Name: addressing practical issues in atomic force microscopy-based micro-indentation on human articular cartilage explants
Uploaded: 2022-10-28T14:10:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Addressing Practical Issues in Atomic Force Microscopy-Based Micro-Indentation on Human Articular Cartilage Explants at JoVE.com

Nous remercions les chirurgiens orthopédistes du service de chirurgie orthopédique de l’hôpital universitaire de Tübingen pour avoir fourni les échantillons de tissus.

Des condyles fémoraux prélevés sur des patients subissant une arthroplastie totale du genou à l’hôpital universitaire de Tübingen, en Allemagne, ont été utilisés. Seuls des échantillons de cartilage articulaire provenant de patients atteints de pathologies articulaires dégénératives et post-traumatiques ont été inclus dans cette étude. L’approbation des comités d’éthique départementaux, institutionnels et locaux a été obtenue avant le début de l’étude (projet n° 674/2016BO2). Le consenteme...

En tant que maladie progressive et multifactorielle, l’arthrose déclenche des changements structurels et fonctionnels dans le cartilage articulaire. Tout au long de l’arthrose, les altérations des caractéristiques mécaniques s’accompagnent de modifications structurelles et biochimiques à la surface du cartilage articulaire27,31. Les premiers événements pathologiques survenant dans l’arthrose sont l’épuisement des protéoglycanes associée à une...

