Name: super-resolution microscopy of the synaptonemal complex within the caenorhabditis elegans germline
Uploaded: 2022-09-13T14:15:00
Duration: 9 min 14 s
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SMLMイメージング用のイメージングバッファーを共有してくれたJonas RiesとRiesラボに感謝します。また、このプロトコルで使用されている C.エレガンス 株のキムユミとニワトリ抗HTP-3抗体のアビーF.ダーンバーグにも感謝します。EMBLハイデルベルクの先端光学顕微鏡施設のマルコ・ランペ氏とステファン・テルユング氏が、オリンパスiXplore SPIN共焦点顕微鏡の使用をサポートしてくれたことに感謝します。この研究は、欧州分子生物学研究所とドイツ研究財団(DFG、ドイツ研究財団-452616889、SK)の支援を受けました。私たちは、ベーリンガーインゲルハイム財団によって寛大に支援された、欧州分子生物学研究所(EMBL IC)のイメージングセンターによって提供されるアクセスとサービスを認めます。

著者は利益相反を宣言しません。

相同染色体の正しい組換えと分離に不可欠なSCのはしごのような組織は、ほぼ70年前に電子顕微鏡で最初に観察されました3,4。SCの全体的な構成は電子顕微鏡で容易に解決されますが、この複合体内の個々のコンポーネントの局在化には、より的を絞ったアプローチが必要です。幅が~100 nmしかないSCの下部構造は、従来の蛍光顕微鏡では解決できません。しかし、超解像顕微鏡は、シナプトン複合体の構造と機能に関する新しい発見の主要な推進力となっています16、19、24、25、26、27、28、29、30。この研究を容易にするために、SMLMおよびSTED顕微鏡を使用してC.エレガンス生殖腺組織内のSCの構造を研究できる取り付け手順を示しました。
SMLMイメージングの解像度を最適化するための重要なステップは、生殖細胞系列組織をポリ-L-リジンコーティングカバーガラスに直接架橋することです(ステップ4)。カバーガラスへの組織の共有結合は、大きなドリフトをもたらし、SMLMの長期間にわたるイメージングを不可能にするサンプル内の動きを減らすために不可欠です。さらに、カバーガラスから離れたSCを含む核を残す次善のアタッチメントでさえ、球面収差に起因する達成可能な分解能の大幅な低下につながります(図4)。ここで使用される共有結合付着物に代えて、染色された生殖細胞系列組織は、画像化緩衝液19、30の小滴中の2つの密封カバーガラスの間に固定化することもできる。しかしながら、この固定化法は、サンプル中のイメージングバッファーの体積を、ここで最適化されたプロトコルで使用される1mLからわずか数μLに大幅に減少させ、イメージングバッファーの酸性化をもたらし、サンプルをイメージングできる時間を大幅に短縮します38,53,54。
SMLM顕微鏡とSTED顕微鏡の両方で取得時間が長いため、これらの方法の使用は化学的に固定されたサンプルのイメージングに制限されます。ここで、パラホルムアルデヒド固定により、サンプル調製およびイメージング中にSCの構造が確実に保存されます。しかしながら、無傷の組織内のSCを画像化するためにここで取られた予防措置にもかかわらず、固定後に生じるSCの構造は、生体内のその天然状態の構造と必ずしも同一ではない。さらに、固定SCの単一の画像は生物学的構造の単一の「スナップショット」を表すので、このアプローチはin vivoのネイティブ構造のダイナミクスに盲目のままです。
しかし、高分子構造のダイナミクスや変動性に関する情報は、1枚だけでなく多くの「スナップショット」を取得することでも得られます。このアプローチは、pachytene19中のSCの構造の変化を解決することができるが、このプロトコルを使用して調製された単一のサンプルから取得できる画像の数を制限するいくつかの要因がある。まず、画像取得時に使用される高いレーザー出力は、蛍光色素の永久的な漂白をもたらし、隣接する関心領域または複数のz平面のイメージングを妨げるため、単一のサンプルから取得できる画像の数が大幅に減少します。第2に、この方法で調製されたカバーガラス上のサンプル/組織密度が低く、単一のカバーガラスから取得できる画像の数が大幅に制限されます。サンプル密度が低いため、他の生物学的問題に光を当てるのに役立つ自動画像取得パイプラインの使用も禁止されています34,55,56,57,58,59。ただし、経験豊富なユーザーはサンプル密度をわずかに増やすことができます。
ここで紹介するプロトコルは、SMLM35で最適な分解能を達成するために必要な高い標識密度を得るために最適化されています。以前のプロトコルは、免疫染色の前に組織をカバーガラスに共有結合していましたが16、この新しいプロトコルは、サンプルが溶液で染色された後にのみ、組織をカバーガラスに架橋します。この修飾により、免疫標識に使用される抗体は、あらゆる側面から組織に自由にアクセスすることができるが、カバーガラスへの組織の共有結合は、抗体がカバーガラスに最も近い核に到達するのを制限し、それによって標識の程度を低下させる可能性がある。ここで説明する変更により、分解能が40-50 nm(FRC分解能)16 から30-40 nm(このプロトコル)に向上します。
重要なことに、SMLMには高い標識密度と高濃度の抗体が不可欠ですが、より低い抗体濃度を使用すると、より良いSTED顕微鏡画像が得られることがわかりました(ステップ3)。数十ナノメートルの分解能では、目的のタンパク質を標識するために使用される分子のサイズがますます重要になります。そこで、完全長抗体の半分の大きさのF(ab')2フラグメントを採用しました。より小さなシグナル源による局所コントラストの改善、したがって完全長二次抗体を使用した場合と比較してこの修飾によって得られた分解能により、TauSTEDによる中央領域内のSYP-5の2つのC末端の分解能が可能になりましたが、これは完全長抗体を使用した従来のSTEDでは解決されません(16 およびデータは示されていません)。我々は、無傷の C.エレガンの生殖細胞系列におけるSCをイメージングするためのこの最適化されたプロトコルが、減数分裂中のSCの構造機能関係の調査を容易にすることを期待しています。

