Name: a mouse model of orotracheal intubation and ventilated lung ischemia reperfusion surgery
Uploaded: 2022-09-09T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery at JoVE.com

Questo lavoro è stato finanziato dal supporto dipartimentale del Dipartimento di Anestesia e Cure Perioperatorie, dell'Università della California di San Francisco e del San Francisco General Hospital, nonché da un premio NIH R01 (ad AP): 1R01HL146753.

Tutte le procedure e le fasi descritte di seguito sono state approvate dal comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC) presso l'Università della California di San Francisco. È possibile utilizzare qualsiasi ceppo di topo, sebbene alcuni ceppi abbiano una risposta infiammatoria IR polmonare più robusta rispetto ad altri12. I topi che hanno circa 12-15 settimane di età (30-40 g) o più anziani tollerano e sopravvivono alla chirurgia IR polmonare meglio dei topi più giovani....

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	<li>Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processes+of+sterile+inflammation.">Processes of sterile inflammation.</a> Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).</li><li>Fiser, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+transplant+reperfusion+injury+involves+pulmonary+macrophages+and+circulating+leukocytes+in+a+biphasic+response.">Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).</li><li>Lama, V. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+lung+transplant+research:+A+consensus+statement+from+the+National+Heart,+Lung,+and+Blood+Institute+workshop.">Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop.</a> JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).</li><li>Miao, R., Liu, J., Wang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+mouse+pulmonary+embolism+models.">Overview of mouse pulmonary embolism models.</a> Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).</li><li>Mira, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+injury+model+of+polytrauma+and+shock.">Mouse injury model of polytrauma and shock.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).</li><li>Krupnick, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+lung+transplantation+as+experimental+methodology+to+study+transplant+and+tumor+biology.">Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology.</a> Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).</li><li>Gielis, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+model+of+lung+ischemia+and+reperfusion+injury:+Tricks+of+the+trade.">A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade.</a> The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).</li><li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research.">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).</li><li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+ischemia+and+reperfusion+without+airway+occlusion+on+vascular+barrier+function+in+the+in+vivo+mouse+lung.">Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung.</a> Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).</li><li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intubation-mediated+intratracheal+(IMIT)+instillation:+a+noninvasive,+lung-specific+delivery+system.">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).</li><li>Rayamajhi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry.">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).</li><li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strain-specific+differences+in+sensitivity+to+ischemia-reperfusion+lung+injury+in+mice.">Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).</li><li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+ischemia+reperfusion+(IR)+is+a+sterile+inflammatory+process+influenced+by+commensal+microbiota+in+mice.">Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice.</a> Shock. 44 (3), 272-279 (2015).</li><li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alveolar+macrophages+and+toll-like+receptor+4+mediate+ventilated+lung+ischemia+reperfusion+injury+in+mice.">Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice.</a> Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).</li><li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+natriuretic+peptide+receptor-A+signaling+in+unilateral+lung+ischemia-reperfusion+injury+in+the+intact+mouse.">The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).</li><li>Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ferroptosis+mediates+inflammation+in+lung+ischemia-reperfusion+(IR)+sterile+injury+in+mice.">Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).</li><li>Tian, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NLRP3+inflammasome+mediates+dormant+neutrophil+recruitment+following+sterile+lung+injury+and+protects+against+subsequent+bacterial+pneumonia+in+mice.">NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice.</a> Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).</li><li>Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elevated+gut+microbiome-derived+propionate+levels+are+associated+with+reduced+sterile+lung+inflammation+and+bacterial+immunity+in+mice.">Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice.</a> Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).</li><li>Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+immune+tone+via+gut-lung+axis:+Gut-derived+LPS+and+short-chain+fatty+acids'+immunometabolic+regulation+of+lung+IL-1&#946;,+FFAR2,+and+FFAR3+expression.">Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1&#946;, FFAR2, and FFAR3 expression.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).</li><li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactive+effects+of+mechanical+ventilation+and+kidney+health+on+lung+function+in+an+in+vivo+mouse+model.">Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).</li></ol>

Questo manoscritto descrive in dettaglio i passaggi coinvolti nell'esecuzione del modello IR polmonare ventilato sviluppato da Dodd-o et al.9. Questo modello ha contribuito a identificare i percorsi molecolari coinvolti nella generazione e risoluzione dell'infiammazione da IR polmonare in isolamento 14,15,16,17, IR polmonare in combinazione con infezione coesistente 18 e IR polmonare in relazione all'asse intestino-polmone e al contributo del microbioma intestinale<sup clas...

