Name: compost microcosms as microbially diverse, natural-like environments for microbiome research in caenorhabditis elegans
Uploaded: 2022-09-13T14:25:00
Duration: 7 min 19 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Compost Microcosms as Microbially Diverse, Natural-like Environments for Microbiome Research in Caenorhabditis elegans at JoVE.com

Het werk dat in dit manuscript wordt beschreven, werd ondersteund door NIH-subsidies R01OD024780 en R01AG061302. K.T. werd verder ondersteund door een Summer Undergraduate Research Fellowship van de University of California, Berkeley, gefinancierd door de Rose Hills Foundation. Cartoonontwerpen in figuur 1 werden verkregen van BioRender.com.

1. Bereiding van compost
<ol><li>Verkrijg compost of tuinaarde van elke geschikte bron en bewaar in het laboratorium in een standaard plastic keukencontainer met gaten in het deksel om lucht binnen te laten. Dicht de gaten met watten om fruitvliegjes en andere ongewervelde dieren buiten te houden (figuur 1A). OPMERKING: Vijfhonderd gram grond (passend in een container van 1,5 gallon, afmetingen: 30 cm x 20 cm x 10 cm) biedt voldoende materiaal voor 12 microkosmos.</li>
	<li>Verrijk de compost of grond met gehakte producten of een mengsel van verschillende producten in een 1:2 massaverhouding van producten tot grond.</li>
	<li>Incubeer gedurende 7-14 dagen bij 20-25 °C, meng eenmaal per dag en voeg indien nodig M9-medium toe om vocht te behouden zonder het modderig te maken. OPMERKING: Bodems die niet zijn verrijkt met producten ondersteunen meestal niet de groei van C. elegans , maar welke specifieke producten moeten worden gebruikt, is aan de onderzoeker, met veel soorten en mengsels die de groei van wormen kunnen ondersteunen. Verrijking met verschillende producten zal de diversificatie van de bacteriële gemeenschap op verschillende manieren bevorderen, waardoor de darmmicrobioomassemblage vanuit verschillende startpunten kan worden bestudeerd (zie de discussiesectie).</li>
</ol>2. Bereiding van compostmicrokosmos
<ol><li>Voeg voor elke microkosmos 10 g verrijkte compost toe aan een glazen bekerglas van 30 ml bedekt met tinfolie en autoclaaf (figuur 1B).</li>
	<li>Om microbieel extract te bereiden om de geautoclaveerde compost aan te vullen, begint u met het toevoegen van 30 g van dezelfde compost die in stap 2.1 is gebruikt aan elk van de drie buizen van 50 ml en vult u deze met M9. Vortex gedurende 1 min (figuur 1C). OPMERKING: Dit zou voldoende bacteriën moeten opleveren voor negen microkosmos, die elk de ontwikkeling van honderden nematoden ondersteunen.</li>
	<li>Centrifugeer de buizen bij 560 × g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur (RT).</li>
	<li>Let op om de pellet niet te verstoren, verwijder de supernatanten met een serologische pipet en combineer in een nieuwe buis van 50 ml.</li>
	<li>Concentreer het bacteriële extract door te centrifugeren met maximale snelheid (2.000 × g) gedurende 15 minuten bij RT. Resuspendeer de pellets in voldoende M9 om 200 μL voor elke microkosmos en 200 μL meer toe te voegen aan een plaat die zal dienen als een zichtbare proxy van wormontwikkeling in microkosmos. OPMERKING: Neem bijvoorbeeld voor negen microkosmos de microbiële pellet opnieuw op in 2 ml M9.</li>
	<li>Voeg 200 μL van het geconcentreerde microbiële extract toe aan elk bekerglas van geautoclaveerde compost, evenals aan een NGM-plaat die zal dienen als de zichtbare proxyplaat.</li>
	<li>Incubeer microkosmos en proxyplaat gedurende 24 uur bij 20-25 °C voor toevoeging van wormen.</li>
</ol>3. Wormen kweken in compostmicrokosmos
<ol><li>Voeg 500-1000 eieren of L1-larven3 toe aan elke microkosmos en aan de proxyplaat (stap 2.7) om het experiment te starten (figuur 1D). OPMERKING: De hier beschreven experimenten maken gebruik van N2 wild-type wormen. Andere C. elegans-stammen (en mogelijk andere nematoden) kunnen echter worden gebruikt.</li>
	<li>Verhoog de wormen tot volwassenheid bij 20 °C (meestal 3 dagen).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64393/64393fig01.jpg"> Figuur 1: Compostmicrokosmos bereiden, wormen kweken en oogsten. (A) Verrijk de lokale grond of compost met producten en incubeer gedurende 2 weken. Combineer (B) geautoclaveerde verrijkte grond met (C) microbieel extract en (D) incubeer gedurende ten minste 24 uur voordat u gesynchroniseerde L1s-wormen aan microkosmos toevoegt om het experiment te starten. (E, F) Wanneer u klaar bent om te oogsten, voegt u compost uit de microkosmos toe aan een Baermann-trechtersteuncilinder en dek u af met M9. (G) Laat het filtraat na 15 minuten los in een buis van 50 ml. Afkorting: sup. = supernatant. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/64393fig01large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