En raison de la taille toujours plus petite des appareils et des systèmes électroniques, le développement rapide de la technologie et des équipements micro et nano a pris de l’ampleur. L’un de ces dispositifs est la microscopie à force atomique (AFM), qui peut balayer des surfaces biologiques et récupérer des informations topographiques ou biomécaniques à l’échelle nanométrique et micrométrique 1,2. Parmi ses nombreuses fonctionnalités, cet outil peut être utilisé comme un micro- ainsi qu’un nano-pénétrateur pour obtenir des informations sur les propriétés mécaniques de divers systèmes biologiques 3,4,5,6. Les données sont collectées par contact physique avec la surface à travers une sonde mécanique, qui peut être aussi petite qu’environ 1 nm à son extrémité7. La déformation résultante de l’échantillon est alors affichée en fonction de la profondeur d’indentation de la pointe en porte-à-faux et de la force appliquée sur l’échantillon8.
L’arthrose est une maladie chronique dégénérative à long terme caractérisée par une détérioration du cartilage articulaire des articulations et des tissus environnants, ce qui peut entraîner une exposition complète des surfaces osseuses. Le fardeau de l’arthrose est considérable ; À l’heure actuelle, la moitié des femmes et un tiers des hommes âgés de 65 ans et plus souffrent d’arthrose9. Les traumatismes, l’obésité et l’altération de la biomécanique de l’articulation10 qui en résulte déterminent la dégénérescence du cartilage articulaire, qui est considérée comme un résultat final commun. L’étude pionnière de Ganz et al. a postulé que les premières étapes du processus d’arthrose peuvent impliquer les propriétés biomécaniques du cartilage11, et depuis lors, les chercheurs ont confirmé cette hypothèse12. De même, il est généralement admis que les propriétés biomécaniques du tissu sont fonctionnellement orchestrées par l’organisation ultrastructurale ainsi que par la diaphonie cellule-cellule et cellule-matrice. Toute altération peut avoir un impact considérable sur le fonctionnement biomécanique global des tissus13. À ce jour, le diagnostic d’arthrose est clinique et repose sur une radiographie sur film simple14. Cette approche est à double face : d’une part, l’absence d’un seuil dégénératif défini pour formuler le diagnostic d’arthrose rend la maladie difficile à quantifier et, d’autre part, les méthodes d’imagerie manquent de sensibilité et de standardisation et ne peuvent pas détecter les lésions cartilagineuses localisées15,16,17. À cette fin, l’évaluation des propriétés mécaniques du cartilage présente l’avantage décisif de décrire un paramètre qui change au cours de l’arthrose quelle que soit l’étiologie de la maladie et qui a une influence directe sur la fonctionnalité tissulaire à un stade très précoce. Les instruments d’indentation mesurent la force par laquelle le tissu résiste à l’indentation. En fait, il ne s’agit pas d’un concept nouveau ; Les premières études remontent aux années 1980 et 1990. Au cours de cette période, de nombreuses études ont suggéré que les instruments d’indentation conçus pour les mesures arthroscopiques du cartilage articulaire pourraient être bien adaptés pour détecter les changements dégénératifs dans le cartilage. Il y a encore 30 ans, certaines études ont pu démontrer que les instruments d’indentation étaient capables de détecter in vivo des changements à la surface du cartilage pendant la dégénérescence tissulaire en effectuant des mesures de rigidité compressive lors de l’arthroscopie18,19,20.
L’indentation AFM (AFM-IT) du cartilage articulaire fournit des informations sur une propriété mécanique essentielle du tissu, à savoir la rigidité. Il s’agit d’un paramètre mécanique qui décrit la relation entre une charge non destructive appliquée et la déformation résultante de la zone tissulaire dentelée21. L’AFM-IT s’est avérée capable de quantifier les modifications de la rigidité en fonction de l’âge dans les réseaux de collagène macroscopiquement non affectés, différenciant ainsi les changements pathologiques associés à l’apparition de l’arthrose (grade 0 sur l’échelle d’Outerbridge dans le cartilage articulaire)22. Nous avons précédemment montré que les AFM-ITs, sur la base de l’organisation spatiale des chondrocytes en tant que biomarqueur basé sur l’image pour la dégénérescence précoce du cartilage, permettent non seulement de quantifier mais aussi d’identifier les premiers changements mécaniques dégénératifs. Ces résultats ont déjà été confirmés par d’autres23,24. Par conséquent, l’AFM-IT agit comme un outil intéressant pour diagnostiquer et identifier les changements dégénératifs précoces. Ces changements peuvent déjà être mesurés au niveau cellulaire, ce qui redéfinit la compréhension du processus physiopathologique de l’arthrose.
Dans ce protocole, nous démontrons une procédure complète de classification histologique et biomécanique des explants de cartilage articulaire, de la préparation des explants de cartilage natif à l’acquisition et au traitement des données AFM. À travers une approche étape par étape, nous montrons comment générer, classer et classer visuellement le tissu cartilagineux articulaire selon différents stades de dégénérescence au moyen d’une imagerie 2D en grande mosaïque, suivie d’indentations micro-AFM.
