Name: genotyping single nucleotide polymorphisms in the mitochondrial genome by pyrosequencing
Uploaded: 2023-02-10T13:50:00
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Nous tenons à remercier Silvia Marchet et Constanza Lamperti (Istituto Neurologico « Carlo Besta », Fondazione IRCCS, Milan) pour avoir préparé et fourni les cellules cybrides m.3243A>G utilisées comme exemples illustratifs pour ce protocole. Nous tenons également à remercier les membres du Mitochondrial Genetics Group (MRC-MBU, Université de Cambridge) pour les discussions utiles au cours de cette recherche. Ce travail a été soutenu par un financement de base du Medical Research Council UK (MC_UU_00015/4 et MC_UU_00028/3). P.A.N. et P.S.-P. sont également soutenus par The Lily Foundation et The Champ Foundation, respectivement.

Un consentement éclairé a été fourni pour l’utilisation des cellules cybrides humaines 3243A>G et des MEF m.5024C>T immortalisés utilisés dans cette étude. L’approbation éthique n’était pas requise dans ce cas, car les cellules des patients n’ont pas été collectées à l’Université de Cambridge. L’utilisation de fibroblastes humains peut toutefois nécessiter une approbation éthique. Il est fortement recommandé de suivre les meilleures pratiques pour la configuration de la PCR lors de la prépar...

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Un aspect essentiel pour le succès du protocole est d’éviter les contaminations, en particulier lors de l’utilisation de faibles quantités de matières premières. Il est recommandé d’utiliser une hotte UV et des pointes de pipettes filtrées lors de la préparation des échantillons dans la mesure du possible, ainsi que de séparer les zones de préamplification et de post-amplification. Des mesures à blanc et des échantillons d’hétéroplasmie connue (tels que l’ADN de type sauvage) doivent toujours êt...