4. Een Baermann-trechter voorbereiden voor het oogsten van wormen
<ol><li>Monteer een Baermann-trechter door 5-8 cm stijve rubberen buis aan het uiteinde van een plastic trechter te bevestigen.</li>
	<li>Schuif een klem op de slang en klem deze dicht.</li>
	<li>Plaats in de trechter een 7 cm lange, 5 cm diameter, cilindrische PVC-buis met een nylon gaas van 1 mm aan de onderkant gelijmd (figuur 1E). Bekleed de cilinder met twee vellen tissuepapier.</li>
	<li>Plaats de Baermann-trechter in een kolf (figuur 1F).</li>
</ol>5. Wormen uit microkosmos oogsten en de respectievelijke bodemmonsters verzamelen
<ol><li>Voeg 20 ml M9 toe aan de microkosmos waarin de wormen zijn opgetild, roer het mengsel en giet het mengsel vervolgens uit het bekerglas in de met tissuepapier beklede cilinder in de Baermann-trechteropstelling. Voeg meer M9 toe om de compost volledig onder te dompelen in de trechter. OPMERKING: C. elegans (N2) populaties bereiken de volwassenheid in compostmicrokosmos met een vergelijkbaar tempo als op standaard agarplaten bezaaid met Escherichia coli. Voor verdere nauwkeurigheid bij het oogsten van wormen in een specifiek ontwikkelingsstadium, raadpleegt u de proxyplaat uit stap 3.3.</li>
	<li>Maak na 30 minuten de klem los om het filtraat met de geoogste wormen vrij te maken in een buis van 50 ml (figuur 1G).</li>
	<li>Voeg meer M9 toe aan de cilinder en herhaal dit voor een tweede ronde om meer wormen te oogsten, en nogmaals als er extra wormen nodig zijn. OPMERKING: Wanneer u oogstrondes herhaalt, moet u oppassen dat u de integriteit van het tissuepapier niet in gevaar brengt, waardoor bodemdeeltjes kunnen passeren. Een maximum van vier oogstrondes moet ten minste 50% van de wormen isoleren die oorspronkelijk aan de microkosmos zijn toegevoegd zonder de integriteit van tissuepapier in gevaar te brengen.</li>
	<li>Concentreer de wormen door gedurende 2 minuten te centrifugeren op 560 × g (RT). Verwijder 35 ml van het supernatant met een serologische pipet.</li>
	<li>Breng de resterende 15 ml over in een buis van 15 ml en centrifugeer opnieuw op 560 × g gedurende 1 minuut om de wormen verder te concentreren. Verwijder 14 ml van het supernatant met een serologische pipet.</li>
	<li>Verzamel tegelijkertijd 1 g van de resterende microkosmosgrond in een buis van 1,5 ml. Verwerk de bodemmonsters die de milieubacteriële gemeenschap bevatten onmiddellijk of bewaar ze bij −20 °C voor latere extractie van nucleïnezuren, zoals hieronder beschreven voor wormmonsters.</li>
</ol>6. Wassen en oppervlaktesterilisatie van geoogste wormen
<ol><li>Breng 1 ml van de geconcentreerde, geoogste wormen over van stap 5,5 naar een buis van 1,5 ml met behulp van een glazen pipet. Incubeer gedurende 2 minuten om de wormen op de bodem van de buis te laten bezinken. Verwijder het supernatant en laat de onderste 100 μL ongestoord.</li>
	<li>Was 6x met 1,5 ml M9+T (0,025% Triton-X in M9), zodat de wormen zich telkens op de bodem kunnen nestelen.</li>
	<li>Breng de gewassen wormen in een volume van 100 μL over naar een nieuwe buis van 1,5 ml met behulp van een glazen pipet. OPMERKING: Op dit punt in het protocol zou ongeveer 30 minuten moeten zijn verstreken sinds de eerste wasbeurt (stap 6.2). Het wordt aanbevolen om de wormen ten minste 1 uur zonder voedsel te laten blijven voordat levamisol wordt toegevoegd om de uitscheiding van voorbijgaande bacteriën en de volledige vertering van voedselbacteriën mogelijk te maken.</li>
	<li>Voeg 100 μL 25 mM levamisolhydrochloride toe om de wormen te verlammen. Incubeer gedurende 5 minuten bij RT.</li>
	<li>Voeg 200 μL 4% bleekoplossing toe. Incubeer gedurende 2 min.</li>
	<li>Verwijder het supernatant, laat de onderste 150 μL ongestoord en was 3x met M9+T, zoals hierboven. OPMERKING: Om de verontreiniging van de monsters te minimaliseren, wordt aanbevolen om gefilterde M9 + T te gebruiken (door een filter van 0,2 μm) en vanaf dit punt handschoenen te dragen.</li>
	<li>Neem na de wasbeurten 50 μL van de resterende 150 μL uit de laatste wasbeurt en plaat op een LB-plaat, broedend bij 25 °C gedurende 48 uur om de effectieve verwijdering van externe bacteriën te bevestigen. OPMERKING: Het observeren van maximaal 30 kolonies in de laatste wasbeurt (die 60 externe bacteriële cellen vertegenwoordigen die in totaal in het monster achterblijven) is toegestaan en zal naar verwachting slechts een marginale bijdrage leveren aan de geanalyseerde samenstelling van het microbioom, gezien de duizenden bacteriën die doorgaans elke volwassen worm koloniseren15. Wanneer er meer worden waargenomen, kan de integriteit van monsters in het gedrang komen.</li>