Même si, à l’heure actuelle, l’AFM-IT est l’un des outils les plus sensibles pour mesurer les modifications biomécaniques du cartilage7, comme toute autre technique instrumentale, elle présente des limites et des particularités pratiques25 qui peuvent conduire à une acquisition erronée des données. À cette fin, nous soumettons à un examen minutieux les problèmes les plus courants qui surviennent lors des mesures AFM des explants de cartilage et décrivons, dans la mesure du possible, comment les minimiser ou les surmonter. Il s’agit notamment des aspects topographiques des échantillons et des difficultés à les stabiliser dans un environnement compatible avec l’AFM, des particularités physiques de la surface du tissu et des difficultés qui en résultent pour effectuer des mesures AFM sur de telles surfaces. Des exemples de courbes force-distance erronées sont également présentés, en mettant l’accent sur les conditions qui peuvent les provoquer. D’autres limitations inhérentes à la géométrie de la pointe en porte-à-faux et à l’utilisation du modèle Hertz pour l’analyse des données sont également discutées.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Amphotericin B</td>
			<td>Merck KGaA, Darmstadt, Germany</td>
			<td>1397-89-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atomic force microscop (AFM) head&#160;</td>
			<td>CellHesion 200, Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td>JPK00518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biocompatible sample glue&#160;</td>
			<td>Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td>H000033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcein AM</td>
			<td>Cayman, Ann Arbor, Michigan, USA</td>
			<td>14948</td>
			<td>Cell membrane permeable stain, used for cartilage disc sorting- top view imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cantilever</td>
			<td>Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td>SAA-SPH-5UM</td>
			<td>Frequency Nom: 30KHz, k: 0.2N/m, lenght nom: 115&#956;m, width nom: 40&#956;m,&#160; geometry: rectangular, cylindrical tip with a 5&#956;m end radius</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cartilage ctting device&#160;</td>
			<td>Self-made&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Cutting plastic device containing predefined wholes of 4mmx1mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CDD camera integrated in the AFM</td>
			<td>The Imaging Source Europe GmbH, Bremen, Germany</td>
			<td>DFK 31BF03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CDD camera integrated in the fluorescence microscope</td>
			<td>Leica Biosystems, Wetzlar, Germany</td>
			<td>DFC3000G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryotome</td>
			<td>Leica Biosystems, Wetzlar, Germany</td>
			<td>CM3050S&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data Processing Software for the AFM</td>
			<td>Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Version 5.0.86,&#160; can be downloaded for free from the following website https://customers.jpk.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s modified Eagle&#39;s medium (DMEM)&#160;</td>
			<td>Gibco, Life Technologies, Darmstadt, Germany</td>
			<td>41966052</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence Microscope (Leica DMi8)</td>
			<td>Leica Biosystems, Wetzlar, Germany</td>
			<td>11889113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass block cantiliver holder</td>
			<td>Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td>SP-90-05</td>
			<td>Extra long glass block with angled faces, designed especially for the use with the JPK PetriDishHeaterTM (Bruker).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted phase contrast microscope (integrated in the AFM)</td>
			<td>AxioObserver D1, Carl Zeiss Microscopy, Jena, Germany</td>
			<td>L201306_03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz&#39;s L-15 medium without L-glutamine&#160;</td>
			<td>Merck KGaA, Darmstadt, Germany</td>
			<td>F1315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope glass slides</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA</td>
			<td>CLS294775X50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting medium With DAPI</td>
			<td>ibidi GmbH, Gr&#228;felfing, Germany</td>
			<td>50011</td>
			<td>Mounting media with nuclear DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole) counterstaining used for cartilage discs&#160; side view imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA</td>
			<td>P4333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish heater associated with AFM (Petri Dish Heater)</td>
			<td>Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td>T-05-0117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Feather Medical Products, Osaka, Japan</td>
			<td>2023-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone Skirt</td>
			<td>Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Protective silicone membrane (D55x0.25) which is placed on the basis of the base of the glas block to prevent&#160; medium condensation in the AFM head.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Statistical program - SPSS</td>
			<td>IBM, Armonk, New York, USA</td>
			<td>SPSS Statistics 22</td>
			<td>Vesion 280.0.0.0 (190)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture dishes&#160;</td>
			<td>TPP Techno Plastic Products AG, Trasadingen, Switzerland</td>
			<td>TPP93040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-tek O.C.T. Compound</td>
			<td>Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Netherlands</td>
			<td>SA6255012</td>
			<td>Water-soluble embedding medium&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