減数分裂中に染色体の数を半分に減らすことは、有性生殖生物に健康な子孫を生み出すための鍵です。この染色体数の減少を達成するためには、相同染色体は減数分裂Iの間に対になって分離しなければならない。相同染色体の正確な分離を確実にするために、生殖細胞は拡張前期Iを受け、その間に相同染色体がペアになり、シナプス、および再結合して、ホモログ間の物理的リンクを生成します1。SCは、減数分裂前期2の正しい進行を調節する上で重要な中心的な構造として浮上しています。
SCは、そのタンパク質成分間にほとんど相同性がないにもかかわらず、その一般的な構造が進化的に保存されている複合体です。SCは、電子顕微鏡写真で、2つの横方向の要素または軸、横方向のフィラメントによって形成された中央領域、および中央の要素3,4からなる三者のはしご状の構造として最初に特定されました。複合体内の個々のコンポーネントの構成を決定することは、減数分裂前期におけるSCの役割の理解を深めるための鍵です。
モデル生物C.エレガンスは、その生殖系列が完全に組み立てられたSCを持つ多数の減数分裂核を含むため、SCの構造と機能を研究するのに理想的です5。遺伝学的および生化学的研究により、染色体軸は、C.エレガンスのHTP-1/2/3およびHIM-3 7,8,9,10,11と呼ばれる3つの異なるコヒーシン複合体6,7および4つのHORMAドメインタンパク質によって形成されることが明らかになりました。SCの中央領域では、コイルドコイルドメインを含む6つのタンパク質がこれまでに同定されています12、13、14、15、16、17。2つの軸間の距離を埋めるために、SYP-1、-5、および-6は直接対決的に二量体化し(図1)、3つの追加のタンパク質が中央要素16、17、18、19での相互作用を安定化させます。
これらのタンパク質の構成に関する詳細な洞察を得ることは、減数分裂中のSCの多くの機能を理解するために不可欠です。SCの中央領域の幅は~100 nmしかないため、その下部構造は回折限界蛍光顕微鏡では解像できません。ただし、このサイズの構造内のコンポーネントの視覚化は、超解像顕微鏡によって容易に達成できます。実際、構造化照明顕微鏡(SIM)、膨張顕微鏡20、誘導放出枯渇(STED)顕微鏡21、および単一分子局在顕微鏡(SMLM)22,23は、種全体のSCの分子構造を研究するための不可欠なツールとして浮上しています16,24,25,26,27,28,29、30。
分解能の限界を克服するために、STED顕微鏡は、発光光の回折制限スポットをSTEDレーザーからのドーナツ状のビームでオーバーレイすることに依存しており、理論的には点像分布関数を分子寸法31,32に制限します。しかし、生体試料内でSTEDによって実際に達成可能な分解能は、xy33では数十ナノメートルの範囲にとどまっています。
SMLM技術を使用すると、生物学的サンプルのさらに高い分解能を得ることができます。SMLMは、特定の蛍光色素の点滅特性を利用して、空間的に重なり合う蛍光色素を時間的に分離することにより、サブ回折レベルでオブジェクトを分離します。次に、サンプルを繰り返しイメージングして、蛍光色素のさまざまなサブセットを捕捉します。次に、サンプル内の蛍光色素の位置は、すべての画像で得られたシグナルに点像分布関数(PSF)を当てはめることによって決定され、15 nmまでの構造を分解できます23,34。
まとめると、局所化された画像はすべての蛍光色素の位置をエンコードします。SMLMの分解能は、標識密度と蛍光色素のブリンキング特性によって決まります。ナイキスト-シャノン基準によれば、ラベル間平均距離の2倍未満のオブジェクトを確実に解決することは不可能です。したがって、高解像度のイメージングには高い標識密度が必要です。 C. elegansのSCでは、ゲノム編集を用いて内因性タンパク質の特定の部位に結合したエピトープタグを用いることで、高い標識密度を達成することができます。次いで、エピトープタグは、高い親和性を有する特異的モノクローナル抗体を用いて高密度で染色することができる19、30。同時に、個々の蛍光色素のオンサイクルは、空間的に重なり合う蛍光色素が同時に捕捉されないように十分に短くなければなりません35。
この2つの要件により、SCのような大きな高分子複合体の構造を解像するには、十分な数の画像をイメージングする必要があり、数時間かかることがあります。イメージング時間が長いことの落とし穴は、ステージの動きやサンプルバッファー内の小さな電流によってサンプルがドリフトする傾向があることです。10 nmオーダーの小さな動きでも、nmの分解能では有害であり、補正する必要があります。しかしながら、一般的に使用されるドリフト補正方法は、順次画像化された2つのチャネルの画像を正確にオーバーレイするのに十分なほど堅牢ではない36。生物学的な質問では、同じサンプル内の複数のターゲットの正確な検出と局在化が求められることが多いため、これは問題があります。これらの問題を回避するために、レシオメトリックイメージングなどの方法が開発されてきた。レシオメトリックイメージングでは、励起スペクトルと発光スペクトルが重なり合う複数の蛍光色素を同時にイメージングし、その後、スペクトル的に異なるチャネルの強度比に基づいて、検出された各シグナルをそれぞれの蛍光色素に割り当てることができます37,38。
さらに、SCのような高分子複合体の構成を研究するには、3次元(3D)情報が必要です。3次元超解像(3D-SMLM)を実現するために、放射光の光路にシリンドリカルレンズが組み込まれており、焦点面からの距離に応じて蛍光色素のPSFの形状が歪んでいます。したがって、z平面内の蛍光色素の正確な位置は、その発光信号の形状を分析することによって外挿することができます35,39。SMLMにおけるこれらの進歩を組み合わせることで、SCを含む高分子複合体の3D組織のイメージングが可能になります。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100x/1.5 oil objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UPLAPO100XOHR</td>
			<td>UPLAPO100XOHR</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-mercaptoethylamine (MEA)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>30070-10G</td>
			<td>Dissolved in MilliQ water to 5 M solution, pH&#160; 8.7 adjusted with HCl. Aliquoted to a single-use volume, frozen, and kept at -80 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Additional 640 nm booster laser</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>IBEAM-SMART-640-S-HP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlexaFluor 594, NHS ester</td>
			<td>ThermoFischer Scientific</td>
			<td>A37572</td>
			<td>Dissolved in DMSO to 1 mM solution, aliquoted to single use volume, frozen and kept at -80 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlexaFluor 647, NHS ester</td>
			<td>ThermoFischer Scientific</td>
			<td>A37573</td>
			<td>Dissolved in DMSO to 1 mM solution, aliquoted to single use volume, frozen and kept at -80 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-HA</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>2-2.2.14</td>
			<td>Mouse monoclonal, 1:250 (SMLM), 1:1,000 (STED Microscopy)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-HTP-3</td>
			<td>a gift from Abby F. Dernburg</td>
			<td>MacQueen et al., 2005</td>
			<td>Chicken polyclonal, 1:250 (SMLM), 1:1,000 (STED Microscopy)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Caenorhabditis elegans strain&#160; YKM349</td>
			<td>a gift from Yumi Kim</td>
			<td>Hurlock et al., 2020</td>
			<td>syp-5(kim9[syp-5::HA]) I; meIs8[pie-1p::GFP::cosa-1, unc-119(+)] II</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CF6680, NHS ester</td>
			<td>Biotium</td>
			<td>92139</td>
			<td>Dissolved in DMSO to 1mM solution, aliquoted to single use volume, frozen and kept at -80 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circular cover glass 12 mm No. 1</td>
			<td>Menzel-Gl&#228;ser; VWR</td>
			<td>631-0713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circular cover glass 24 mm No. 1.5</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>PK26.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cylindrical lenses</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>LJ1516RM-A, LK1002RM-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Egg Buffer (10x)</td>