	<li>Gebruik de oppervlakte-gesteriliseerde wormen onmiddellijk (bijvoorbeeld om levende bacteriën te extraheren voor het kweken [CFU-tellingen]) of bewaar bij −20 °C voor de daaropvolgende extractie van nucleïnezuren.</li>
</ol>7. DNA-extractie
OPMERKING: De volgende stappen beschrijven DNA-extractie van de geoogste wormen met behulp van een commerciële kit die is ontworpen voor de extractie van microbieel DNA uit de bodem (zie tabel met materialen), met wijzigingen die hieronder worden beschreven om de extractie van microbieel DNA uit wormen te vergemakkelijken.
<ol><li>Breng het monster met oppervlakte-gesteriliseerde wormen (ontdooi indien nodig op RT) over naar de buizen die door de kit worden geleverd en vervang de meegeleverde glasparels door zirkoniakralen met een diameter van ongeveer 30-50 1 mm (zie materiaaltabel). OPMERKING: De waargenomen DNA-opbrengsten zijn hoger met zirkonia-kralen dan met de glasparels die door de kit worden geleverd. Hoewel de reden achter deze waarneming nog steeds niet bekend is, kunnen zirkonia-kralen de nagelriem efficiënter openbreken, waardoor meer bacteriën vrijkomen.</li>
	<li>Voeg voor compostmonsters ongeveer 250 mg van de verzamelde grond toe aan de buizen van de kit zonder de glaskralen te vervangen.</li>
	<li>Na de toevoeging van de bufferoplossing die door de kit aan alle monsters wordt geleverd, homogeniseert u met een vermogenshomogenisator bij RT (zie Materiaaltabel) gedurende twee rondes van 2.000 tpm gedurende elk 30 s, pauzeer gedurende 30 s ertussen.</li>
	<li>Voltooi de resterende DNA-zuiveringsstappen volgens het kitprotocol. Eluteer de wormmonsters in niet meer dan 50 μL elutiebuffer om DNA-concentraties te garanderen die hoog genoeg zijn voor sequencing.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Shapira, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host-microbiota+interactions+in+Caenorhabditis+elegans+and+their+significance.">Host-microbiota interactions in Caenorhabditis elegans and their significance.</a> Current Opinion in Microbiology. 38, 142-147 (2017).</li><li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caenorhabditis+elegans+as+a+model+for+microbiome+research.">Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research.</a> Frontiers in Microbiology. 8, 285 (2017).</li><li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+C.+elegans.">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook. , 7-8 (2006).</li><li>Dirksen, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CeMbio+-+The+Caenorhabditis+elegans+microbiome+resource.">CeMbio - The Caenorhabditis elegans microbiome resource.</a> G3: Genes, Genomes, Genetics. 10 (9), 3025-3039 (2020).</li><li>Ortiz, A., Vega, N. M., Ratzke, C., Gore, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interspecies+bacterial+competition+regulates+community+assembly+in+the+C.+elegans+intestine.">Interspecies bacterial competition regulates community assembly in the C. elegans intestine.</a> ISME Journal. 15 (7), 2131-2145 (2021).</li><li>Berg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TGF&#946;/BMP+immune+signaling+affects+abundance+and+function+of+C.+elegans+gut+commensals.">TGF&#946;/BMP immune signaling affects abundance and function of C. elegans gut commensals.</a> Nature Communications. 10, 604 (2019).</li><li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+genetic+variation+drives+microbiome+selection+in+the+Caenorhabditis+elegans+gut.">Natural genetic variation drives microbiome selection in the Caenorhabditis elegans gut.</a> Current Biology. 31 (12), 2603-2618 (2021).</li><li>Montalvo-Katz, S., Huang, H., Appel, M. D., Berg, M., Shapira, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+with+soil+bacteria+enhances+p38-dependent+infection+resistance+in+Caenorhabditis+elegans.">Association with soil bacteria enhances p38-dependent infection resistance in Caenorhabditis elegans.</a> Infection and Immunity. 81 (2), 514-520 (2013).</li><li>Fr&#233;zal, L., F&#233;lix, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+outside+the+Petri+dish.">C. elegans outside the Petri dish.</a> eLife. 4, 05849 (2015).</li><li>Dirksen, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+native+microbiome+of+the+nematode+Caenorhabditis+elegans:+Gateway+to+a+new+host-microbiome+model.">The native microbiome of the nematode Caenorhabditis elegans: Gateway to a new host-microbiome model.