Name: left coronary artery ligation: a surgical murine model of myocardial infarction
Uploaded: 2022-08-09T14:45:00
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Ce travail a été soutenu par des subventions de l’Institut national de la santé (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 et R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) et ALA Innovation Project Award (IA-629694) (à).

Le présent protocole d’étude a été examiné et approuvé par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Pittsburgh. Huit souris C57BL/6J femelles (simulé n = 4 et MI n = 4) âgées de 1 an pesant entre 24 et 30 g ont été utilisées pour ces expériences. Environ 100% et au moins 80% des souris ont survécu au cours des premières 24 heures et 28 jours, respectivement.
1. Préparation et intubation endotrachéale des souris
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	<li>Virani, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+disease+and+stroke+statistics-2021+update:+a+report+from+the+American+Heart+Association.">Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association.</a> Circulation. 143 (8), 254 (2021).</li><li>Mendis, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=World+Health+Organization+definition+of+myocardial+infarction:+2008-09+revision.">World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision.</a> International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).</li><li>Frangogiannis, N. 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P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preclinical+models+of+myocardial+infarction:+from+mechanism+to+translation.">Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation.</a> British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).</li><li>De Villiers, C., Riley, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+myocardial+infarction:+comparing+permanent+ligation+and+ischaemia-reperfusion.">Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 13 (11), (2020).</li><li>Vasamsetti, S. 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(150), e59591 (2019).</li><li>Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Permanent+ligation+of+the+left+anterior+descending+coronary+artery+in+mice:+a+model+of+post-myocardial+infarction+remodelling+and+heart+failure.">Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure.</a> Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).</li><li>Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+echocardiography+and+ultrasound+imaging.">Murine echocardiography and ultrasound imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).</li><li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cardiac+morphological+and+functional+changes+in+mouse+model+of+transverse+aortic+constriction+by+echocardiographic+imaging.">Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).</li><li>Vasamsetti, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sympathetic+neuronal+activation+triggers+myeloid+progenitor+proliferation+and+differentiation.">Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation.</a> Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).</li><li>Reichert, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+left+anterior+descending+(LAD)+coronary+artery+ligation:+an+improved+and+simplified+model+for+myocardial+infarction.">Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).</li><li>Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=General+anesthesia+in+cardiac+surgery:+a+review+of+drugs+and+practices.">General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices.</a> The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).</li><li>Kolk, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LAD-ligation:+a+murine+model+of+myocardial+infarction.">LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).</li><li>Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -. H., McConnell, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+myocardial+infarction+in+rats.">Acute myocardial infarction in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (48), e2464 (2011).</li><li>Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+six-cell+biology+of+ischemia/reperfusion+injury.">Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury.</a> International Review of Cell and Molecular Biology. , 229-317 (2012).</li><li>Scofield, S. L., Singh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Confirmation+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion+injury+in+mice+using+surface+pad+electrocardiography.">Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography.</a> Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).</li><li>Yan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+dynamics+of+cardiac+immune+cell+accumulation+following+acute+myocardial+infarction.">Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).</li><li>Xu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effects+of+fentanyl+preconditioning+on+cardiomyocyte+apoptosis+induced+by+ischemia-reperfusion+in+rats.">Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats.</a> Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).</li><li>Leuschner, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+monocyte+kinetics+in+acute+myocardial+infarction+are+sustained+by+extramedullary+monocytopoiesis.">Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis.</a> Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).</li><li>Leuschner, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Silencing+of+CCR2+in+myocarditis.">Silencing of CCR2 in myocarditis.</a> European Heart Journal. 36 (23), 1478-1488 (2015).</li><li>Dutta, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=E-selectin+inhibition+mitigates+splenic+HSC+activation+and+myelopoiesis+in+hypercholesterolemic+mice+with+myocardial+infarction.">E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).</li><li>Jiang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modified+simple+method+for+induction+of+myocardial+infarction+in+mice.">A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).</li></ol>

Le modèle murin de l’IM gagne en popularité dans les laboratoires de recherche cardiovasculaire, et cette étude décrit un modèle d’IM reproductible et cliniquement pertinent. Ce protocole améliore le processus de ligature de l’ACV de plusieurs façons. Pour commencer, l’utilisation d’anesthésiques préopératoires injectables tels que la xylazine/kétamine ou le pentobarbitalsodique 14,15 est évitée. Seule l’anesthésie à l’isoflurane a é...