			<td></td>
			<td>Edgar 1995</td>
			<td>250 mM HEPES, 1.18 M NaCl, 480 mM KCl, 20 mM EDTA, 5 mM EGTA, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol (absolute for analysis)</td>
			<td>Merck</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F(ab&#8217;)2 fragment anti-chicken IgY</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>AB_2340347</td>
			<td>Donkey polyclonal, 1:100 (SMLM), 1:1,000 (STED Microscopy)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F(ab&#8217;)2 fragment anti-mouse IgG</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>AB_2340761</td>
			<td>Donkey polyclonal, 1:100 (SMLM), 1:1,000 (STED Microscopy)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Microscope slides T/F Ground 0.8-1.0 mm thick</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>7107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauge Worm Pick 30 diameter 0.254 mm - Iridium 10%</td>
			<td>Kisker</td>
			<td>789265</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose oxidase/Catalase enzyme mix (GlOX/Cat )</td>
			<td>a gift from Jonas Ries</td>
			<td>Hoess, Mund, Reitberger, &#38; Ries, 2018</td>
			<td>20x, 1916 U/mL glucose oxidase (Sigma G7141), 42350 U/mL catalase (Sigma C3155), 
			50 mM Tris-HCl pH 8.0, 51% glycerol, MilliQ water. Stored at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging buffer base</td>
			<td>a gift from Jonas Ries</td>
			<td>Hoess, Mund, Reitberger, &#38; Ries, 2018</td>
			<td>50 mM Tris-HCl, pH 8.0, 10 mM NaCl, 10% D-Glucose. 
			Aliquoted to a single-use volume (950 &#956;L), frozen, and kept at -80 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Invitrogen ProLong Glass Antifade Mountant</td>
			<td>ThermoFischer Scientific</td>
			<td>P36982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica Stellaris 8 STED FALCON</td>
			<td>Leica</td>
			<td>N/A</td>
			<td>The microscope is equiped with the latest generation white light laser, a 775nm pulsed STED laser, the FALCON Fluorescence Lifetime IMaging module, HC PL APO CS2 100x/1.40 oil objective, and Leica HyD X detector. The system is capable of FLIM module enhanced Tau-STED which measures the specific fluorescence lifetime of a dye and is therefore capable of removing background signal based on differences in fluorescence lifetimes of the dyes, and dye conditions in the sample.&#160; Additionally, the resolution is increased by accounting for the variation of fluorescence lifetimes in different areas of the depletion donut.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longwave channel emission filter</td>
			<td>AHF Analysentechnik</td>
			<td>F47-702</td>
			<td>700/100 nm bandpass</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol (absolute for analysis)</td>
			<td>Merck</td>
			<td>67-56-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma-Aldrich/Merck</td>
			<td>S5761-500G</td>
			<td>100 mM NaHCO3, pH 8.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Near-infrared fiber-coupled laser</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>IBEAM-SMART-PT-CD</td>
			<td>Custom Design, 808 nm - 75mW</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective lens piezo mount (PIFOC )</td>
			<td>Physik Instrumente</td>
			<td>P-726.1.CD</td>
			<td>100 &#181;m travel range</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orca Fusion BT sCMOS camera</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>C15440-20UP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCR tubes</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>673283</td>
			<td>0.2 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Saline Buffer (PBS 10x)</td>
			<td></td>
			<td>N/A</td>
			<td>137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 1.8 mM KH2PO4, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pierce 16% formaldehyde (w/v), methanol free</td>
			<td>ThermoFischer Scientific</td>
			<td>28906</td>
			<td>16% formaldehyde is transferred from the original glass ampule into 1.5 mL tube and kept at room temperature.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PlasmaPrep2 plasma cleaner</td>
			<td>GaLa Instrumente GmbH</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-lysine hydrobromide</td>
			<td>Sigma-Aldrich/Merck</td>
			<td>P2636-25MG</td>
			<td>0.1% w/v solution was prepared in Milli-Q water, and stored in aliquots at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary dichroic (illumination reflecting)</td>
			<td>AHF Analysentechnik</td>
			<td>F73-866S</td>
			<td>quad bandpass @ 405, 488, 561, 640</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quadnotch filter</td>
			<td>AHF Analysentechnik</td>
			<td>F40-072</td>
			<td>405/488/561/640 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quadrant photodiode (QPD)</td>
			<td>Laser Components</td>
			<td>SD197-23-21-041, LC301DQD-PV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor blades</td>