</a> BMC Biology. 14 (1), 38 (2016).</li><li>Samuel, B. S., Rowedder, H., Braendle, C., F&#233;lix, M. A., Ruvkun, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caenorhabditis+elegans+responses+to+bacteria+from+its+natural+habitats.">Caenorhabditis elegans responses to bacteria from its natural habitats.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (27), 3941-3949 (2016).</li><li>Berg, M., Zhou, X. Y., Shapira, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host-specific+functional+significance+of+Caenorhabditis+gut+commensals.">Host-specific functional significance of Caenorhabditis gut commensals.</a> Frontiers in Microbiology. 7, 1622 (2016).</li><li>Berg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assembly+of+the+Caenorhabditis+elegans+gut+microbiota+from+diverse+soil+microbial+environments.">Assembly of the Caenorhabditis elegans gut microbiota from diverse soil microbial environments.</a> ISME Journal. 10 (8), 1998-2009 (2016).</li><li>Slowinski, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+with+a+complex+microbiota+mediate+a+trade-off+between+the+host+development+rate+and+heat+stress+resistance.">Interactions with a complex microbiota mediate a trade-off between the host development rate and heat stress resistance.</a> Microorganisms. 8 (11), 1-9 (2020).</li><li>P&#233;rez-Carrascal, O. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+preference+of+beneficial+commensals+in+a+microbially-diverse+environment.">Host preference of beneficial commensals in a microbially-diverse environment.</a> Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 12, 795343 (2022).</li><li>Callahan, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DADA2:+High-resolution+sample+inference+from+Illumina+amplicon+data.">DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data.</a> Nature Methods. 13 (7), 581-583 (2016).</li><li>Quast, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+SILVA+ribosomal+RNA+gene+database+project:+Improved+data+processing+and+web-based+tools.">The SILVA ribosomal RNA gene database project: Improved data processing and web-based tools.</a> Nucleic Acids Research. 41, 590-596 (2013).</li><li>McMurdie, P. J., Holmes, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=phyloseq:+An+R+package+for+reproducible+interactive+analysis+and+graphics+of+microbiome+census+data.">phyloseq: An R package for reproducible interactive analysis and graphics of microbiome census data.</a> PLoS One. 8 (4), 61217 (2013).</li><li>Lozupone, C., Knight, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UniFrac:+A+new+phylogenetic+method+for+comparing+microbial+communities.">UniFrac: A new phylogenetic method for comparing microbial communities.</a> Applied and Environmental Microbiology. 71 (12), 8228-8235 (2005).</li><li>Lozupone, C., Lladser, M. E., Knights, D., Stombaugh, J., Knight, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UniFrac:+An+effective+distance+metric+for+microbial+community+comparison.">UniFrac: An effective distance metric for microbial community comparison.</a> ISME Journal. 5 (2), 169-172 (2011).</li></ol>

De auteurs hebben geen belangenconflicten te verklaren die relevant zijn voor de inhoud van dit artikel.

Het hier gepresenteerde protocol beschrijft een methode om het darmmicrobioom van nematoden te bestuderen die in natuurlijke omgevingen zijn opgegroeid, en biedt een alternatieve benadering voor de isolatie van wormen uit de natuur of voor het verhogen ervan op synthetische gemeenschappen.
De duizenden potentiële bacteriesoorten die zijn vastgelegd in het representatieve microkosmosexperiment weerspiegelen de microbiële diversiteit waarmee de wormen zijn geëvolueerd en tonen het vermogen van de microkosmospijplijn om de voordelen van het werken met een modelgastorganisme en die van het werken met natuurlijke, diverse microbiële gemeenschappen te combineren.
De representatieve resultaten tonen aan dat het verrijken van een gemeenschappelijke bodem met verschillende producttypen de microbiële diversiteit in het milieu moduleert, wat het bereik van microbiële diversiteit benadrukt dat beschikbaar is voor exploratie met behulp van deze pijplijn. Productkeuze is niet bijzonder belangrijk. Eerder werk heeft bananen, appels, sinaasappels, aardbeien, groene theebladeren en aardappelen gebruikt om de bodem te verrijken, wat resulteert in een vergelijkbare efficiëntie van de worm. Gemengde producten zijn ook effectief gebruikt. Het belangrijkste kenmerk is dat verschillende producten een bepaalde bodem op verschillende manieren zullen diversifiëren.