Les maladies cardiovasculaires sont un problème majeur de santé publique qui fait 17,9 millions de victimes chaque année, soit 31 % de la mortalité mondiale1. Le type d’anomalie cardiovasculaire le plus répandu est la maladie coronarienne, et l’infarctus du myocarde (IM) est l’une des principales manifestations de la maladie coronarienne2. L’IM est généralement causée par une occlusion thrombotique d’une artère coronaire due à la rupture d’une plaque vulnérable3. L’ischémie qui en résulte provoque de profonds changements ioniques et métaboliques dans le myocarde affecté, ainsi qu’une diminution rapide de la fonction systolique. L’IM entraîne la mort des cardiomyocytes, ce qui peut entraîner un dysfonctionnement ventriculaire et une insuffisance cardiaque4.
La recherche sur l’IM chez les patients est limitée en raison de la rareté des tissus obtenus chez les patients atteints d’IM5. En tant que tels, les modèles murins de l’IM sont utiles à la fois pour étudier les mécanismes de la maladie et pour développer des cibles thérapeutiques potentielles. Les modèles murins actuellement disponibles d’IM comprennent des modèles d’ischémie irréversible (ACV et méthodes d’ablation) et des modèles de reperfusion (ischémie/reperfusion, I/R)6. La ligature permanente de l’artère coronaire gauche (ACL) chez la souris est la méthode la plus utilisée, et elle imite la physiopathologie et l’immunologie de l’IM chez les patients 7,8,9. L’IM permanent peut également être induit par des méthodes d’ablation, qui impliquent des dommages électriques ou des cryoblessures. Les méthodes d’ablation sont capables de générer un infarctus de taille uniforme à l’endroit précis10. D’autre part, la formation de cicatrices, la morphologie de l’infarctus et les mécanismes de signalisation moléculaire peuvent varier selon les méthodes d’ablation10,11. La méthode I/R murine est un autre modèle important d’IM car elle représente le scénario clinique de la thérapie de reperfusion12. Le modèle I/R est associé à des défis tels qu’une taille variable de l’infarctus, la difficulté à distinguer les réponses de la blessure initiale et la reperfusion6.
Bien que largement utilisées, les méthodes de ligature de l’ACL sont associées à de faibles taux de survie et à des douleurs postopératoires13. Ce protocole démontre le modèle chirurgical murin de ligature de l’ACL qui implique la préparation et l’intubation de souris, la ligature de l’ACL, les soins postopératoires et la validation de l’IM. Plutôt que d’utiliser une trachéotomieinvasive 14, cette méthode utilise l’intubation endotrachéale. L’animal est intubé en éclairant l’oropharynx à l’aide d’un laryngoscope, ce qui rend la procédure plus facile, plus sûre et moins traumatisante15. La souris est maintenue sous assistance respiratoire et sous anesthésie à l’isoflurane tout au long de la procédure. De plus, l’échocardiographie et la coloration trichrome de Masson sont effectuées pour évaluer la fonction cardiaque et la fibrose cardiaque après un IM, respectivement. Dans l’ensemble, cette méthode fournit un modèle murin chirurgical fiable et reproductible de l’IM qui peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et l’inflammation après un IM.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>22 G catheter needle</td>
			<td>Exel INT</td>
			<td>26741</td>
			<td>Thoracentesis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 G catheter needle</td>
			<td>Exel INT</td>
			<td>26746</td>
			<td>Endotracheal intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 nylon suture</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>29263</td>
			<td>Suturing of muscles and skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 nylon suture</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>3192</td>
			<td>Ligation of LAD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthetic Vaporizers</td>
			<td>Vet equip</td>
			<td>VE-6047</td>
			<td>Anesthetic support</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal physiology monitor</td>
			<td>Fujifilm</td>
			<td>VEVO 3100</td>
			<td>Monitor heart rate,respiration rate and body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine solution</td>
			<td>PBS animal health</td>
			<td>11205</td>
			<td>Antispetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>55175</td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disecting microscope</td>
			<td>OMANO</td>
			<td>OM2300S-V7</td>
			<td>Binocular</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric razor</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>79300-1001M</td>
			<td>Shaving</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode gel</td>
			<td>Parker Laboratories</td>
			<td>W60698L</td>
			<td>Electrically conductive gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Decon Laboratories</td>
			<td>22-032-601</td>
			<td>Disinfectant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11065-07</td>
			<td>Stainless Steel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Curity</td>
			<td>CAR-6339-PK</td>
			<td>Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat lamp</td>
			<td>Satco</td>
			<td>S4998</td>
			<td>Post surgery care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Kent scientific</td>
			<td>Surgi-M</td>
			<td>Temperature control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot Bead sterilizer</td>
			<td>Germinator 500</td>
			<td>11503</td>
			<td>Sterilization of surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>29405</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson&#8217;s trichrome staining kit</td>
			<td>Thermoscientific</td>
			<td>87019</td>
			<td>Measurement of cardiac Fibrosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Needle Holder</td>
			<td>FST</td>
			<td>12500-12</td>
			<td>Stainless Steel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>15000-02</td>
			<td>Stainless Steel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>Puralube Vet</td>
			<td>Sterile occular lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scanning Gel</td>
			<td>Parker Laboratories</td>
			<td>Aquasonic 100</td>
			<td>Aqueous ultrasound transmission gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>14060-11</td>
			<td>Stainless Steel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Laryngoscope</td>
			<td>Penn-Century</td>
			<td>Model LS-2-M</td>
			<td>Illuminating the oropharynx</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal ventilator</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>557058</td>
			<td>Ventilator support</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical light</td>
			<td>Cole parmer</td>
			<td>41723</td>
			<td>Illuminator Width (in): 7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo 3100 preclinical imaging platform</td>
			<td>Fujifilm</td>
			<td>VEVO 3100</td>
			<td>Echocardiography</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VevoLAB software</td>
			<td>Fujifilm</td>
			<td>VevoLAB 3.2.6</td>
			<td>Echocardiography data analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