addressing practical issues in atomic force microscopy-based micro-indentation on human articular cartilage explants

Sans aucun doute, la microscopie à force atomique (AFM) est actuellement l’une des techniques les plus puissantes et les plus utiles pour évaluer les micro et même nano-signaux dans le domaine biologique. Cependant, comme pour toute autre approche microscopique, des défis méthodologiques peuvent survenir. En particulier, les caractéristiques de l’échantillon, la préparation de l’échantillon, le type d’instrument et la sonde d’indentation peuvent entraîner des artefacts indésirables. Dans ce protocole, nous illustrons ces problèmes émergents sur des explants de cartilage articulaire sains et arthrosiques. À cette fin, nous montrons d’abord par une approche étape par étape comment générer, classer et classer visuellement des disques cartilagineux articulaires ex vivo selon différents stades de dégénérescence au moyen d’une grande imagerie par fluorescence en mosaïque 2D des explants de tissus entiers. La principale force du modèle ex vivo est qu’il comprend du cartilage humain natif et âgé qui permet d’étudier les changements liés à l’arthrose, de l’apparition précoce à la progression. En outre, les pièges courants dans la préparation des tissus, ainsi que la procédure AFM proprement dite ainsi que l’analyse des données ultérieure, sont également présentés. Nous montrons comment des étapes basiques mais cruciales telles que la préparation et le traitement des échantillons, les caractéristiques topographiques des échantillons causées par une dégénérescence avancée et l’interaction entre l’échantillon et la pointe de l’échantillon peuvent avoir un impact sur l’acquisition des données. Nous soumettons également à un examen minutieux les problèmes les plus courants de l’AFM et décrivons, dans la mesure du possible, comment les surmonter. La connaissance de ces limites est de la plus haute importance pour l’acquisition et l’interprétation correctes des données et, en fin de compte, l’intégration des résultats dans un contexte scientifique plus large.

À l’aide d’un dispositif de coupe fabriqué par nos soins, nous avons pu explanter et générer de petits disques cartilagineux (4 mm x 1 mm) à partir de condyles humains frais contenant un seul motif spatial cellulaire30 de cordes simples (SS, Figure 2A), de cordes doubles (DS), de petits amas (SC), de grands amas (BC ; Figure 2A) et diffuse (Figure 2B). Un explant de cartilage représentatif est repr?...

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Addressing Practical Issues in Atomic Force Microscopy-Based Micro-Indentation on Human Articular Cartilage Explants

Nous présentons une approche étape par étape pour identifier et résoudre les problèmes les plus courants associés aux micro-indentations de la microscopie à force atomique. Nous illustrons les problèmes émergents sur les explants de cartilage articulaire humain natif caractérisés par divers degrés de dégénérescence induite par l’arthrose.

Résolution de problèmes pratiques liés à la micro-indentation basée sur la microscopie à force atomique sur des explants de cartilage articulaire humain

Without a doubt, atomic force microscopy (AFM) is currently one of the most powerful and useful techniques to assess micro and even nano-cues in the ...