Ondanks de grote variatie in microbiële diversiteit in het milieu, variëren de darmmicrobiomen van wormen aanzienlijk minder, waardoor het belang van de wormdarmniche en gastheerfiltering voor de assemblage van een kerndarmmicrobioom dat verschilt van dat van zijn bodemomgevingwordt samengevat 13. Dit patroon wordt het best waargenomen met gewogen UniFrac PCoA-analyse, waaruit blijkt dat de verschillen tussen milieubodem en wormdarmenmicrobiomen meestal voortkomen uit verschillen in de relatieve abundantie van belangrijke taxa.
Hoewel het hier beschreven protocol zich richt op het oogsten van wormen voor 16S-sequencing, kunnen microkosmos worden gebruikt om aanvullende vragen van belang te onderzoeken. Wormen geoogst uit microkosmos kunnen bijvoorbeeld vervolgens worden onderzocht op het effect van een divers darmmicrobioom op de resistentie van de gastheer tegen verschillende ongunstige omstandigheden, waaronder pathogenen of toxines. Als alternatief kunnen nieuwe bacteriesoorten en stammen worden geïsoleerd en gekweekt uit op de grond geoogste wormen, waardoor de taxonomische en functionele diversiteit van bacteriën die beschikbaar zijn om experimenten mee uit te voeren, wordt uitgebreid.
Terwijl onderzoeksmethoden in laboratoriumomgevingen consistentie en reproduceerbaarheid nastreven, maakt het werken met microkosmos gebruik van de natuurlijke variatie om gastheer-microbe-interacties in een natuurlijk-achtige context te onderzoeken. Toch brengt deze variatie ook enkele uitdagingen met zich mee. Sommige bodems met hoge niveaus van endogene ongewervelde dieren kunnen extra centrifugatie, filtratie en onderzoeksmaatregelen vereisen om ongewenste organismen effectief uit de microkosmosvoorbereiding te verwijderen. Bovendien kan een lage microbiële abundantie in de bodem ongewenste dauervorming in wormpopulaties veroorzaken, waardoor een toename van microbieel extract nodig is of de bodem wordt verrijkt met een grotere hoeveelheid producten. Met elk uitgevoerd microkosmosexperiment blijven onderzoekers de volledige taxonomische en functionele diversiteit van de natuur verkennen, waardoor nieuwe microbiële taxa en functionele vaardigheden kunnen worden ontdekt, variërend van infectieresistentie tot bescherming tegen xenobiotica uit het milieu.

De nematode Caenorhabditis elegans is in opkomst als een nuttig model voor het bestuderen van interacties tussen gastheren en hun darmmicrobiomen 1,2. Als model biedt het verschillende voordelen. Ten eerste zijn kiemvrije of gnotobiotische dieren gemakkelijk te verkrijgen en te onderhouden; bleekmiddel kan worden gebruikt om gravidwormen en bijbehorende microben te doden, waardoor hun bleekbestendige eieren ongedeerd blijven om te groeien als leeftijdsgesynchroniseerde populaties die kunnen worden gekoloniseerd door bacteriën van belang 3,4. Bovendien, wanneer gekweekt in de aanwezigheid van bacteriën, C. elegans, een bacterivoor, neemt de aangetroffen bacteriën op, met vatbare soorten verteerd of uitgescheiden, terwijl resistente en persistente soorten stabiel de wormdarmen koloniseren. Bovendien zijn C. elegans meestal hermafroditisch en produceren ze populaties van genetisch identieke nakomelingen, wat de verstorende genetische variatie vermindert. In combinatie met de beschikbaarheid van mutante en transgene wormstammen, biedt de samenwerking met C. elegans onderzoekers een gnotobiotisch en genetisch handelbaar model om de moleculaire onderbouwing van gastheer-microbe-interacties te onderzoeken 5,6,7,8.
Hoewel experimenten met goed gekarakteriseerde bacteriën de analyse van moleculaire mechanismen kunnen vergemakkelijken, is het identificeren en bestuderen van de bacteriën waarmee wormen in de natuur interageren essentieel voor het verkennen van de diversiteit van dergelijke mechanismen, het ontrafelen van de natuurlijke context voor hun functie en het begrijpen van de selectieve krachten die hun evolutie hebben gevormd. Buiten het laboratorium wordt C. elegans wereldwijd gevonden in vochtige gematigde klimaten, waar wordt gedacht dat populaties een "boom-and-bust" -levenscyclus ondergaan, gekenmerkt door snelle bevolkingsgroei wanneer hulpbronnen overvloedig zijn, gevolgd door een ontwikkelingsverschuiving naar baanbrekende, stresstolerante dauers wanneer hulpbronnen uitgeput zijn9. Hoewel beschouwd als een bodemnematode, worden wild-woekerende C. elegans-populaties meestal gevonden die zich voeden met ontbindend organisch materiaal zoals rottende bloemen of vruchten, waar bacteriepopulaties overvloedig en divers zijn.
