Name: a mouse model of orotracheal intubation and ventilated lung ischemia reperfusion surgery
Uploaded: 2022-09-09T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery at JoVE.com

Эта работа финансировалась департаментской поддержкой отделения анестезии и периоперационной помощи, Калифорнийского университета в Сан-Франциско и больницы общего профиля Сан-Франциско, а также наградой NIH R01 (ap): 1R01HL146753.

Все процедуры и шаги, описанные ниже, были одобрены институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Калифорнийском университете в Сан-Франциско. Можно использовать любой штамм мыши, хотя некоторые штаммы имеют более сильную ИК-воспалительную реакцию легких ...

<ol>
	<li>Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processes+of+sterile+inflammation.">Processes of sterile inflammation.</a> Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).</li><li>Fiser, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+transplant+reperfusion+injury+involves+pulmonary+macrophages+and+circulating+leukocytes+in+a+biphasic+response.">Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).</li><li>Lama, V. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+lung+transplant+research:+A+consensus+statement+from+the+National+Heart,+Lung,+and+Blood+Institute+workshop.">Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop.</a> JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).</li><li>Miao, R., Liu, J., Wang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+mouse+pulmonary+embolism+models.">Overview of mouse pulmonary embolism models.</a> Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).</li><li>Mira, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+injury+model+of+polytrauma+and+shock.">Mouse injury model of polytrauma and shock.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).</li><li>Krupnick, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+lung+transplantation+as+experimental+methodology+to+study+transplant+and+tumor+biology.">Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology.</a> Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).</li><li>Gielis, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+model+of+lung+ischemia+and+reperfusion+injury:+Tricks+of+the+trade.">A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade.</a> The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).</li><li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research.">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).</li><li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+ischemia+and+reperfusion+without+airway+occlusion+on+vascular+barrier+function+in+the+in+vivo+mouse+lung.">Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung.</a> Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).</li><li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intubation-mediated+intratracheal+(IMIT)+instillation:+a+noninvasive,+lung-specific+delivery+system.">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).</li><li>Rayamajhi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry.">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).</li><li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strain-specific+differences+in+sensitivity+to+ischemia-reperfusion+lung+injury+in+mice.">Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).</li><li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+ischemia+reperfusion+(IR)+is+a+sterile+inflammatory+process+influenced+by+commensal+microbiota+in+mice.">Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice.</a> Shock. 44 (3), 272-279 (2015).</li><li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alveolar+macrophages+and+toll-like+receptor+4+mediate+ventilated+lung+ischemia+reperfusion+injury+in+mice.">Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice.</a> Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).</li><li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+natriuretic+peptide+receptor-A+signaling+in+unilateral+lung+ischemia-reperfusion+injury+in+the+intact+mouse.">The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).</li><li>Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ferroptosis+mediates+inflammation+in+lung+ischemia-reperfusion+(IR)+sterile+injury+in+mice.">Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).</li><li>Tian, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NLRP3+inflammasome+mediates+dormant+neutrophil+recruitment+following+sterile+lung+injury+and+protects+against+subsequent+bacterial+pneumonia+in+mice.">NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice.</a> Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).</li><li>Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elevated+gut+microbiome-derived+propionate+levels+are+associated+with+reduced+sterile+lung+inflammation+and+bacterial+immunity+in+mice.">Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice.</a> Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).</li><li>Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+immune+tone+via+gut-lung+axis:+Gut-derived+LPS+and+short-chain+fatty+acids'+immunometabolic+regulation+of+lung+IL-1&#946;,+FFAR2,+and+FFAR3+expression.">Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1&#946;, FFAR2, and FFAR3 expression.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).</li><li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactive+effects+of+mechanical+ventilation+and+kidney+health+on+lung+function+in+an+in+vivo+mouse+model.">Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).</li></ol>

В этой рукописи подробно описываются этапы, связанные с выполнением ИК-модели вентилируемого легкого, разработанной Dodd-o et al.9. Эта модель помогла идентифицировать молекулярные пути, участвующие в генерации и разрешении воспаления из ИК легких в изоляции 14,15,16,17</sup...