left coronary artery ligation: a surgical murine model of myocardial infarction

La cardiopathie ischémique et l’infarctus du myocarde (IM) subséquent sont l’une des principales causes de mortalité aux États-Unis et dans le monde. Afin d’explorer les changements physiopathologiques après un infarctus du myocarde et de concevoir de futurs traitements, des modèles de recherche de l’IM sont nécessaires. La ligature permanente de l’artère coronaire gauche (ACL) chez la souris est un modèle populaire pour étudier la fonction cardiaque et le remodelage ventriculaire après l’IM. Nous décrivons ici un modèle chirurgical d’IM murin moins invasif, fiable et reproductible par ligature permanente de l’ACL. Notre modèle chirurgical comprend une anesthésie générale facilement réversible, une intubation endotrachéale qui ne nécessite pas de trachéotomie et une thoracotomie. L’électrocardiographie et la mesure de la troponine doivent être effectuées pour assurer l’IM. L’échocardiographie au jour 28 après l’IM permettra de discerner la fonction cardiaque et les paramètres d’insuffisance cardiaque. Le degré de fibrose cardiaque peut être évalué par la coloration trichrome de Masson et l’IRM cardiaque. Ce modèle d’IM est utile pour étudier les altérations physiopathologiques et immunologiques après un IM.

La figure 1 montre les signaux ECG et respiratoires actifs représentatifs lors de l’évaluation échocardiographique de souris simulées (Figure 1A) et MI (Figure 1B). La vérification de l’ECG actif et des signaux respiratoires est importante avant d’acquérir les données échocardiographiques. La figure 2 montre la mesure échocardiographique des paramètres fonctionnels card...

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Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Présenté ici est une procédure chirurgicale pour la ligature permanente de l’artère coronaire gauche chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire associée après un infarctus du myocarde.

Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...