Studies van het darmmicrobioom in uit het wild geïsoleerde nematoden hebben diverse, maar karakteristieke, bacteriële gemeenschappen geïdentificeerd10,11, waarvan de samenstelling verder werd ondersteund door studies uitgevoerd met wormen die zijn opgegroeid in natuurlijk-achtige microkosmosomgevingen12,13. Samen maakten dergelijke studies de afbakening van een kernworm darmmicrobioommogelijk 2. Terwijl de bemonstering van C. elegans-populaties in het wild het meest directe onderzoek van natuurlijke worm-microbe-interacties vertegenwoordigt, is het niet overal en altijd haalbaar, omdat het beperkt is tot regio's en seizoenen met voldoende neerslag10,11. Als alternatief, in plaats van wormen te isoleren van hun natuurlijke habitat, brengen experimenten met behulp van microkosmos de natuurlijke habitat in het laboratorium 6,8,12,13,14,15. Microkosmosomgevingen worden bereid uit grond gecomposteerd met verschillende groenten of fruit, wat verdere diversificatie van de uitgangsbodemgemeenschap mogelijk maakt. Ze bieden behandelbare experimentele methoden die de microbiële diversiteit en de driedimensionale wilde bodemomgeving combineren met de experimentele voordelen van een gecontroleerde laboratoriumfaciliteit en genetisch gedefinieerde wormstammen. Het onderstaande protocol beschrijft de stappen die betrokken zijn bij het werken met compostmicrokosmos, wat het gebruik ervan aantoont bij het begrijpen van de assemblage van een karakteristiek wormbuikmicrobioom uit verschillende omgevingen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>AMPure XP Reagent, 60 mL</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>A63881</td>
			<td>Supplementary File Step 1.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach (Sodium Hypochlorite)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7681-52-9</td>
			<td>Step 6.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNeasy PowerSoil Pro Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>47016</td>
			<td>Step 7 DNA extractions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dNTP set 10 mM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>18427013</td>
			<td>Supplementary Step 1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Easypet 3 Serological Pipette Controller</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>4430000018</td>
			<td>Used to remove supernatant when specified</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Greiner Bio-One 25 mL Sterile Serological Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-000-368</td>
			<td>Used to remove supernatant when specified</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>P285-500</td>
			<td>Used to make M9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Levamisole Hydrochloride</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>AC187870100</td>
			<td>Step 6.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>M9 Minimal Media Solution</td>
			<td>Prepared in-house</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Recipe in wormbook.org</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>M63-500</td>
			<td>Used to make M9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiniSeq High Output Reagent Kit (150 cycles)</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-420-1002</td>
			<td>Supplementary Step 1.7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiniSeq System</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>SY-420-1001</td>
			<td>Commercial sequencer used; Supplementary Step 1.7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2HPO4</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S374-500</td>
			<td>Used to make M9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S271-3</td>
			<td>Used to make M9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nematode Growth Media (NGM)</td>
			<td>Prepared in-house</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Recipe in wormbook.org</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nextera XT DNA Library Preparation Kit (96 samples)</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-131-1096</td>
			<td>Library prep kit used; Supplementary Step 1.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PhiX Control v3</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-110-3001</td>
			<td>Supplementary Step 1.7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phusion High-Fidelity DNA Polymerase</td>
			<td>New England Biolabs</td>
			<td>M0530L</td>
			<td>Supplementary Step 1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLyzer 24 Homogenizer (110/220 V)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>13155</td>
			<td>Step 7.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit dsDNA HS Assay Kit</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>Q32851</td>
			<td>Supplementary Steps 1.1 &#38; 1.6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit Fluorometer</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>Q33238</td>
			<td>Supplementary Steps 1.1 &#38; 1.6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP-151</td>
			<td>Used to prepare M9+T</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zirconia/Silica Beads 1.0 mm diameter</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9847287</td>
			<td>Step 7.1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

compost microcosms as microbially diverse, natural-like environments for microbiome research in caenorhabditis elegans

De nematode Caenorhabditis elegans is in opkomst als een nuttig model voor het bestuderen van de moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen aan interacties tussen gastheren en hun darmmicrobiomen. Hoewel experimenten met goed gekarakteriseerde bacteriën of gedefinieerde bacteriële gemeenschappen de analyse van moleculaire mechanismen kunnen vergemakkelijken, is het bestuderen van nematoden in hun natuurlijke microbiële context essentieel voor het verkennen van de diversiteit van dergelijke mechanismen. Tegelijkertijd is de isolatie van wormen uit het wild niet altijd haalbaar, en zelfs als het mogelijk is, beperkt bemonstering uit het wild het gebruik van de genetische toolkit die anders beschikbaar is voor onderzoek van C. elegans . Het volgende protocol beschrijft een methode voor microbioomstudies met behulp van compostmicrokosmos voor de groei in het laboratorium in microbieel diverse en natuurlijk-achtige omgevingen.