La lesione da riperfusione ischemia (IR) può verificarsi quando il flusso sanguigno viene ripristinato in un organo o in un letto di tessuto dopo un certo periodo di interruzione. Nel polmone, l'IR può verificarsi isolatamente o in associazione con altri processi dannosi come infezione, ipossia, atelettasia, volutrauma (da alti volumi correnti durante la ventilazione meccanica), barotrauma (picchi elevati o pressioni sostenute durante la ventilazione meccanica) o contusioni polmonaricontundenti (non penetranti) 1,2,3 . Rimangono diverse lacune nella nostra conoscenza dei meccanismi di LIRI e dell'impatto dei processi concomitanti (ad esempio, infezione) sugli esiti LIRI, e anche le opzioni di trattamento per LIRI sono limitate. È necessario un modello in vivo di LIRI puro per identificare la fisiopatologia del danno IR polmonare in isolamento e per studiare il suo contributo a qualsiasi processo multi-hit di cui il danno polmonare è una componente.
I modelli IR polmonari murini possono essere utilizzati per studiare la fisiopatologia polmonare specifica di più processi, tra cui il trapianto polmonare3, l'embolia polmonare4 e la lesione polmonare a seguito di trauma emorragico con rianimazione5. I modelli attualmente utilizzati includono il trapianto polmonare chirurgico6, il clampaggio ilare7, la perfusione polmonare ex vivo 8 e il polmone ventilato IR9. Qui, forniamo un protocollo dettagliato per un modello IR polmonare ventilato murino di danno polmonare sterile. Ci sono molteplici vantaggi di questo approccio (Figura 2), tra cui che induce ipossia minima e atelettasia minima, ed è un modello di chirurgia di sopravvivenza che consente studi a lungo termine.
I motivi per scegliere questo modello di LIRI rispetto ad altri modelli come il clampaggio ilare e i modelli di perfusione ex vivo sono i seguenti: questo modello riduce al minimo i contributi infiammatori di atelettasia, ventilazione meccanica e ipossia; preserva la ventilazione ciclica; mantiene intatto un sistema immunitario circolatorio in vivo che può rispondere alla lesione IR; Infine, come procedura di sopravvivenza, consente l'analisi a lungo termine dei meccanismi di generazione di lesioni secondarie (modelli 2-hit) e risoluzione delle lesioni. Nel complesso, riteniamo che questo modello IR polmonare ventilato fornisca la forma "più pura" di lesione IR che possa essere studiata sperimentalmente.
Altre pubblicazioni hanno descritto l'uso dell'intubazione orotracheale dei topi per eseguire iniezioni o installazioni IT10,11, ma non come punto di partenza per un intervento chirurgico di sopravvivenza come in questo modello. Il posizionamento di un tubo orotracheale consente l'esecuzione della chirurgia polmonare consentendo il collasso del polmone operativo. Consente inoltre il regonfiamento del polmone alla fine della procedura, che è fondamentale per il pneumotorace e per la capacità del topo di tornare alla ventilazione spontanea al termine delle procedure. Infine, la rimozione del tubo orotracheale assicurato è una procedura semplice che, a differenza di una tracheotomia invasiva, è compatibile con un intervento chirurgico di sopravvivenza. Ciò consente studi di ricerca a lungo termine incentrati sulla comprensione della progressione e della risoluzione del LIRI e dei disturbi associati, nonché sulla creazione di modelli di lesioni croniche.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber Optic Light Pipe</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-41720-65</td>
			<td>Fiberoptic light pipe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber Optic Light Source</td>
			<td>AmScope</td>
			<td>SKU: CL-HL250-B</td>
			<td>Light source for fiberoptic lights</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Germinator 500</td>
			<td>Cell Point Scientific, Inc.</td>
			<td>No.5-1450</td>
			<td>Bead Sterilizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>AIMS</td>
			<td>14-370-223</td>
			<td>Alternative option</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper)</td>
			<td>WAHL home products</td>
			<td>SKU 09854-600B</td>
			<td>To remove mouse hair on surgical site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-10</td>
			<td>Other newer options available at the company website</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiniVent Ventilator</td>
			<td>Havard Apparatus</td>
			<td>Model 845</td>
			<td>Mouse ventilator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic Cleaner</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-08895-05</td>
			<td>Clean tools that been used in operation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming Pad</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>RT-0501</td>
			<td>To keep mouse warm while recovering from surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weighing Scale</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-11003-41</td>
			<td>Weighing scale</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery Tools</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Silk Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>683G</td>
			<td>For closing muscle layer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-0 Prolene Suture</td>
			<td>Ethicon Industry</td>
			<td>EP8734H</td>
			<td>Using for making a slip knot of left pulmonary artery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use)</td>
			<td>Aspen Surgical</td>
			<td>372611</td>
			<td>For entering thoracic cavity (option 1)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bard-Parker (12) Scalpel</td>
			<td>Aspen Surgical</td>
			<td>372612</td>
			<td>For entering thoracic cavity (option 2)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extra Fine Graefe Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11150-10</td>
			<td>Muscle/rib holding forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Fixator Retraction System</td>
			<td>FST</td>
			<td>1. Base Plate (Nos. 18200-03) 
			2. Fixators (Nos. 18200-01) 
			3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 
			4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08)</td>
			<td>Small Animal Retraction System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monoject Standard Hypodermic Needle</td>
			<td>COVIDIEN</td>
			<td>05-561-20</td>
			<td>For medication delivery IP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Narrow Pattern Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11002-12</td>
			<td>Skin level forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder/Needle driver</td>
			<td>FST</td>
			<td>12565-14</td>
			<td>for holding needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305110</td>
			<td>26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PA/Vessel Dilating forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>00125-11</td>
			<td>To hold PA; non-damaging gripper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>14060-09</td>
			<td>Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra Fine Dumont micro forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm)</td>
			<td>For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25% Bupivacaine</td>
			<td>Hospira, Inc.</td>
			<td>0409-1159-02</td>
			<td>Topical analgesic used during surgical wound closure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avertin (2,2,2-Tribromoethanol)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T48402-25G</td>
			<td>Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Covetrus North America</td>
			<td>59122</td>
			<td>Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Lubricant</td>
			<td>BAUSCH+LOMB</td>
			<td>Soothe Lubricant Eye Ointment</td>
			<td>Relieves dryness of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine 10% Solution</td>
			<td>MEDLINE INDUSTRIES INC</td>
			<td>SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic)</td>
			<td>Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Swab</td>
			<td>BD brand</td>
			<td>&#160;BD 326895</td>
			<td>for sterilzing area of injection and surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic film</td>
			<td>KIRKLAND</td>
			<td>Stretch-Tite premium</td>
			<td>Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Surgical Drapes</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50981</td>
			<td>Sterile field or drape for surgical field</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cotton Tipped Application</td>
			<td>Pwi-Wnaps</td>
			<td>703033</td>
			<td>used for applying eye lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Top Sponges</td>
			<td>Dukal Corporaton</td>
			<td>Reorder # 5360</td>
			<td>Stopping bleeding from skin/muscle</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model of orotracheal intubation and ventilated lung ischemia reperfusion surgery

