius, indiquant la capacité des moustiques à choisir librement entre des cages présentant leurs comportements naturels. Inversement, lorsque les deux chambres étaient réglées à des températures différentes, les moustiques choisissaient systématiquement la température optimale de 27 degrés Celsius sur 30 degrés Celsius.De même, lorsque la configuration a été testée avec Drosophila Melanogaster, un autre modèle d’ectoderme, les mouches des fruits ont évité la chambre plus chaude et ont préféré leur température optimale de 25 degrés Celsius. Assurez-vous que l’installation est complètement scellée, sans cachette et sans maille perturbant la zone de vol afin que les insectes puissent choisir librement entre les 2 chambres.

Research

JoVE Journal

Biology

Injection of An. stephensi Embryos to Generate Malaria-resistant Mosquitoes

Injection d&#39;un. Embryons stephensi pour générer le paludisme résistant à moustiques

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This ...

Recherche

Biologie

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

Microinjection d&#39;embryons aegypti a. Pour obtenir les moustiques transgéniques

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Dissection of Midgut and Salivary Glands from Ae. aegypti Mosquitoes

Dissection des glandes salivaires de l&#39;intestin moyen et Ae. aegypti

The mosquito midgut and salivary glands are key entry and exit points for pathogens such as Plasmodium parasites and Dengue viruses. This video protocol ...

Preventing the Spread of Malaria and Dengue Fever Using Genetically Modified Mosquitoes

Prévenir la propagation du paludisme et la dengue utilisant moustiques génétiquement modifiés

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population ...

Counting and Determining the Viability of Cultured Cells

Comptage et détermination de la viabilité des cellules cultivées

Determining the number of cells in culture is important in standardization of culture conditions and in performing accurate quantitation experiments. A ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

La récolte et la préparation Drosophile Les embryons destinés à l&#39;enregistrement électrophysiologique et autres procédures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Conception et analyse du comportement de préférence de température et de son rythme circadien chez la drosophile

The circadian clock regulates many aspects of life, including sleep, locomotor activity, and body temperature (BTR) rhythms1,2. We recently identified a ...

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Un dosage multi-détection pour moustiques vecteurs du paludisme

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Protocols for Testing the Toxicity of Novel Insecticidal Chemistries to Mosquitoes

Protocoles pour tester la toxicité des nouvelles chimies insecticides aux moustiques

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such ...