Lokaal geproduceerde grond kan worden verrijkt met producten om de microbiële gemeenschappen waarin wormen worden gekweekt en waaruit ze worden geoogst, gewassen en gesteriliseerd voor latere analyses te diversifiëren. Representatieve experimenten tonen het vermogen aan om de microbiële gemeenschap in een gemeenschappelijke bodem te moduleren door deze te verrijken met verschillende producten en tonen verder aan dat wormen die in deze verschillende omgevingen zijn opgegroeid, vergelijkbare darmmicrobiomen samenstellen die verschillen van hun respectieve omgevingen, wat het idee van een soortspecifiek kerndarmmicrobioom ondersteunt. Over het algemeen bieden compostmicrokosmos natuurlijke in-labomgevingen voor microbioomonderzoek als alternatief voor synthetische microbiële gemeenschappen of voor de isolatie van wilde nematoden.

Om het vermogen te onderzoeken om de gemeenschap van bodemmicrokosmos te diversifiëren, vergeleken we de microbiële gemeenschappen in compostmicrokosmos bereid door dezelfde initiële bodem te verrijken, een compost van industriële kwaliteit die beschikbaar is in de stad Berkeley, Californië, met verschillende producten: appels, paprika's, sinaasappels of aardappelen (elk in drievoud). We vergeleken verder de microbiële gemeenschappen van elke compostomgeving met het darmmicrobioom van wild-type C. elegans die in de respectieve microkosmos zijn opgegroeid. Analyse werd uitgevoerd met DNA-monsters geëxtraheerd van ongeveer 500 oppervlakte-gesteriliseerde volwassenen per microkosmos en van 250 mg compostmonsters van de respectieve microkosmos.
Karakterisering van de omgevingsbodem en darmmicrobiomen van wormen was gebaseerd op de volgende generatie sequencing van het V4-gebied van het bacteriële 16S-rRNA-gen. Sequencing bibliotheekvoorbereiding werd bereikt met behulp van de standaardkits en uitgevoerd volgens de instructies van de fabrikant, met sequencing uitgevoerd op een commerciële sequencer (zie Materiaaltabel). Gedemultiplexeerde sequenties werden verwerkt met behulp van DADA2, toegewezen taxonomie op basis van de SILVA v132 referentiedatabase, en geanalyseerd met phyloseq 16,17,18 (zie Aanvullend bestand 1, Aanvullend figuur S1, Aanvullend figuur S2, Aanvullend figuur S3, Aanvullende tabel S1 en Aanvullende tabel S2 voor een gedetailleerde beschrijving van de volgorde en analyse; de volledige computationele pijplijn is beschikbaar in GitHub [https://github.com/kennytrang/CompostMicrocosms]). Ruwe gegevens zijn beschikbaar op het NCBI Sequence Read Archive (Bioproject ID PRJNA856419).
Gemiddeld werden 73.220 sequenties per monster verkregen. Deze sequenties vertegenwoordigen 15.027 ampliconsequentievarianten (ASV's), verspreid over 27 phyla en 216 families, waaronder families die worden beschouwd als onderdeel van het kern C. elegans darmmicrobioom13, zoals Rhizobiaceae, Burkholderiaceae en Bacillaceae. Enterobacteriaceae en Pseudomonadaceae, die eerder dominante leden bleken te zijn, waren deze keer een minderheid, maar waren nog steeds verrijkt (2-10-voudig) in vergelijking met hun respectieve bodemmilieus. Vergelijkingen op basis van zowel ongewogen als gewogen UniFrac19,20 afstanden toonden een goede reproduceerbaarheid tussen microkosmostriplicaten verrijkt met hetzelfde product, zoals aangegeven door nauwe clustering. Daarentegen zijn milieubodemmicrobiomen verrijkt met verschillende producten geclusterd van elkaar, wat het vermogen aantoont om een initiële microbiële gemeenschap te diversifiëren door de toevoeging van verschillende producten (figuur 2).