Реперфузионное повреждение ишемии (ИК) может возникнуть, когда кровоток восстанавливается к органу или тканевому слою после некоторого периода прерывания. В легких ИК может возникать изолированно или в сочетании с другими повреждающими процессами, такими как инфекция, гипоксия, ателектаз, волютраума (от больших приливных объемов во время искусственной вентиляции легких), баротравма (высокое пиковое или устойчивое давление во время механической вентиляции) или тупое (непроникающее) ушиб легких 1,2,3 . Остается несколько пробелов в наших знаниях о механизмах LIRI и влиянии параллельных процессов (например, инфекции) на результаты LIRI, а также варианты лечения LIRI ограничены. Модель in vivo чистого LIRI необходима для выявления патофизиологии ИК-повреждения легких в изоляции и изучения его вклада в любой процесс многократного попадания, компонентом которого является повреждение легких.
ИК-модели мышиных легких могут быть использованы для изучения специфической для легких патофизиологии нескольких процессов, включая трансплантацию легких3, легочную эмболию4 и повреждение легких после геморрагической травмы с реанимацией5. Используемые в настоящее время модели включают хирургическую трансплантацию легких6, зажимхилара 7, перфузию легкого ex vivo 8 и вентилируемое легкое IR9. Здесь мы предоставляем подробный протокол для мышиной вентилируемой ИК-модели стерильного повреждения легких. Существует множество преимуществ этого подхода (рисунок 2), в том числе то, что он вызывает минимальную гипоксию и минимальный ателектаз, и это модель хирургии выживания, которая позволяет проводить долгосрочные исследования.
Причины выбора этой модели LIRI по сравнению с другими моделями, такими как модели зажима Хилара и перфузии ex vivo , следующие: эта модель минимизирует воспалительный вклад ателектаза, механической вентиляции и гипоксии; сохраняет циклическую вентиляцию; он поддерживает неповрежденную иммунную систему in vivo , которая может реагировать на ИК-травму; и, наконец, в качестве процедуры выживания она позволяет проводить долгосрочный анализ механизмов получения вторичных травм (модели с 2 ударами) и разрешения травм. В целом, мы считаем, что эта вентилируемая ИК-модель легких обеспечивает «чистейшую» форму ИК-повреждения, которая может быть изучена экспериментально.
В других публикациях описано использование оротрахеальной интубации мышей для выполнения ИТ-инъекций или установок10,11, но не в качестве отправной точки для операции по выживанию, как это происходит в этой модели. Размещение оротрахеальной трубки позволяет выполнять операцию на легких, позволяя коллапсировать операционное легкое. Это также позволяет реинфляцию легкого в конце процедуры, что имеет решающее значение для пневмоторакса и для способности мыши возвращаться к спонтанной вентиляции по завершении процедур. Наконец, удаление закрепленной оротрахеальной трубки является простой процедурой, которая, в отличие от инвазивной трахеотомии, совместима с операцией по выживанию. Это позволяет проводить долгосрочные исследования, направленные на понимание прогрессирования и разрешения LIRI и связанных с ним расстройств, а также на создание моделей хронических травм.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber Optic Light Pipe</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-41720-65</td>
			<td>Fiberoptic light pipe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber Optic Light Source</td>
			<td>AmScope</td>
			<td>SKU: CL-HL250-B</td>
			<td>Light source for fiberoptic lights</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Germinator 500</td>
			<td>Cell Point Scientific, Inc.</td>
			<td>No.5-1450</td>
			<td>Bead Sterilizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>AIMS</td>
			<td>14-370-223</td>
			<td>Alternative option</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper)</td>
			<td>WAHL home products</td>
			<td>SKU 09854-600B</td>
			<td>To remove mouse hair on surgical site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-10</td>
			<td>Other newer options available at the company website</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiniVent Ventilator</td>
			<td>Havard Apparatus</td>
			<td>Model 845</td>
			<td>Mouse ventilator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic Cleaner</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-08895-05</td>
			<td>Clean tools that been used in operation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming Pad</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>RT-0501</td>
			<td>To keep mouse warm while recovering from surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weighing Scale</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-11003-41</td>
			<td>Weighing scale</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery Tools</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Silk Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>683G</td>
			<td>For closing muscle layer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-0 Prolene Suture</td>
			<td>Ethicon Industry</td>
			<td>EP8734H</td>
			<td>Using for making a slip knot of left pulmonary artery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use)</td>
			<td>Aspen Surgical</td>
			<td>372611</td>
			<td>For entering thoracic cavity (option 1)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bard-Parker (12) Scalpel</td>
			<td>Aspen Surgical</td>
			<td>372612</td>
			<td>For entering thoracic cavity (option 2)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extra Fine Graefe Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11150-10</td>
			<td>Muscle/rib holding forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Fixator Retraction System</td>
			<td>FST</td>
			<td>1. Base Plate (Nos. 18200-03) 
			2. Fixators (Nos. 18200-01) 
			3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 
			4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08)</td>
			<td>Small Animal Retraction System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monoject Standard Hypodermic Needle</td>
			<td>COVIDIEN</td>
			<td>05-561-20</td>
			<td>For medication delivery IP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Narrow Pattern Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11002-12</td>
			<td>Skin level forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder/Needle driver</td>
			<td>FST</td>
			<td>12565-14</td>
			<td>for holding needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305110</td>
			<td>26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PA/Vessel Dilating forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>00125-11</td>
			<td>To hold PA; non-damaging gripper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>14060-09</td>
			<td>Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra Fine Dumont micro forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm)</td>
			<td>For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25% Bupivacaine</td>
			<td>Hospira, Inc.</td>
			<td>0409-1159-02</td>
			<td>Topical analgesic used during surgical wound closure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avertin (2,2,2-Tribromoethanol)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T48402-25G</td>
			<td>Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Covetrus North America</td>
			<td>59122</td>
			<td>Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Lubricant</td>
			<td>BAUSCH+LOMB</td>
			<td>Soothe Lubricant Eye Ointment</td>
			<td>Relieves dryness of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine 10% Solution</td>
			<td>MEDLINE INDUSTRIES INC</td>
			<td>SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic)</td>
			<td>Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Swab</td>
			<td>BD brand</td>
			<td>&#160;BD 326895</td>
			<td>for sterilzing area of injection and surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic film</td>
			<td>KIRKLAND</td>
			<td>Stretch-Tite premium</td>
			<td>Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Surgical Drapes</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50981</td>
			<td>Sterile field or drape for surgical field</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cotton Tipped Application</td>
			<td>Pwi-Wnaps</td>
			<td>703033</td>
			<td>used for applying eye lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Top Sponges</td>
			<td>Dukal Corporaton</td>
			<td>Reorder # 5360</td>
			<td>Stopping bleeding from skin/muscle</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model of orotracheal intubation and ventilated lung ischemia reperfusion surgery