Le modèle chirurgical de ligature permanente de l’artère gauche chez la souris peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire associée après un infarctus du myocarde. Cette méthode fournit un modèle murin fiable et productible de MI, qui est facile, sûr et moins invasif. Pour commencer, préchauffez un stérilisateur à billes à 250 degrés Celsius et placez-y des instruments chirurgicaux autoclavés pendant quelques minutes.Assurez-vous de la profondeur de l’anesthésie chez la souris en vérifiant la réponse à un pincement ferme des orteils. Pesez la souris pour estimer la posologie de l’analgésique préopératoire buprénorphine et injectez le médicament par voie intrapéritonéale. Coupez la fourrure sur le côté gauche du thorax à l’aide d’un rasoir électrique.Après avoir désinfecté le site chirurgical, placez la souris en décubitus dorsal sur une planche inclinée. Fixez la tête et les membres de la souris à l’aide d’une bande élastique fixée respectivement aux incisives supérieures et au ruban adhésif. Appliquez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.Ouvrez la mâchoire et retirez doucement la langue de la cavité buccale. Identifier l’ouverture du larynx en éclairant le pharynx buccal à l’aide d’un laryngoscope. Coupez environ 0,5 centimètre d’une aiguille de cathéter de calibre 24 et insérez l’aiguille émoussée dans le bouclier en plastique.Dirigez l’aiguille émoussée avec le bouclier en plastique dans la trachée. Sortez l’aiguille, en laissant le bouclier en plastique dans la trachée. Réglez le ventilateur à une fréquence respiratoire de 137 battements par minute, optimisée pour les souris utilisées dans cette étude et le volume courant de 0,18 capacité de fermeture.Connectez les tubes du respirateur au bouclier du cathéter et confirmez l’intubation correcte en recherchant un mouvement thoracique synchronisé avec le ventilateur. Débranchez le tube respiratoire de l’écran du cathéter et placez l’animal en décubitus dorsal sur une carte chirurgicale préchauffée à température contrôlée. Reconnectez la souris au ventilateur.Après avoir désinfecté le site chirurgical, soulevez doucement la peau à l’aide d’une paire de forceps et faites une petite incision transversale cutanée le long de la ligne entre les muscles pectoraux majeurs et mineurs gauches à l’aide d’une paire de ciseaux chirurgicaux. Séparez les muscles pectoraux sous-jacents avec des pinces et des ciseaux à dissectionner. Après avoir pratiqué une incision dans le troisième espace intercostal, écartez doucement les côtes à l’aide de rétracteurs pour exposer le ventricule gauche.Déplacez la graisse péricardique de côté et localisez l’artère coronaire gauche, qui va du bord de l’oreillette gauche vers l’apex du cœur. Passer un 8-0 suture en nylon sous l’artère coronaire gauche à l’aide d’un porte-aiguille. Legate l’artère coronaire gauche avec un double nœud suivi d’un deuxième nœud.Retirez les rétracteurs et insérez une aiguille de cathéter de calibre 22 dans la cavité thoracique. Retirez l’aiguille en laissant l’extrémité du bouclier en plastique dans la cavité thoracique. Fermez la cage thoracique à l’aide d’une suture en nylon 4-0.Branchez une seringue au bouclier en plastique de calibre 22 et retirez lentement l’excès d’air emprisonné dans la cavité thoracique en appuyant doucement sur la poitrine pour établir une pression d’air négative. Retirez le bouclier en plastique. Coupez l’alimentation en isoflurane et placez la souris sur le ventilateur fournissant de l’oxygène.Une respiration spontanée de la souris commence, éteignez le ventilateur. Gardez la souris sous une lampe chauffante et surveillez jusqu’à ce qu’elle soit réveillée. L’animal ne doit pas être laissé sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait recouvré suffisamment de conscience pour maintenir une position couchée sternale.Surveillez la souris quotidiennement pour tout signe de douleur ou d’inconfort. Poursuivre l’injection intrapéritonéale de buprénorphine toutes les 6 à 8 heures pendant deux jours supplémentaires après la chirurgie. L’ECG actif et les signaux respiratoires ont été vérifiés avant d’acquérir les données échocardiographiques.La mesure échocardiographique des paramètres fonctionnels cardiaques a été notée 28 jours après la ligature de l’artère coronaire gauche. Les images en mode M de la vue péronière à axe court des cœurs SHAM et MI ont été observées. Les images de l’IM ont montré un mouvement défectueux de la paroi cardiaque après une ligature de l’artère coronaire gauche.Des indicateurs d’insuffisance cardiaque, tels qu’une augmentation de la masse ventriculaire gauche, une diminution de la fraction d’éjection et une diminution du débit cardiaque, ont été observés dans le groupe MI par rapport au groupe SHAM. La coloration trichrome de Masson des sections inférieure, moyenne et supérieure du ventricule a montré une coloration accrue du collagène dans le cœur infarctus, indiquant une fibrose augmentée. Dans la plupart des cas, l’artère n’est pas réalisable.Cependant, la ligature du tissu myocardique de 2 à 4 millimètres sous le bord de l’oreillette gauche entraîne une ligature efficace de l’artère.

Research

JoVE Journal

Medicine

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Ligature de l&#39;artère coronaire et injection intramyocardique dans un modèle murin d&#39;infarctus

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

Recherche

Médecine

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Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

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