			<td>Apollo Herkenrath Solinger</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refractive beam shaper</td>
			<td>AdlOptica</td>
			<td>PiShaper 6_6_VIS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roche Blocking Reagent</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11096176001</td>
			<td>10x solution was prepared according to recommendation. Frozen aliquots were stored at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel blade (Feather brand #11, No. 3)</td>
			<td>Heinz Herenz Medizinalbedarf GmbH</td>
			<td>1110911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel removal box</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>10002-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary dichroic (emission reflecting)</td>
			<td>AHF Analysentechnik</td>
			<td>F38-785S</td>
			<td>750 nm longpass</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shortpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>BSP01-785R-25</td>
			<td>&#160;750 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shortwave channel emission filter</td>
			<td>AHF Analysentechnik</td>
			<td>F37-677</td>
			<td>&#160;676/37 nm bandpass</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single molecule localization microscope</td>
			<td>EMBL Imaging Centre</td>
			<td>Diekmann et al., 2020 with modifications</td>
			<td>The microscope provides widefield epi-illumination via a single-mode fiber-coupled laser engine, additional booster laser, and refractive beam shaper to provide a uniform illumination field (Stehr et al, 2019). Widefield images are captured on a sCMOS camera&#160; and appropriate relay optics for a system magnification of 61x and a pixel size of 106 nm. 
			For ratiometric imaging of spectrally overlapping far-red dyes, an image splitter produces two spectrally distinct images on the camera (splitting dichroic: 665 nm long pass, shortwave channel emission filter: 676/37 nm bandpass, longwave emission filter: 700/100 nm bandpass. An additional 405/488/561/640 nm quadnotch filter and 750 nm shortpass filter are common to the two paths and provide additional laser blocking). 
			A compound cylindrical lens provides the astigmatism required for 3D imaging. 
			To maintain a fixed focus across acquisitions exceeding 2 hours in time (comprising 200 000 - 250 000 images), focus locking is achieved by total internal reflection of a near-infrared fiber-coupled laser&#160; from the coverslip and subsequent height sensitive detection on a quadrant photodiode (QPD). The QPD signal provided closed-loop control of the objective lens piezo mount. 
			For access to this microscope, refer to https://www.embl.org/about/info/imaging-centre or contact ic-contact@embl.de</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-mode fiber-coupled multi-laser engine</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>iCHROME MLE-LFA-HP</td>
			<td>Provides widefield epi-illumination of 100 mW at 405, 488, 561, 640 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Splitting dichroic</td>
			<td>AHF Analysentechnik</td>
			<td>F48-665SG</td>
			<td>665 nm long pass</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Square cover glass 22 x 22 mm No.1</td>
			<td>Menzel-Gl&#228;ser; VWR</td>
			<td>630-2882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STAR 635P, NHS ester</td>
			<td>Abberior</td>
			<td>ST635P-0002-1MG</td>
			<td>Dissolved in DMSO to 1 mM solution, aliquoted to single use volume, frozen and kept at -80 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope Stemi 305 Stand K LAB</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetramisole hydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich/Merck</td>
			<td>T1512-2G</td>
			<td>1% (w/v) solution was prepared in Milli-Q water. Frozen aliquots were stored at -20 &#176;C. 
			Thawed aliquot was kept at 4 &#176;C and used for several months.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TetraSpeck Microspheres</td>
			<td>ThermoFischer Scientific</td>
			<td>T7279</td>
			<td>&#160;0.1 &#181;m, fluorescent blue/green/orange/dark red</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris Saline Buffer (TBS 10x)</td>
			<td></td>
			<td>N/A</td>
			<td>200 mM Tris-HCl, 1.5 M NaCl, pH 7.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TWEEN 20</td>
			<td>Sigma-Aldrich/Merck</td>
			<td>P9416-50ML</td>
			<td>Kept at room temperature in original packaging.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>WormStuff worm pick</td>
			<td>Kisker</td>
			<td>789277</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XY microscope stage</td>
			<td>&#160;Smaract</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom Design</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeba Micro Spin Desalting Column</td>
			<td>ThermoFischer Scientific</td>
			<td>89877</td>
			<td>&#160;7K MWCO, 75 &#181;L</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