Il danno da ischemia da riperfusione (IR) deriva frequentemente da processi che comportano un periodo transitorio di interruzione del flusso sanguigno. Nel polmone, l'IR isolata consente lo studio sperimentale di questo specifico processo con ventilazione alveolare continua, evitando così i processi dannosi composti di ipossia e atelettasia. Nel contesto clinico, il danno da ischemia da riperfusione polmonare (noto anche come IRI polmonare o LIRI) è causato da numerosi processi, inclusi ma non limitati a embolia polmonare, trauma emorragico rianimato e trapianto di polmone. Attualmente ci sono limitate opzioni di trattamento efficaci per LIRI. Qui, presentiamo un modello chirurgico reversibile di IR polmonare che coinvolge prima l'intubazione orotracheale seguita da ischemia unilaterale del polmone sinistro e riperfusione con ventilazione alveolare preservata o scambio gassoso. I topi subiscono una toracotomia sinistra, attraverso la quale l'arteria polmonare sinistra viene esposta, visualizzata, isolata e compressa utilizzando un nodo reversibile. L'incisione chirurgica viene quindi chiusa durante il periodo ischemico e l'animale viene risvegliato ed estubato. Con il topo che respira spontaneamente, la riperfusione viene stabilita rilasciando il nodo scivoloso attorno all'arteria polmonare. Questo modello di sopravvivenza clinicamente rilevante consente la valutazione del danno IR polmonare, della fase di risoluzione, degli effetti a valle sulla funzione polmonare, nonché di modelli a due colpi che coinvolgono la polmonite sperimentale. Sebbene tecnicamente impegnativo, questo modello può essere padroneggiato nel corso di poche settimane o mesi con un eventuale tasso di sopravvivenza o successo dell'80% -90%.