L’objectif de ce protocole était de créer un modèle in vitro pour étudier les propriétés mécaniques du cartilage articulaire au cours de l’apparition et de la progression de l’arthrose. Le principal avantage de la technique actuelle est que les explants de cartilage sont faciles à générer et très représentatifs du cartilage d’âge natif. Ce modèle peut être utilisé pour analyser et surveiller diverses approches arthrosiques, diagnostiques et thérapeutiques au niveau biomécanique.Pour commencer, coupez le cartilage de l’os à l’aide d’un scalpel. À l’aide d’un poinçon de biopsie, générez des disques de quatre millimètres de diamètre. Placez le disque sur un dispositif de coupe sur mesure.À l’aide d’une spatule, fixez et stabilisez le disque cartilagineux. Coupez le disque cartilagineux avec une lame de rasoir. À l’aide d’une spatule, récupérez le disque et placez-le dans un tube de 1,5 millilitre.Pour rester dans les échantillons de cartilage, ajoutez 130 microlitres de colorant de fluorescence perméable aux cellules à chaque puits de la plaque à 96 puits et répartissez le disque sur la plaque comme un disque par puits. Placez la plaque à 96 puits sur le support de plaque du microscope à fluorescence. Sélectionnez le filtre de fluorescence approprié et l’objectif.Positionnez l’objectif sous le puits présélectionné contenant du cartilage individuel. Concentrez-vous sur le disque pour voir le motif cellulaire. Sélectionnez la fonction de navigation pour obtenir une vue d’ensemble de l’ensemble du puits.Utilisez le bouton gauche de la souris et faites-le glisser pour naviguer vers une autre position de scène. Sélectionnez un carré qui englobe la zone d’intérêt à numériser. Sélectionnez l’option de point de mise au point de la carte du logiciel, puis sélectionnez chaque tuile individuelle en cliquant avec le bouton gauche de la souris au centre de celle-ci.Sélectionnez l’option Focus map dans la fenêtre qui s’affiche avec toutes les tuiles précédemment sélectionnées. Double-cliquez sur une vignette pour l’afficher et la mettre au point. Ensuite, cliquez sur Z pour enregistrer le plan focal et passer à la vignette suivante.Après avoir ajusté le plan focal pour chaque tuile individuelle, commencez l’acquisition de l’image en appuyant sur démarrer la numérisation. Fixez chaque disque cartilagineux présélectionné contenant un motif cellulaire dans des boîtes de Pétri en ajoutant suffisamment de colle biocompatible sur les côtés supérieur, inférieur, gauche et droit du disque. Recouvrez les disques de 2,5 millilitres de milieu Leibovitz sans L-glutamine.Positionnez la boîte de Pétri dans le porte-échantillon de l’appareil AFM. Pour calibrer le porte-à-faux AFM, placez-le sur la surface du porte-à-faux de la brique de verre de manière à ce qu’il repose sur le plan optique poli au centre de la brique de verre. Abaissez le porte-à-faux par pas de 100 micromètres à l’aide de la fonction de moteur pas à pas jusqu’à ce qu’il soit complètement immergé dans le fluide.Pour identifier le site de mesure du cartilage souhaité, commencez une approche par scanner avec le porte-à-faux sur une zone propre et sans échantillon de la boîte de Pétri. Rétractez ensuite le porte-à-faux à 1,5 millimètre du bas de la plaque. Passez de la vue fond clair à la vue fluorescence et identifiez visuellement le haut du disque.Déplacez le porte-échantillon AFM d’exactement deux millimètres vers le milieu du disque. Exécutez une approche de scanner pour atteindre la surface du disque cartilagineux et rétractez le porte-à-faux de 100 micromètres. Pour générer une courbe de distance de force, concentrez-vous sur les cellules positionnées dans le site de mesure souhaité.Cliquez sur le bouton Exécuter pour démarrer les mesures et acquérir cinq courbes de distance de force sur chaque site de mesure. Enregistrez les courbes une fois qu’elles sont inspectées. Pour estimer les modules de Young, à l’aide de l’option Ouvrir un lot de courbes de spectroscopie, ouvrez les courbes de distance de force générées à analyser.Sélectionnez le modèle Hertz-fit, puis l’option d’élasticité-ajustement. Visualisez et documentez ensuite le module de Young. Adaptez en utilisant le coefficient de poisson de 0,5 et le rayon de pointe en porte-à-faux approprié.Ensuite, vérifiez visuellement l’ajustement de la courbe de distance de force pour vous assurer de son exactitude. Pour la détermination de la profondeur d’indentation, ouvrez chacune des courbes de distance de force générées dans le logiciel d’analyse de données et sélectionnez le modèle d’ajustement de Hertz comme processus d’analyse. Appliquez l’option Soustraire le décalage de la ligne de base à la mise à zéro de l’axe de déviation verticale et sélectionnez la fonction Décalage plus inclinaison.Utilisez la fonction de recherche de point de contact pour identifier automatiquement le point de contact. À l’aide de la fonction de position verticale de la pointe, soustrayez la distance en tenant compte uniquement de la déviation en porte-à-faux de la hauteur piézoélectrique brute pendant l’indentation. Sélectionnez l’option d’ajustement de l’élasticité pour afficher la courbe de distance de force traitée.Sélectionnez ensuite la zone du graphique de manière à ce qu’elle s’aligne avec la valeur la plus négative sur l’axe vertical de la position de la pointe. Dans l’onglet des paramètres de la zone XMIN, lisez et documentez l’indentation. Les disques contenant des cordes simples ont montré des valeurs de rigidité plus élevées avec une médiane de 2,6 kilo pascals, ce qui est représentatif de zones cartilagineuses saines et non compromises.Avec l’apparition et la progression de l’arthrose, les mesures de l’AFM ont montré une forte diminution progressive de la rigidité de 42 % dans les cordes doubles, de 77 % dans les petites grappes et, finalement, de 88 % dans les stades avancés représentés par de grandes grappes. Les disques contenant un motif diffus se sont affichés dans une élasticité élevée avec une variation importante des valeurs individuelles du module de Young. Pour tous les disques cartilagineux auxquels on a assigné une organisation cellulaire prédominante, la profondeur d’indentation associée au point de consigne utilisé s’est avérée inversement proportionnelle à la rigidité.Les artéfacts observés dans les courbes de distance de force générées indiquent soit un contact sous-optimal entre le porte-à-faux de l’AFM et la surface du cartilage, soit une mauvaise fixation de l’échantillon à la boîte de Pétri. Nos explants de cartilage peuvent être traités et analysés à l’aide d’une variété de techniques de biologie moléculaire telles que l’analyse des protéines via eliza, l’immunomarquage, le moding occidental ou l’analyse génique par PCR. Cette méthode peut être utilisée pour étudier l’impact direct de nouvelles thérapies sur le cartilège articulaire et peut aider les chercheurs à obtenir des informations importantes sur les mécanismes potomanes de l’arthrose.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bacterial Immobilization for Imaging by Atomic Force Microscopy