super-resolution microscopy of the synaptonemal complex within the caenorhabditis elegans germline

減数分裂の間、相同染色体はそれらの正しい分離を可能にするために互いに認識して付着しなければならない。相同染色体の相互作用を確保する重要な事象の1つは、減数分裂前期Iにおけるシナプトン複合体(SC)の集合である。異なる種間のSC内のタンパク質成分間の配列相同性はほとんどありませんが、SCの一般的な構造は進化の過程で高度に保存されています。電子顕微鏡写真では、SCは、横方向の要素または軸、横方向のフィラメント、および中央の要素で構成される三部構成のはしごのような構造として表示されます。 
しかし、SCの分子構造を決定するために電子顕微鏡法によって複合体内の個々の成分の局在を正確に同定することは依然として困難である。対照的に、蛍光顕微鏡法は、複合体内の個々のタンパク質成分の同定を可能にする。しかし、SCの幅は~100 nmしかないため、その下部構造は回折制限のある従来の蛍光顕微鏡では解決できません。したがって、SCの分子構造を決定するには、構造化照明顕微鏡(SIM)、誘導放出枯渇(STED)顕微鏡、または単一分子局在顕微鏡(SMLM)などの超解像光学顕微鏡技術が必要です。 
SC内の個々の成分の構造と相互作用を維持するためには、生殖細胞内の本来の環境に近い環境で複合体を観察することが重要です。したがって、SMLMおよびSTED顕微鏡を使用して、無傷の押し出し カエノラブディティスエレガンス 生殖細胞系列組織におけるSCの下部構造の研究を可能にする免疫組織化学およびイメージングプロトコルを実証します。組織をカバーガラスに直接固定することで、イメージング中のサンプルの動きを減らし、サンプルの収差を最小限に抑えて、SCの下部構造を生物学的コンテキストで視覚化するために必要な高解像度を実現します。