Le génome mitochondrial existe sous la forme de petites molécules circulaires (16,5 kb) (ADNmt) présentes dans le compartiment le plus interne des mitochondries nommé matrice et code 13 sous-unités de la chaîne respiratoire mitochondriale, ainsi que les ARNt et les ARNr nécessaires à leur traduction in situ par le ribosome mitochondrial1. Ce génome représente environ 1% de toutes les protéines nécessaires à la fonction mitochondriale, dont le reste est codé par l’ADN nucléaire (ADNn). Il est communément admis que les mitochondries sont dérivées d’un événement de fusion endosymbiotique entre un ancêtre alpha-protéobactérien et une cellule eucaryote ancestrale. Une fois cette symbiose hypothétique effectuée, l’information génétique des mitochondries a été progressivement transférée au noyau au fil des éons, ce qui explique la compacité susmentionnée de l’ADNmt par rapport aux génomes des cyanobactériesmodernes 2. Un tel transfert de gènes est le plus fortement mis en évidence par l’existence de longues étendues d’ADNn qui sont hautement homologues aux séquences trouvées dans l’ADNmt. Ces séquences mitochondriales nucléaires (NUMT) sont une source fréquente de mauvaise interprétation lors du génotypage, et certaines précautions doivent être prises pour éviter les biais nucléaires lors du génotypage del’ADNmt 3 (Figure 1A).
Une autre caractéristique distinctive de l’ADNmt est que son nombre de copies varie en fonction du type de cellule, allant de dizaines à des milliers de copies par cellule4. En raison de cette nature multi-copie, l’ADNmt peut héberger un large éventail de génotypes au sein d’une seule cellule, ce qui peut entraîner une distribution plus continue des allèles contrairement aux allèles discrets associés aux gènes nucléaires lorsque l’on considère la zygotie des chromosomes. Cette hétérogénéité des allèles mitochondriaux est appelée hétéroplasmie mitochondriale, qui est généralement exprimée en pourcentage de prévalence d’une mutation donnée en proportion de l’ADNmt total dans une cellule donnée. L’hétéroplasmie peut être comparée à l’homoplasmie, qui fait référence à une espèce unique d’ADNmt présente dans une cellule.
La mesure de l’hétéroplasmie mitochondriale est particulièrement intéressante pour quantifier la proportion de molécules d’ADNmt abritant des variantes pathogènes. Ces variantes se présentent sous la forme de polymorphismes mononucléotidiques (SNP), de petits indels ou de délétions à grande échelle5. La plupart des humains sont hétéroplasmiques pour les variantes pathogènes; cependant, ils ne présentent aucun phénotype clinique, qui ne se manifeste souvent qu’à des niveaux d’hétéroplasmie plus élevés d’ADNmt pathogène dans un phénomène appelé effet seuil6. Bien que les valeurs associées à la pathogénicité dépendent fortement de la nature de la mutation pathogène et du tissu dans lequel elle se produit, elles se situent généralement au-dessus de 60 % d’hétéroplasmie7.
Il existe plusieurs domaines de recherche dans lesquels le génotypage mitochondrial est courant. Dans le domaine médical, tester ou quantifier les mutations de l’ADNmt peut servir de critère diagnostique pour les maladies mitochondriales, dont beaucoup ont des aberrations d’ADNmt comme origine5. En plus de l’étude des mutations pathogènes humaines, la prévalence des modèles animaux hébergeant des SNP pathogènes dans l’ADNmt est susceptible d’augmenter, compte tenu de l’avènement récent de l’édition de bases mitochondriales rendue possible par les éditeurs de bases cytosines dérivées de DddA (DdCBEs)8 et les désaminases basées sur TALE (TALEDs) ciblant les mitochondries pour l’édition de bases d’adénine9. Cette approche sera déterminante pour comprendre l’interaction entre les génotypes mitochondriaux aberrants et les dysfonctionnements qui en résultent. Des recherches scientifiques sont également en cours sur le remodelage du génome mitochondrial pour une utilisation ultime en tant que stratégie thérapeutique dans les maladies mitochondriales humaines via une approche connue sous le nom de déplacement de l’hétéroplasmie. Ce domaine de recherche consiste principalement à diriger les nucléases spécifiques à la mutation vers la matrice mitochondriale; il en résulte la dégradation préférentielle de l’ADNmt pathogène, conduisant à des sauvetages dans le phénotype10,11,12,13. Toute expérience impliquant le remodelage du génotype mitochondrial nécessite une méthode quantitative robuste pour évaluer les changements d’hétéroplasmie.