Infiammazione generata da lesione unilaterale ventilata da ischemia polmonare sterile (IR): dopo 1 ora di ischemia, abbiamo osservato un aumento dei livelli di citochine nel siero e all'interno del tessuto polmonare sia mediante ELISA che qRT-PCR che hanno raggiunto il picco a 1 ora dopo la riperfusione e sono tornati rapidamente al basale entro 12-24 ore dopo la riperfusione13. Per i campioni raccolti a 3 ore dopo la riperfusione, abbiamo osservato un'intensa infiltrazione di neutrofili all'inter...

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A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Un modello chirurgico murino per creare lesioni da ischemia polmonare sinistra (IR) mantenendo la ventilazione ed evitando l'ipossia.

Un modello murino di intubazione orotracheale e chirurgia ventilata di ischemia polmonare riperfusione

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

La chirurgia ventilata di ischemia-riperfusione polmonare può essere utilizzata per studiare la fisiopatologia polmonare specifica di più processi, tra cui trapianto di polmone, embolia polmonare e lesioni polmonari a seguito di trauma emorragico con rianimazione. Questo modello riduce al minimo i contributi infiammatori di atelettasia, ventilazione meccanica e ipossia. Mantiene intatto il sistema immunitario circolatorio in vivo e permette studi a lungo termine.Questo modello potrebbe fornire informazioni su come l'infiammazione sterile è controllata e regolata all'interno del polmone. La tecnica microchirurgica richiede prima ore di pratica. Un'attenta organizzazione e pianificazione sono importanti prima di iniziare.Inoltre, può essere inizialmente praticato dal topo eutanasia senza la distrazione dell'attività cardiaca e del movimento che provoca. La stasi del sangue nella PA sinistra consente di visualizzarlo e manipolarlo più facilmente. Per iniziare, posizionare delicatamente la luce flessibile in fibra ottica sulla trachea di un topo anestetizzato, leggermente sotto le corde vocali.Regolare i livelli di illuminazione in modo tale che sia visibile solo un campo scuro quando si guarda nella faringe orale del topo, ad eccezione della luce rossa che emana da sotto le corde vocali. Per l'intubazione, tenere le pinzette con la mano dominante e usarle per afferrare delicatamente e estrarre la lingua dalla cavità orale. Aprire la mascella inferiore con una pinza tenuta dalla mano non dominante e spingere la pinza nella laringe per sollevare l'epiglottide.A questo punto, rilasciare la lingua dalle pinzette. Osserva le corde vocali. Dovrebbero aprirsi e chiudersi secondo ogni respiro.Tenendo la cannula con il filo guida precaricato, inserire la punta del filo attraverso le corde vocali. Quindi, facendo molta attenzione a non muovere il filo tenendo una porzione di esso che si trova all'esterno della cannula ma appena sopra le corde vocali, ritirare la cannula, lasciando solo il filo in posizione con la sua estremità distale all'interno della trachea. A questo punto, eseguire una seconda visualizzazione delle corde vocali per confermare che la punta distale del filo rimane passata attraverso le corde vocali illuminate e nella trachea e non si trova nell'esofago spento.Quindi, tenere il filo fuori dalla bocca con la pinza curva nella mano sinistra stabilizzata contro una superficie dura e far avanzare con attenzione il catetere di calibro 20 con ali a nastro sul filo. Una volta che l'estremità distale del filo emerge dall'estremità posteriore del catetere o del tubo endotracheale, tenere quell'estremità con la pinza curva e far avanzare dolcemente il catetere nella trachea. Quindi, rimuovere con attenzione il filo dall'estremità distale del catetere con la pinza curva senza spostare il posizionamento del catetere.Quindi, collegare brevemente il catetere al ventilatore prima di fissarlo per confermare il corretto posizionamento nella trachea e non nell'esofago. Confermare il posizionamento tracheale osservando i movimenti bilaterali della parete toracica dipendenti dalla ventilazione meccanica e l'assenza di gonfiaggio dello stomaco. Dopo l'intubazione, collegare il catetere al ventilatore impostato al volume del titolo da 0,2 a 0,225 millilitri e alla frequenza respiratoria da 120 a 150 respiri al minuto per confermare il corretto posizionamento tracheale del tubo orotracheale.Quindi disconnettersi con il mouse che respira spontaneamente attraverso il tubo orotracheale. Rasare i peli del topo sull'area del torace sinistro fino alla scapola sinistra. Rimuovere i peli rasati in eccesso con tamponi imbevuti di alcool e disinfettare l'area chirurgica.Quindi