SMLMによるC.エレガンス生殖系列組織内のSCを画像化するために、染色体軸の構成要素であるHTP-3と、赤血球凝集素(HA)タグで内因的にタグ付けされた横フィラメントSYP-5のC末端を局在化するために、2色レシオメトリック3D-SMLMを採用しています。C.エレガンスのSC内の両方のタンパク質の位置は、他の研究によって以前に決定されました16,30。
厚い生体試料に固有の光散乱と光学収差を最小限に抑えるために、SCを含む減数分裂核の最下部の zセクションを画像化しました(図3、黄色の線)。取得した各画像について、対物レンズがカバーガラスに焦点を合わせたときのピエゾステージ位置に対して、撮像面のピエゾステージ位置がマークされた。これにより、カバーガラスからのピエゾ距離を計算することができました。正常に取り付けられたサンプルは、カバーガラスの近くに安定して取り付けられ、生殖腺の形状を保持します(つまり、固定後ステップ中に組織が2つのカバーガラスの間で押しつぶされることはありません)。サンプルマウントの品質は、よく付着した生殖腺が溶液中で動きを示さないため、実体顕微鏡で容易に評価できます(ステップ4.2.6)。それにもかかわらず、取り付けプロセスの確率性のために、生殖腺組織は必ずしもカバーガラス上に完全に平らに配置されるとは限りません。したがって、SCを含む核の底面は、同じ生殖腺内のカバーガラスに対してさまざまな距離で見つけることができます。
カバーガラスへの組織の付着によって解像度がどのように変化するかを説明するために、カバーガラスまでの異なるピエゾ距離で画像を取得しました。個々の画像の品質を評価するために、フーリエリング相関(FRC)曲線50,51を計算し、解像度をSMAPソフトウェア48内のFRCResolutionプラグインを使用して決定した。カバーガラスまでの距離が異なる2つの別々の3D-SMLM画像から抽出された2つの代表的な核を図4に示します。カバーガラスの近くに位置するSCでは、染色体軸とSYP-5::HAのC末端は3次元すべてでよく分解されています(図4A、カバーガラスから0.8 μm)。所定の距離だけ離れた2つの構造を解像するには、達成されるFRC分解能は、通常、軸方向分解能でこの距離の半分未満である必要があります。
同じ構造を横方向に分離するには、さらに小さいFRC分解能値を達成する必要があります。実際、カバーガラスに近接したサンプルでは、FRC分解能はAlexaFluor 647チャンネルで38nm、CF680チャンネルで34nmであり、したがって、SYP-516のC末端間の予想される距離84nmをはるかに下回っています。したがって、この決議は、正面図だけでなく側面図でもSCの組織を容易に解決します(図4B i、ii)。対照的に、カバーガラスから5μmの距離にあるSCでは、光散乱や球面収差により分解能が低下します(図4B)。この距離でのFRC分解能は47 nm(AlexaFluor 647)および41 nm(CF680)に低下し、SYP-5のC末端を完全に分解することはできません。光学収差は軸方向分解能よりも横方向の分解能を著しく損なうため、HTP-3およびSYP-5バンドは、カバーガラスから5μmの距離にあるサンプルの側面図の断面で明確に分解されなくなりました(図4B ii)。カバーガラスから異なるピエゾ距離で取得した画像のFRC解像度を比較すると、画像化された組織はカバーガラスから2μm以内にある必要があることが明らかになりました(図5)。この結果は、組織がカバーガラスのポリ-L-リジンコーティングに正常に架橋されなければならない後固定ステップの正しい実行の重要性を強調しています。
別の超解像技術で達成可能な分解能を実証するために、TauSTED顕微鏡で固定された無傷の生殖細胞系列組織中のSCも画像化しました。図6Aは、正面図のSCのラインプロファイルから推定された、この研究で達成された最高解像度と最低解像度のTauSTED画像を示しています(図6B)。両方の核で、染色体軸のHTP-3と中央領域のSYP-5のC末端の2つの局在バンドを分解することができ、この最適化されたプロトコルを使用してTauSTEDで達成可能な分解能が84nm未満であることを示しています。最適な条件下では(図6A、上)、わずか50 nmしか離れていないSCのわずかに傾いたビューでC末端を解像することができました(図6A、黄色の長方形と6C)。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64363/64363fig01.jpg"> 図1:カエノラブディティスエレガンスにおけるシナプトン複合体の構成の概略図。漫画は、2つの相同染色体(灰色)を橋渡しするC.エレガンスのSCの単純化された構造を示しています。構造は、正面図、側面図、および断面図で示されています。染色体軸は赤いバーで表示され、横フィラメントはシアンで表示されます。横フィラメントタンパク質(C.エレガンスのSYP-1、5、6)は、2つの軸間の距離を埋めるために、中央領域に直接対向(シアンのボールスティックグラフィックス)で配向されています。軸と横フィラメントのC末端との間の予想される距離が示されます。略語:SC =シナプトン複合体。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/64363fig01large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64363/64363fig02.jpg"> 図2:研究で使用されたサンプル調製の図。 (A)若いC.エレガンスの成虫は、頭または尾(緑色の破線)で解剖され、プロトコルに記載されているように処理されます。(B)方法の個々のステップは、灰色の矢印で接続されたグラフィックで示されます。略語:STED =誘導放出枯渇;SMLM = 単一分子局在顕微鏡;PBS =リン酸緩衝生理食塩水。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/64363fig02large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64363/64363fig03.jpg"> 図3:単一分子局在顕微鏡で観察できる組織切片の位置。C.エレガンス生殖腺全体の回転円盤共焦点画像のMIP。組織はHTP-3およびSYP-5のC末端(SYP-5::HA)について染色され、結合されたシグナルは灰色で示されている。