Immobilisation bactérienne pour l&#39;imagerie par microscopie à force atomique

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface.  It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid ...

Recherche

Bio-ingénierie

Visualization of Recombinant DNA and Protein Complexes Using Atomic Force Microscopy

Visualisation de l&#39;ADN recombinant et des complexes de protéines par microscopie à force atomique

Atomic force microscopy (AFM) allows for the visualizing of individual proteins, DNA molecules, protein-protein complexes, and DNA-protein complexes. On ...

Quantifying the Mechanical Properties of the Endothelial Glycocalyx with Atomic Force Microscopy

Quantification des propriétés mécaniques de la Glycocalyx endothéliale par microscopie à force atomique

Our  understanding of the interaction of leukocytes and the vessel wall during  leukocyte capture is limited by an incomplete understanding of the ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mesurer les propriétés mécaniques des cellules vivantes par microscopie à force atomique

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Fabrication de tissus de cartilage humain en utilisant trois dimensions jet d&#39;encre Technologie d&#39;impression

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Novel Atomic Force Microscopy Based Biopanning for Isolation of Morphology Specific Reagents against TDP-43 Variants in Amyotrophic Lateral Sclerosis

Roman microscopie à force atomique Based biopanning pour l&#39;isolement de la morphologie réactifs spécifiques contre TDP-43 variantes dans la sclérose latérale amyotrophique

Because protein variants play critical roles in many diseases including TDP-43 in Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS), alpha-synuclein in ...

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Microscopie à force atomique imagerie et spectroscopie de force de bicouches lipidiques supportées

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

3D Hydrogel Scaffolds for Articular Chondrocyte Culture and Cartilage Generation

3D hydrogel échafaudages pour articulaire chondrocytes Culture and Cartilage Generation

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Un expérimental et Finite Element Protocole pour Enquêter sur la transport des solutés neutres et chargés dans Cartilage Articulaire

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Visualisation en temps réel et l’analyse des chondrocytes blessures résultant d’un chargement mécanique des explants de Cartilage Murine Intact

Homeostasis of articular cartilage depends on the viability of resident cells (chondrocytes). Unfortunately, mechanical trauma can induce widespread ...