Une grande variété de méthodes sont utilisées pour génotyper l’ADNmt, et celles-ci varient selon la nature de la mutation. Les méthodes de séquençage de nouvelle génération (NGS) sont plus précises lorsqu’il s’agit de quantifier les SNP dans l’ADNmt; Cependant, ces méthodes restent prohibitives pour la quantification de routine de l’hétéroplasie mitochondriale, en particulier si le nombre d’échantillons est faible. Le séquençage de Sanger peut également permettre la détection des SNP; Cependant, cette approche n’est pas quantitative et ne parvient souvent pas à détecter de faibles niveaux d’hétéroplasmie ou peut être inexacte lors de l’estimation des hétéroplasmies élevées. Le pyroséquençage, en tant que test qui implique une préparation minimale et permet la quantification rapide de l’hétéroplasmie pour n’importe quel échantillon d’ADNmt, est proposé comme un compromis approprié entre ces deux extrêmes. Cette méthode a été utilisée couramment pour quantifier les SNP mitochondriaux par de nombreux chercheurs dans divers contextes, y compris l’analyse médico-légale 14,15, le diagnostic clinique16, ou le génotypage de l’ADNmt à partir de cellules individuelles17.
Ce test implique une première étape de préamplification par PCR d’une région flanquant le SNP dans l’ADNmt, suivie d’un test de séquençage par synthèse utilisant un brin de l’amplicon précédemment généré. L’une des deux amorces utilisées dans l’étape de préamplification doit être biotinylée à l’extrémité 5', ce qui permettra à l’appareil de pyroséquençage d’isoler le simple brin d’ADN à utiliser comme modèle pour la réaction de séquençage. Une troisième amorce de séquençage est ensuite recuite sur le brin biotinylé retenu, ce qui permet de distribuer la synthèse naissante de l’ADN sous forme de désoxynucléotides dans un ordre prédéfini dans la chambre de réaction. Le pyroséquenceur enregistre la quantité de chaque base incorporée sur la base d’une lecture luminescente, permettant la quantification relative des allèles mitochondriaux mutants et de type sauvage lors de la synthèse de l’ADN (Figure 1B). La luminescence est générée par une enzyme luciférase, qui émet de la lumière en présence d’ATP qu’une ATP sulfurylase synthétise de novo à chaque événement d’incorporation à partir des pyrophosphates libérés par chaque nucléotide. Ces deux réactions peuvent se résumer comme suit :
1. PPi (à partir de l’incorporation de nucléotides) + APS → ATP + sulfate (ATP sulfurylase)
2. ATP + luciférine +O2 → AMP + PPi + oxyluciférine + CO2 + lumière (luciférase)
La détection des bases adénine par le pyroséquenceur sans réaction croisée de l’ATP avec la luciférase dans la deuxième réaction est un défi. Cependant, ceci est résolu en utilisant un analogue de l’adénine pour la synthèse de l’ADN, à savoir dATPαS. Bien qu’il ne s’agisse pas d’un substrat parfait pour la luciférase, il produit une luminescence plus forte par rapport aux trois autres nucléotides, qui est ajustée numériquement par le pyroséquenceur et réglée sur un facteur de 0,9. En raison de cette variabilité inhérente, il est suggéré d’éviter le séquençage de l’adénine à la position SNP (voir la discussion pour plus de détails).
Le protocole suivant détaille la méthode d’évaluation de l’hétéroplasmie de l’ADNmt par pyroséquençage et décrit les précautions nécessaires lors de la conception des amorces d’amplification pour éviter les biais biologiques ou techniques lors du génotypage des SNP dans l’ADNmt. Ce dernier implique l’étude numérique et la sélection des ensembles d’amorces, l’optimisation de la PCR de préamplification et, enfin, le séquençage et le raffinement du test. Deux exemples d’essais appliqués sont démontrés : premièrement, l’optimisation de la variante pathogène humaine la plus courante m.3243A>G18, et deuxièmement, le génotypage de cellules de fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) qui ont subi un déplacement d’hétéroplasmie à l’aide de technologies développées au laboratoire Minczuk à Cambridge 10,11,12,19,20,21,22.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>KOD Hot Start DNA Polymerase</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>71086</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PyroMark Assay Design&#160;2.0</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyromark Q48 Absorber Strips&#160;</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>974912</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PyroMark Q48 Advanced CpG Reagents (4 x 48)</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>974022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyromark Q48 Autoprep&#160;</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>9002470</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PyroMark Q48 Cartridge Set</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>9024321</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyromark Q48 Disks</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>974901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyromark Q48 Magnetic beads&#160;</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>974203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PyroMark Q48 Software License (1)</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>9024325</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