Реперфузионное повреждение ишемией (ИК) часто является результатом процессов, которые включают преходящий период прерванного кровотока. В легких изолированный ИК позволяет экспериментально изучить этот специфический процесс с продолжением альвеолярной вентиляции, тем самым избегая усугубляющихся повреждающих процессов гипоксии и ателектаза. В клиническом контексте реперфузионное повреждение ишемии легких (также известное как легочная IRI или LIRI) вызвано многочисленными процессами, включая, но не ограничиваясь, легочной эмболией, реанимированной геморрагической травмой и трансплантацией легких. В настоящее время существуют ограниченные эффективные варианты лечения LIRI. Здесь мы представляем обратимую хирургическую модель ИК легких, включающую первую оротрахеальную интубацию, за которой следует односторонняя ишемия левого легкого и реперфузия с сохраненной альвеолярной вентиляцией или газообменом. Мыши подвергаются левой торакотомии, через которую левая легочная артерия обнажается, визуализируется, изолируется и сжимается с помощью обратимого скользящего узла. Затем хирургический разрез закрывается во время ишемического периода, а животное пробуждается и экстубируется. При спонтанном дыхании мыши реперфузия устанавливается путем высвобождения скользящего узла вокруг легочной артерии. Эта клинически значимая модель выживания позволяет оценить ИК-повреждение легких, фазу разрешения, последующее воздействие на функцию легких, а также модели с двумя ударами, включающие экспериментальную пневмонию. Несмотря на техническую сложность, эта модель может быть освоена в течение нескольких недель или месяцев с возможным показателем выживаемости или успеха 80-90%.