個々の共焦点画像は、Grid/Collectionステッチフィジープラグイン52を使用してステッチされ、生殖腺全体の画像を作成しました。挿入図には、SC を含む最下端の Z 平面の XY ビューが表示されます。この平面の局在化は、生殖腺のMIP画像の長方形(黄色の線)によって示される組織断面の直交図に示されている。スケールバー= 10 μm。略語:MIP =最大強度投影。SCs=シナプトン複合体。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/64363fig03large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64363/64363fig04.jpg"> 図4:HTP-3とSYP-5のC末端の単一分子局在顕微鏡。 (A,B) 左:HTP-3(赤色)およびSYP-5のC末端(SYP-5::HA、シアン)について染色されたパキテン核を示すSMLM画像(スケールバー= 1μm)。センター：A および B に示されている関心領域のズームイン画像と、各画像の下に表示される対応する断面図(i、ii、スケールバー= 100 nm)。ズームイン画像内のSCのストレッチは、染色体軸がy軸に平行になるように回転されます。右：図の中央に表示されるズームイン領域におけるSCの向きを描写するSC内の目的のタンパク質の局在のグラフィック表現。略語:SMLM =単一分子局在顕微鏡;SC =シナプトン複合体。SMLM画像を再構成するための生データは、バイオスタディデータベース60(アクセッションID:S-BIAD504)を通じて入手可能である。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/64363fig04large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64363/64363fig05.jpg"> 図5:単一分子局在顕微鏡画像のフーリエリング相関分解能は、カバーガラスの平面から画像化された z面の距離に依存します。 色付きの線は、カバーガラスからさまざまな距離(カラーバーで示されているように)で取得された画像のFRC曲線を示しています。FRC解像度の決定に使用される1/7しきい値は、黒い水平線で示されます。挿入図は、カバーガラスからのピエゾ距離に対するFRC分解能の依存性を示します。プロットは、カスタム記述されたRスクリプト(バージョン4.1.2、 補足ファイル1)によって実行され、元の曲線は「ggplot2」パッケージの関数で平滑化されました。略語: FRC = フーリエ環相関;SMLM = 単一分子局在顕微鏡;SC =シナプトン複合体。FRC曲線およびSMLMデータのデータは、バイオスタディデータベース60 (アクセッションID:S−BIAD504)を通じて入手可能である。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/64363fig05large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64363/64363fig06.jpg"> 図6:蛍光寿命ベースの情報(TauSTED)によって強化された誘導放出枯渇顕微鏡は、HTP-3とSYP-5のC末端の両方について2つの局在バンドを分解します。 (A)2つの代表的なTauSTED画像は、HTP-3(赤)とSYP-5のC末端(SYP-5::HA、シアン)について染色されたパキテン核を、より高い(上)およびより低い(下)構造定義(スケールバー= 1μm)で示しています。長方形は、SYP-5の解像されたC末端が正面(白)で、SCのわずかに傾いたビュー(黄色)の領域をマークします。 (B,C)TauSTEDによって解決されたHTP-3(赤)およびSYP-5(シアン)信号のC末端の分布。正面(B)またはわずかに傾いた(C)ビューでSCを含む関心領域のラインプロファイルは、強度が最大値に正規化されたフルラインとして表示されます。ラインプロファイルは、フィジーImageJを使用して生成されました。 B の一点鎖線は、各タンパク質の平均データを示す。 C の太いシアンの線は、SYP-5のC末端間の解像距離が最も短い線プロファイルに対応します。特定のタンパク質を標的とする抗体間の距離を決定するために、ラインプロファイル(n = 9(B)、n = 7(C))に、カスタム記述のRスクリプト(バージョン4.1.2、 補足ファイル1)を使用してダブルガウスをフィッティングしました。平均距離±標準偏差(B)と最小値を太字で強調表示した範囲(C)をそれぞれ各グラフの上部に示します。略語:STED =誘導放出枯渇顕微鏡;SC =シナプトン複合体。プロットされたラインプロファイルの表示画像およびデータポイントは、バイオスタディデータベース60 (アクセッションID:S−BIAD504)を通じて入手可能である。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/64363fig06large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
表1:このプロトコルで使用されるバッファーと溶液の組成。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/63463_Table%201%20(1).xlsx" target="_blank">この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。</a>
補足ビデオ1:単一分子局在顕微鏡法の取得。 蛍光色素が適切な速度で点滅している様子を示すビデオ(50フレーム表示、スケールバー= 5 μm、20 ms/フレーム)。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/SupplementalVideo1.mov" target="_blank">このビデオをダウンロードするには、ここをクリックしてください。</a>
補足ファイル1:データ分析スクリプト。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64363/SupplementalFile1.Rmd" target="_blank">このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。</a>