genotyping single nucleotide polymorphisms in the mitochondrial genome by pyrosequencing

Des mutations dans le génome mitochondrial (ADNmt) ont été associées à des maladies génétiques héréditaires de la mère. Cependant, l’intérêt pour les polymorphismes de l’ADNmt a augmenté ces dernières années en raison de la capacité récemment développée de produire des modèles par mutagénèse de l’ADNmt et d’une nouvelle appréciation de l’association entre les aberrations génétiques mitochondriales et les maladies courantes liées à l’âge telles que le cancer, le diabète et la démence. Le pyroséquençage est une technique de séquençage par synthèse largement utilisée dans le domaine mitochondrial pour les expériences de génotypage de routine. Son prix relativement abordable par rapport aux méthodes de séquençage parallèle massif et sa facilité de mise en œuvre en font une technique inestimable dans le domaine de la génétique mitochondriale, permettant la quantification rapide de l’hétéroplasmie avec une flexibilité accrue. Malgré l’aspect pratique de cette méthode, sa mise en œuvre en tant que moyen de génotypage de l’ADNmt nécessite le respect de certaines lignes directrices, notamment pour éviter certains biais d’origine biologique ou technique. Ce protocole décrit les étapes et les précautions nécessaires à la conception et à la mise en œuvre de tests de pyroséquençage à utiliser dans le contexte de la mesure de l’hétéroplasmie.