Воспаление, вызванное односторонним вентилируемым стерильным реперфузионным повреждением ишемии легких (ИК): После 1 ч ишемии мы наблюдали повышение уровня цитокинов в сыворотке и в легочной ткани как ИФА, так и qRT-PCR, которые достигли пика через 1 ч после реперфузии и быстро вернулись к ?...

Watch this Scientific Journal Video about A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery at JoVE.com

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Мышиная хирургическая модель для создания реперфузии ишемии левого легкого (ИК) при сохранении вентиляции и предотвращении гипоксии.

Мышиная модель оротрахеальной интубации и вентилируемой хирургии реперфузии ишемии легких

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Вентилируемая хирургия ишемии-реперфузии легких может быть использована для изучения специфической для легких патофизиологии множественных процессов, включая трансплантацию легких, легочную эмболию и повреждение легких после геморрагической травмы с реанимацией. Эта модель сводит к минимуму воспалительный вклад ателектаза, искусственной вентиляции легких и гипоксии. Он поддерживает неповрежденную иммунную систему кровообращения in vivo и позволяет проводить долгосрочные исследования.Эта модель может дать представление о том, как стерильное воспаление контролируется и регулируется в легких. Микрохирургическая техника сначала требует часов практики. Тщательная организация и планирование важны перед началом.Кроме того, он может быть первоначально практикуем усыпленной мышью без отвлечения сердечной деятельности и движения, которое она вызывает. Застой крови в левой ПА позволяет легче визуализировать и манипулировать ею. Для начала осторожно поместите волоконно-оптический гибкий свет на трахею анестезированной мыши, немного ниже голосовых связок.Отрегулируйте уровни освещенности таким образом, чтобы при взгляде в ротовую глоток мыши было видно только темное поле, за исключением красного света, исходящего из-под голосовых связок. Для интубации держите пинцет доминирующей рукой и используйте их, чтобы осторожно схватить и вытянуть язык из ротовой полости. Откройте нижнюю челюсть с помощью щипцов, удерживаемых недоминирующей рукой, и протолкните щипцы в гортань, чтобы поднять надгортанник.В этот момент отпустите язык от пинцета. Понаблюдайте за голосовыми связками. Они должны открываться и закрываться в соответствии с каждым вдохом.Удерживая канюлю с предварительно заряженной направляющей проволокой, вставьте наконечник проволоки через голосовые связки. Затем, будучи очень осторожным, чтобы не перемещать проволоку, удерживая ее часть, которая находится за пределами канюли, но чуть выше голосовых связок, отведите канюлю, оставив только проволоку на месте с дистальным концом внутри трахеи. В этот момент выполните вторую визуализацию голосовых связок, чтобы подтвердить, что дистальный кончик провода остается прошедшим через освещенные голосовые связки и в трахею, и не находится в незажженном пищеводе.Затем держите проволоку за пределами рта с изогнутыми щипцами в левой руке, стабилизированными на твердой поверхности, и осторожно продвигайте катетер 20 калибра с ленточными крыльями над проволокой. Как только дистальный конец проволоки выходит из заднего конца катетера или эндотрахеальной трубки, удерживайте этот конец изогнутыми щипцами и плавно продвигаете катетер в трахею. Далее аккуратно снимите проволоку с дистального конца катетера изогнутыми щипцами, не смещая размещение катетера.Затем кратко подключите катетер к вентилятору, прежде чем закрепить его, чтобы подтвердить правильное размещение в трахее, а не в пищеводе. Подтверждают расположение трахеи путем наблюдения за искусственной вентиляцией легких, зависимых от двусторонних движений грудной стенки и отсутствия надувания желудка. После интубации подключите катетер к вентилятору, установленному при объеме от 0,2 до 0,225 миллилитра, а частота дыхания от 120 до 150 вдохов в минуту для подтверждения правильного расположения трахеи оротрахеальной трубки.Затем отсоединитесь с мышью, самопроизвольно дышащей через оротрахеальную трубку. Сбрите волосы мыши над областью левой грудной клетки до левой лопатки. Удалите лишние выбритые волосы с помощью спиртовых тампонов и продезинфицируйте хирургическую область.