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Super-Resolution Microscopy of the Synaptonemal Complex Within the Caenorhabditis elegans Germline

超解像顕微鏡は、減数分裂におけるシナプトン複合体内の成分の構成に関する詳細な洞察を提供することができます。ここでは、 カエノラブディティス・エレガンス ・シナプトン複合体の個々のタンパク質を分解するためのプロトコルを示します。

カエノラブディティス・エレガンス生殖系列内のシナプトン複合体の超解像顕微鏡

During meiosis, homologous chromosomes must recognize and adhere to one another to allow for their correct segregation. One of the key events that secures ...

シナプトン複合体は減数分裂の重要な要素です。その機能を研究するには、超解像顕微鏡が非常に有用であることが判明したその構造も理解する必要があります。免疫染色されたC.elegans生殖腺をカバーガラスに安定して付着させるようにプロトコルを最適化し、無傷の組織で30ナノメートルまでの分解能を向上させるのに役立ちます。単一分子局在顕微鏡実験の設計、その後の分析、およびデータの解釈は非常に困難な場合があり、専門家と一緒に設定するのが最善です。手順を実演するのは、研究室の博士課程前のフェローであるイヴァナ・カブカです。単一分子局在顕微鏡画像の取得は、MBLイメージングセンターの光学エンジニアであるRory Powerによっても示されます。NGM寒天プレートから年齢が一致したカエノラブディティスエレガンスワームを選ぶことから始めます。ワームをカバーガラス上のEBTTの30マイクロリットルの滴に移します。さらに30マイクロリットルのEBTTでワームを洗います。カバーガラス上のワームで30マイクロリットルの滴を残して、30マイクロリットルの溶液を取り除きます。メスの刃を使用して、ワームの頭や尾を切り落とし、生殖腺を押し出します。解剖が成功すると、生殖腺組織は虫の体の外側に完全に押し出されます。解剖したワームの滴に30マイクロリットルの固定液をピペットで入れます。ピペッティングで混合し、サンプルを1分間固定します。TBSTで満たされたPCRチューブに20マイクロリットルのピペットを使用してワームを移すことによって、1分後に正確に固定を停止します。次に、解剖したサンプルをミニベンチトップ遠心分離機で回転させて洗浄を行います。上清を除去したら、200マイクロリットルの新鮮なTBSTにワームを再懸濁します。最後の洗浄後、ワームを200マイクロリットルのPBSTに再懸濁し、PCRチューブを氷上に置きます。解剖したサンプルをミニベンチトップ遠心分離機で回転させ、上清を除去します。50〜100マイクロリットルの冷メタノールを加え、ピペッティングで混合し、サンプルを氷上で30〜60秒間メタノールに放置します。サンプルを200マイクロリットルのPBSTで2回洗浄します。サンプルを回転させて上清を除去した後、ブロッキング溶液をサンプルに加え、室温で45〜60分間保持します。ブロッキングバッファー中の作業溶液に対する一次抗体を希釈します。ミニベンチトップ遠心分離機でサンプルを回転させ、ブロッキング溶液を除去し、30〜50マイクロリットルの一次抗体溶液を追加します。摂氏4度で一晩インキュベートします。インキュベーションの最後に、サンプルをPBSTで3回洗浄します。標識されたFabプライム2フラグメントをブロッキングバッファー内の作業溶液に希釈します。3回目の洗浄後、サンプルをスピンダウンし、上清を除去し、30〜50マイクロリットルの二次抗体溶液を追加します。サンプルを暗所に入れ、室温で30分から2時間、または摂氏4度で一晩インキュベートします。次に、サンプルをPBSTで5〜15分間3回洗浄します。染色したサンプルをスピンダウンし、上清を除去します。50マイクロリットルのPBSTを加え、染色したワームをカバーガラスに移します。5.7〜6.3マイクロリットルの固定後溶液をポリ-l-リシンカバーガラスにピペットで貼り付けます。解剖したワームを同じ容量でピペットで取り除き、ポリ-l-リジンカバーガラス上の固定液滴に移します。サンプルを小さなカバーガラスで覆います。小さなろ紙を使用して余分な液体を取り除き、暗いチャンバーで3〜5分間サンプルを固定します。サンプルをドライアイスのアルミブロックに置いて凍結します。少なくとも20分後、かみそりを使用して小さいカバーガラスを取り外します。カバーガラスを、氷冷したPBSまたはメタノールを摂氏マイナス20度で約10秒間冷やした50ミリリットルの円錐形のチューブに浸します。カバーガラスをPBSTバッファーで満たされた6ウェルプレートのウェルに入れます。ウェルからPBSTを取り出し、新鮮なPBSTを加えて、サンプルを5分間放置します。もう一度PBSTで洗浄した後、イメージングするまでサンプルを摂氏4度のままにします。イメージングの前に、実体顕微鏡でサンプルマウントの品質を評価します。ここに示すオーダーメイドのサンプルホルダーを使用する場合は、磁気リングをパラフィルムで包み、1ミリリットルのイメージングバッファーを準備します。6ウェルプレートからカバーガラスを取ります。カスタムメイドのホルダーに入れ、パラフィルムで包まれた磁気リングでカバーガラスをホルダーに固定します。サンプル上部の磁気リングによって作成されたチャンバー内のイメージングバッファーを静かにピペットで固定し、パラフィルムを使用してチャンバーを密閉します。サンプルを取り付けるには、クリーンオイル対物レンズに液浸オイルを1滴加えます。液浸オイルに空気を入れずに、取り付けたサンプルを入れたサンプルホルダーを顕微鏡ステージにそっと置きます。MicroManager 2内のEMUプラグインウィンドウを使用して、フォーカスロックレーザーからの信号が象限フォトダイオードで検出されるまでピエゾステージを移動します。640ナノメートル励起のレーザーを使用して低出力で後焦点面画像を取得し、液浸油に気泡がないことを確認します。明視野照明を使用して生殖腺組織を局在化します。640ナノメートルの低照度照明を使用して、多くのシナプトン複合体を含む組織切片に焦点を合わせます。適切な点滅速度が達成されるまで、640ナノメートルの照明で約30秒間、高放射照度でサンプルを露光します。MicroManager 2の多次元取得ツールを使用して、20ミリ秒の露光時間で200、000フレームを集録します。一方、EMUプラグインのアクティベーションオプションを使用してUVアクティベーションを設定し、目的の点滅速度を維持します。シナプトン複合体を含む減数分裂核の最下面を、HTP-3およびSYP-5染色を用いてカエノラブディティス・エレガンス生殖腺内で可視化した。SYP-5 HAのC末端の染色体軸は、カバーガラスの近くに位置するシナプトン複合体において、3次元すべてで良好に分解された。しかし、カバーガラスから5マイクロメートルの距離に位置するシナプトン複合体では、光散乱や球面収差により分解能が低下します。カバーガラスから異なるピエゾ距離で取得された画像は、画像化された組織がカバーガラスから2マイクロメートル以上離れてはならないことを明らかにした。サンプル調製プロトコルは、TauSTED顕微鏡でも使用できます。最適化されたサンプル調製により、染色体軸のHTP-3と中央領域のSYP-5のC末端が正面図とわずかに傾いた視野で解像されました。最良の分解能を得るには、生殖腺をカバーガラスにしっかりと架橋して、シナプトン複合体がカバーガラスから2マイクロメートル以内になるようにする必要があります。このプロトコルは、単一分子局在顕微鏡だけでなく、誘導放出枯渇顕微鏡にも使用しています。また、他の超解像顕微鏡技術にも役立つ場合があります。

Research

JoVE Journal

Biology

Super-Resolution Microscopy of the Synaptonemal Complex Within the Caenorhabditis elegans Germline

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

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Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

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embryos, the genetic ...

Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

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