Cette section présente un exemple d’optimisation d’un test de pyroséquençage pour une mutation de l’ADNmt pathogène humain, ainsi que des données de séquençage provenant du génotypage de fibroblastes embryonnaires de souris hétéroplasmiques (m.5024C>T) traités avec des nucléases mitochondriales à doigts de zinc (mtZFN). L’optimisation du dosage pour les cellules humaines et la comparaison de deux tests différents montrent comment sélectionner le plus précis, tandis que le génotypage des cellules ...

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Genotyping Single Nucleotide Polymorphisms in the Mitochondrial Genome by Pyrosequencing

Les tests de pyroséquençage permettent le génotypage robuste et rapide des polymorphismes mononucléotidiques de l’ADN mitochondrial dans des cellules ou des tissus hétéroplasmiques.

Génotypage de polymorphismes mononucléotidiques dans le génome mitochondrial par pyroséquençage

Mutations in the mitochondrial genome (mtDNA) have been associated with maternally inherited genetic diseases. However, interest in mtDNA polymorphisms ...

Le pyroséquençage est un séquençage par technique de synthèse qui peut être utilisé pour génotyper des polymorphismes mononucléotidiques dans l’ADN mitochondrial. Cette méthode est avantageuse par sa facilité de mise en œuvre et son rapport coût-efficacité par rapport à d’autres méthodes de séquençage. Il peut facilement être utilisé comme méthode de diagnostic pour certaines maladies mitochondriales en déterminant les valeurs d’hétéroplasmie de variantes pathogènes dans l’ADN mitochondrial.Pour commencer, obtenez un fichier de séquence d’ADN mitochondrial pour l’espèce en cours de génotypage et identifiez la position du polymorphisme mononucléotidique, ou SNP. S’assurer que la séquence de référence utilisée utilise la numérotation de base appropriée pour la mutation étudiée afin que la position du SNP puisse être facilement identifiée. Copiez 1 000 paires de bases en amont et en aval du site SNP et collez la séquence tronquée dans le logiciel de conception d’amorces pyroséquençage.Mettez en surbrillance la base polymorphe, cliquez dessus avec le bouton droit, puis sélectionnez Définir la région cible pour définir la base SNP analysée comme cible du test de pyroséquençage. Appuyez sur l’icône Play dans le coin supérieur droit de l’interface pour lancer la sélection d’amorces et attendez que le logiciel génère automatiquement les trios d’amorces, deux amorces pour la préamplification de l’ADN du modèle et la troisième amorce pour le séquençage par synthèse dans la machine de pyroséquençage. Cliquez avec le bouton droit de la souris et sélectionnez Copier tous les jeux d’amorces pour conserver tous les jeux d’amorces.Ouvrez le logiciel d’exécution fourni avec le pyroséquenceur, sélectionnez Nouveau test, puis sélectionnez le modèle d’essai de quantification des allèles. Entrez la séquence à analyser dans la case correspondante en tapant les nucléotides directement en aval de l’amorce de séquençage. Pour la position variable, désignez les deux bases possibles, séparées par une barre oblique.Appuyez sur Generate Dispensation Order (Générer l’ordre de dispensation) et laissez le logiciel déterminer automatiquement un ordre approprié pour les nucléotides à distribuer dans le séquençage par réaction de synthèse. Enregistrez et donnez un nom au test. Ensuite, exécutez l’exécution en diluant l’ADN à analyser à 5 nanogrammes par microlitre.Lors de la première exécution, assurez-vous d’inclure des échantillons d’hétéroplasmie connue comme référence et des échantillons de type sauvage. Effectuez ensuite une PCR de préséquençage de 5 microlitres d’ADN dilué et de 25 microlitres de réactions, en utilisant les amorces et les paramètres d’amplification. Pour exécuter la configuration du fichier, sélectionnez Nouvelle exécution dans le logiciel pyroséquence.Le pyroséquenceur peut séquencer simultanément 48 réactions préamplifiées distinctes avec un carré vide représentant un seul puits de séquençage sur un disque de pyroséquençage. Chargez les tests en cliquant avec le bouton droit de la souris sur un carré et en sélectionnant Load Assay. Si nécessaire, séquencez jusqu’à quatre essais distincts avec différentes amorces de séquençage.Réglez le mode de distribution de l’amorce sur automatique pour attribuer automatiquement une chambre d’injection pour chaque amorce de séquençage utilisée pour l’exécution. Définissez le mode d’exécution sur standard, sauf si vous exécutez quatre types de tests différents sur un disque de séquençage. Assurez-vous que le nombre de tests sur le fichier de modèle d’exécution correspond au nombre de réactions PCR amplifiées.Enregistrez ensuite les fichiers d’exécution sur une clé USB. Pour amorcer le pyroséquenceur, appuyez sur le bouton de nettoyage de l’écran tactile principal de l’appareil et nettoyez tous les injecteurs avec de l’eau de haute pureté, en suivant les instructions à l’écran. Lors de l’insertion de la bande absorbante dans la machine, assurez-vous que les extrémités se rencontrent en position 9 heures.Après avoir branché la clé USB, appuyez sur le bouton Séquence pour charger les fichiers d’exécution préparés précédemment. Suivez les instructions sur l’appareil pour charger et amorcer les réactifs, au besoin, dans les injecteurs correspondants sur la machine. Chargez 3 microlitres de billes dans les puits, puis chargez 10 microlitres de chaque réaction PCR à séquencer dans l’échantillon correspondant.Pipeter de haut en bas pour mélanger l’échantillon avec les billes magnétiques. Recherchez l’indication dans le pyroséquenceur amorcé que le disque peut être chargé dans la machine. Dévissez l’écrou de maintien de la plaque et alignez la plaque d’échantillon chargée avec la goupille métallique dans le compartiment à disque.Une fois la plaque fermement vissée dans le compartiment de la plaque, lancez l’exécution du séquençage en appuyant sur le bouton de démarrage de l’interface de l’écran tactile. Une fois l’exécution terminée, retirez la clé USB de la machine et rebranchez-la sur l’ordinateur exécutant le logiciel pyroséquenceur. Une fois que le fichier d’exécution nouvellement généré apparaît sur le lecteur USB, double-cliquez sur le fichier de résultat de l’exécution.Cela analyse automatiquement la sortie de luciférase de chaque puits lors de l’incorporation de nucléotides et quantifie l’allèle mitochondrial d’intérêt. Recherchez les scores de couleur affichés par le logiciel en fonction de la qualité des lectures. Pour enregistrer les résultats, sélectionnez Rapports dans la fenêtre supérieure, puis Rapport complet pour générer un fichier PDF contenant les pyrogrammes et les résultats de chaque puits de l’essai.Vous pouvez également télécharger les résultats dans d’autres formats sous l’onglet Rapports. Électrophorèse sur gel d’agarose d’une amplification PCR utilisant les amorces d’amplification des deux ensembles sélectionnés pour la mutation m. 3243A>G comme indiqué sur cette figure.Ici, Het désigne l’échantillon m. 3243A>G presque homoplasmique à analyser. Une comparaison de la performance des deux ensembles d’amorces utilisant des étalons molaires pour l’étalonnage est présentée dans cette figure.Les valeurs mesurées sont indiquées par les lignes pointillées verticales. Une fonction linéaire X=Y est affichée pour illustrer à quel point chacun des deux tests testés est proche d’une mesure idéale. Les noms des lignées cellulaires sur l’axe des X sont les noms des différents clones de cybride qui ont été génotypés à l’aide de ce test.Les résultats du génotypage sur quatre clones de cybride d’hétéroplasmie m. 3243A>G inconnue à l’aide des deux tests sont présentés ici. Le séquençage a été effectué en triplat technique.Les résultats du génotypage des cellules traitées par nucléase mitochondriale à doigt de zinc, ainsi que des témoins non traités et simulés, et les pyrogrammes de deux réplicas PCR d’échantillons de cellules MEF utilisés pour générer les résultats ainsi que le contrôle du génotypage de type sauvage sont présentés ici. Le pyroséquençage peut être utilisé comme lecture pour des expériences de thérapie génique visant à évaluer diverses technologies de thérapie génique dans l’ADN mitochondrial.

Research

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