Затем поместите мышь на согревающую подушку в левое боковое или на три четверти повернутое положение. Подключите трахеальную трубку к вентилятору. После изготовления разреза кожи вставьте три стерилизованных ретрактора под мышечный слой.Затем определите второе межреберное пространство и удерживайте второе ребро дополнительными тонкими щипцами. Затем, потянув ребро вверх, используйте стерильный номер 12 изогнутого лезвия скальпеля, чтобы войти во множественное пространство, разделив и разрезав через второе-третье промежутки межреберные мышцы. Рассмотрите возможность приостановки вентиляции, чтобы уменьшить повреждение вершины левого легкого.Используйте самый маленький, самый узкий втягивающий цефаладный вдоль ориентации ребер, и втягивающий ректор среднего размера влево вдоль третьего ребра, и самый большой втягивающий вправо вдоль поверхности второго ребра. Откройте грудную клетку с медленным и прогрессивным втягиванием с помощью эластичных втягивающих шнуров. Обнажите и идентифицируйте левую легочную артерию или ПА, отодвинув верхушку левого легкого стерильным тампоном или хирургической губкой.Используйте микрощипцы ультратонкие щипцы в правой руке и ПА или расширяющие сосуды щипцы в левой руке, чтобы мягко обнажить и создать поле, в котором видны левый ПА и бронх. Используя щипцы ПА, поднимите левый ПА и осторожно, но твердо потяните вверх и цефаладу, чтобы визуализировать прозрачный бронх внизу. Увеличьте увеличение на рассеченном микроскопе до четырех X.При втягивании ПА подальше от бронха осторожно пропустите замкнутые ультратонкие щипцы через пространство между левым ПА и бронхом.Затем используйте эти щипцы, чтобы удержать и вытащить 7-0 или 8-0 проленовый шов через пространство между левой легочной артерией сверху и бронхом внизу. Затем окружить левый ПА, завязав скользящий узел, чтобы создать окклюзию в ПА. Прерывание кровотока легко визуализируется в этот момент, отмечая начало ишемического периода. Экстернализируйте свободный конец узла через другую точку входа в переднюю левую грудную клетку с помощью иглы 24-28 калибра и закрепите конец шва небольшим кусочком ленты для более легкой идентификации в дальнейшем.Затем, используя клапан положительного и выдоха или трубку на вентиляторе грызунов, повторно надувайте легкое, чтобы вытеснить как можно больше воздуха из грудной полости. Затем закройте грудную клетку двумя прерванными 4-0 нейлоновыми швами с последующим закрытием мышечного и кожного слоя и нанесением местной анестезии. Отсоедините мышь от аппарата ИВЛ и аккуратно поместите ее на согревающую прокладку для послеоперационного ухода для поддержания температуры тела во время восстановления.Убедитесь, что внешний скользящий узел контролируется и четко визуализируется во время движения мыши. Осторожно потяните экстернализованный скользящий узел в конце ишемического периода. Здесь показана гистология легочных срезов у мышей дикого типа штаммов C3H и C57 черной шестерки.После одного часа ишемии и трехчасовой реперфузии у обоих штаммов наблюдалась интенсивная нейтрофильная инфильтрация в левой ткани легкого. Тем не менее, штамм C3H показал заметно более высокие уровни воспаления по сравнению с C57 черной шестеркой. Ошибки при прохождении мононити между левым ПА и левым бронхом могут привести к неспасительной операции с катастрофическим кровотечением левого ПА или необратимой травмой левого бронха.Это шаг, который является наиболее технически сложным и требует повторной практики при первом изучении этой процедуры. После выздоровления мыши после операции по ишемии-реперфузии легких примерно через час или менее после реперфузии интратрахеальная инстилляция живых бактерий может быть введена через три часа или 24-48 часов для имитации инфекции, которая следует за стерильным повреждением легких, вызванным ишемией-реперфузией. Внутритрахеальная установка других агентов, которые могут модулировать стерильное воспаление, также может быть выполнена после ишемии-реперфузии аналогичным образом.Этот метод помог обнаружить и подтвердить поэтапный трафик и активацию нейтрофилов в ответ на стерильное повреждение и инфекцию в легких.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Isolation of Mouse Lung Dendritic Cells