posizionare il mouse su un pad riscaldante in posizione laterale sinistra o girata di tre quarti. Collegare il tubo tracheale al ventilatore. Dopo aver effettuato l'incisione cutanea, inserire tre divaricatori sterilizzati sotto lo strato muscolare.Quindi, identificare il secondo spazio intercostale e tenere la seconda costola con la pinza extra fine. Quindi, tirando la costola verso l'alto, utilizzare una lama di bisturi curva sterile numero 12 per entrare nello spazio plurale separando e tagliando attraverso i muscoli intercostali dal secondo al terzo spazio. Prendi in considerazione la sospensione della ventilazione per ridurre le lesioni all'apice del polmone sinistro.Utilizzare il ridivaricatore più piccolo e più stretto cefalato lungo l'orientamento delle costole e il divaricatore di medie dimensioni a sinistra lungo la terza costola e il riavvolgitore più grande a destra lungo la superficie della seconda costola. Aprire il torace con una retrazione lenta e progressiva utilizzando le corde elastiche del divaricatore. Esporre e identificare l'arteria polmonare sinistra, o PA, spostando l'apice del polmone sinistro con un batuffolo di cotone sterile o una spugna chirurgica.Utilizzare le pinze ultra fini micro pinze nella mano destra e le pinze dilatatorie PA o vaso nella mano sinistra per esporre delicatamente e creare il campo in cui il PA sinistro e il bronco sono entrambi visibili. Usando la pinza PA, prendi il PA sinistro e tira delicatamente ma saldamente verso l'alto e cefalade per visualizzare il bronco trasparente sottostante. Aumentare l'ingrandimento sul microscopio a dissezione a quattro X.Mentre si ritrae il PA lontano dal bronco, passare con attenzione la pinza ultra fine chiusa attraverso lo spazio tra il PA sinistro e il bronco.Quindi usa queste pinze per tenere e tirare un 7-0 o 8-0 Sutura di prolene attraverso lo spazio tra l'arteria polmonare sinistra sopra e il bronco sotto. Quindi, circondare il PA sinistro legando un nodo di scivolamento per creare un'occlusione nel PA. L'interruzione del flusso sanguigno è facilmente visualizzabile a questo punto, segnando l'inizio del periodo ischemico. Esternare l'estremità libera del nodo attraverso un diverso punto di ingresso nel torace anteriore sinistro usando un ago da 24 a 28 gauge e fissare l'estremità della sutura con un piccolo pezzo di nastro adesivo per una più facile identificazione in seguito.Successivamente, utilizzando una valvola di pressione positiva ed espiratoria o un tubo sul ventilatore per roditori, rigonfiare il polmone per espellere quanta più aria possibile dalla cavità toracica. Quindi, chiudere la gabbia toracica con due suture di nylon 4-0 interrotte, seguite dalla chiusura dello strato muscolare e cutaneo e dall'applicazione dell'anestesia locale. Scollegare il mouse dal ventilatore e posizionarlo con attenzione sul pad riscaldante per la cura postoperatoria per mantenere la temperatura corporea durante il recupero.Assicurarsi che il nodo di scorrimento esternalizzato sia controllato e visualizzato chiaramente durante il movimento del mouse. Tirare delicatamente il nodo di scivolamento esternalizzato alla fine del periodo ischemico. L'istologia delle sezioni polmonari nei topi wild type dei ceppi C3H e C57 black six è mostrata qui.Dopo un'ora di ischemia e tre ore di riperfusione, è stata osservata un'intensa infiltrazione neutrofila all'interno del tessuto polmonare sinistro in entrambi i ceppi. Tuttavia, il ceppo C3H ha mostrato livelli marcatamente maggiori di infiammazione rispetto al C57 black six. Gli errori durante il passaggio del monofilo tra il ramo sinistro e il bronco sinistro possono portare a un intervento chirurgico non recuperato con sanguinamento catastrofico del ramo sinistro o lesioni irreversibili al bronco sinistro.Questo è il passo tecnicamente più impegnativo e richiede la pratica ripetuta quando si impara per la prima volta questa procedura. Dopo il recupero del topo dall'intervento chirurgico di ischemia-riperfusione polmonare circa un'ora o meno dopo la riperfusione, un'instillazione intratracheale di batteri vivi può essere somministrata a tre ore o da 24 a 48 ore dopo per simulare un'infezione che segue una lesione polmonare sterile causata da ischemia-riperfusione. L'installazione intratracheale di altri agenti che possono modulare l'infiammazione sterile può anche essere eseguita dopo ischemia-riperfusione in modo simile.Questa tecnica ha aiutato a scoprire e confermare il traffico graduale e l'attivazione dei neutrofili in risposta a lesioni sterili e infezioni nei polmoni.

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