Выделение мышиные клетки легких Дендритные

Lung dendritic cells (DC) play a fundamental role in sensing invading pathogens 1,2 as well as in the control of tolerogenic responses 3 in the ...

Induction of Graft-versus-host Disease and In Vivo T Cell Monitoring Using an MHC-matched Murine Model

Induction of Graft-versus-host Disease and In Vivo T Cell Monitoring Using an MHC-matched Murine Model

Индукционная трансплантат против хозяина и<em&gt; В Vivo</em&gt; Т-клеток Мониторинг Использование MHC соответствием мышиной модели

Graft-versus-host disease (GVHD) is the limiting barrier to the broad use of bone marrow transplant as a curative therapy for a variety of hematological ...

Pseudomonas aeruginosa Induced Lung Injury Model

Pseudomonas aeruginosa Induced Lung Injury Model

Синегнойная палочка Индуцированные легких травм Модель

In order to study human acute lung injury and pneumonia, it is important to develop animal models to mimic various pathological features of this disease. ...

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Полный Тимэктомия у крыс взрослых с неинвазивной интубации трахеи

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

A 3D Human Lung Tissue Model for Functional Studies on Mycobacterium tuberculosis Infection

A 3D Human Lung Tissue Model for Functional Studies on Mycobacterium tuberculosis Infection

3D-человека легочной ткани Модель функциональных исследований по<em&gt; Микобактерии туберкулеза</em&gt; Инфекция

Tuberculosis (TB) still holds a major threat to the health of people worldwide, and there is a need for cost-efficient but reliable models to help us ...

Isolation and Flow Cytometric Analysis of Immune Cells from the Ischemic Mouse Brain

Выделение и проточной цитометрии анализ иммунных клеток из мозга ишемического Mouse

Ischemic stroke initiates a robust inflammatory response that starts in the intravascular compartment and involves rapid activation of brain resident ...

Influenza A Virus Studies in a Mouse Model of Infection

Исследования вирусов гриппа A в мышиной модели инфекции

Influenza viruses cause over 500,000 deaths worldwide1 and are associated with an annual cost of 12 - 14 billion USD in the United States alone ...

Assessment of the Cytotoxic and Immunomodulatory Effects of Substances in Human Precision-cut Lung Slices

Оценка цитотоксических и иммуномодулирующих эффектов веществ в легкое человека точности cut ломтики

Respiratory diseases in their broad diversity need appropriate model systems to understand the underlying mechanisms and enable development of new ...

Oral Intubation of Adult Zebrafish: A Model for Evaluating Intestinal Uptake of Bioactive Compounds

Устные интубации взрослых рыбок данио: модель для оценки кишечного поглощения биоактивных соединений

Most pathogens invade organisms through their mucosa. This is particularly true in fish as they are continuously exposed to a microbial-rich water ...

Induction of Mouse Lung Injury by Endotracheal Injection of Bleomycin

Индукция мышь травмы легких эндотрахеальной инъекции Bleomycin

Pulmonary fibrosis is a hallmark of several human lung diseases with a different etiology. Since current therapies are rather limited, mouse models ...