In vergelijkingen van wormdarmmicrobiomen en milieugemeenschappen toonde de hoofdcoördinaatanalyse (PCoA) met ongewogen of gewogen UniFrac-afstanden een duidelijke clustering van wormdarmmicrobiomen weg van die van hun respectieve omgevingen voor elk microkosmostype (figuur 2). Terwijl PCoA op basis van ongewogen UniFrac-afstanden geen onderscheid maakte tussen bodem- en wormmicrobiomen (figuur 2A), onthulde clustering op basis van gewogen afstanden een duidelijke scheiding van wormdarm- en compostmicrobiomen (figuur 2B). Deze resultaten ondersteunen een proces waarin gastheerfiltering werkt op de beschikbaarheid van het milieu om een darmmicrobioom te vormen dat niet volledig verschilt van zijn milieubron met betrekking tot de aanwezigheid van taxa, maar hun overvloed moduleert door te verrijken voor een deel van de beschikbare taxa, wat uiteindelijk resulteert in een kernworm darmmicrobioom gedeeld tussen wormen die in verschillende omgevingen zijn opgegroeid.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64393/64393fig02.jpg"> Figuur 2: Worm darmmicrobiomen clusteren weg van hun respectievelijke product-gediversifieerde microbiële omgevingen. De samenstelling van het microbioom werd bepaald met 16S-sequencing en gemeenschappen van microkosmos verrijkt met de aangewezen producten of van wormen die erin werden gekweekt, werden geclusterd met behulp van PCoA op basis van (A) ongewogen of (B) gewogen UniFrac-afstanden. De getoonde assen zijn die welke de grootste variatie in gemeenschapssamenstelling tussen monsters verklaren (N = 3 voor elk microkosmostype). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/64393fig02large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
Aanvullend bestand 1: Next-generation sequencing en data-analyse. Hier worden de stappen gepresenteerd voor bibliotheekvoorbereiding, in-lab sequencing en data-analyse. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/Supplementary%20File%201.pdf" target="_blank">Klik hier om dit bestand te downloaden.</a>
Aanvullende figuur S1: Een voorbeeld van een kwaliteitscontrolegrafiek voor de reverse leest van één monster. De X-as (cyclus) toont de nucleotidepositie langs de afgelezen reeks. De linker Y-as toont de kwaliteitsscore. De grijswaarden heatmap geeft de frequentie van de kwaliteitsscore op elke nucleotidepositie weer; de groene lijn geeft de mediane kwaliteitsscore op elke nucleotidepositie weer; de bovenste oranje lijn geeft de kwartielen van de kwaliteitsscoreverdeling weer; de onderste rode lijn geeft het percentage sequentielezingen weer dat die nucleotidepositie verlengde (rechter Y-as, hier 100%). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/Supplementary%20Figure%20S1.pdf" target="_blank">Klik hier om dit bestand te downloaden.</a>
Aanvullende figuur S2: Foutpercentages voor verschillende steekproeven. De foutfrequentie in de verschillende steekproeven (zwarte stippen) zou moeten afnemen met een toenemende kwaliteitsscore voor elke mogelijke basispaarvervanging die wordt afgebeeld, wat de verwachte trend weerspiegelt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/Supplementary%20Figure%20S2.pdf" target="_blank">Klik hier om dit bestand te downloaden.</a>
Aanvullende figuur S3: Een voorbeeld van PCoA op basis van gewogen UniFrac-afstanden. De groepsnamen in de legenda vertegenwoordigen de producten die worden gebruikt om de compost te verrijken die in de verschillende microkosmos wordt gebruikt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/Supplementary%20Figure%20S3.pdf" target="_blank">Klik hier om dit bestand te downloaden.</a>
Aanvullende tabel S1: Sequentiële sequentiefiltering. een Aantal sequentielezingen voordat u filtert. b-d Elke kolom vertegenwoordigt het aantal sequentielezingen dat overblijft na een filtratiestap: het filteren van leeswaarden van lage kwaliteit (stap 2.5), het denoe-algoritme uitgevoerd door dada() (stap 2.8), het samenvoegen van voorwaartse en omgekeerde reads (stap 2.9) en het verwijderen van chimera's (stap 2.11). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/64393_S1.xlsx" target="_blank">Klik hier om dit bestand te downloaden.</a>
Aanvullende tabel S2: Tabel met metagegevens. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64393/64393_S2.xlsx" target="_blank">Klik hier om dit bestand te downloaden.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Compost Microcosms as Microbially Diverse, Natural-like Environments for Microbiome Research in Caenorhabditis elegans at JoVE.com

Compost Microcosms as Microbially Diverse, Natural-like Environments for Microbiome Research in Caenorhabditis elegans

Compostmicrokosmos brengt de microbiële diversiteit in de natuur in het laboratorium om microbioomonderzoek in Caenorhabditis elegans te vergemakkelijken. Hier worden protocollen verstrekt voor het opzetten van microkosmosexperimenten, waarbij de experimenten het vermogen aantonen om de microbiële diversiteit van het milieu te moduleren om de relaties tussen microbiële diversiteit in het milieu en de samenstelling van het microbioom van de wormdarm te onderzoeken.

Compost microkosmos als microbieel diverse, natuurlijk-achtige omgevingen voor microbioomonderzoek in Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans is emerging as a useful model for studying the molecular mechanisms underlying interactions between hosts and their ...

Dit protocol beschrijft hoe wormen en compostmicrokosmos kunnen worden gekweekt, waardoor de interactie tussen gastheer en microbioom in een natuurlijk-achtige context in het laboratorium kan worden verkend. Deze methode biedt een alternatief voor het isoleren van wilde wormen uit de natuur of het gebruik van synthetische microbiële gemeenschappen met beperkte microbiële diversiteit. Dit protocol is eenvoudig en kan in elk laboratorium worden uitgevoerd en is zelfs geschikt voor beginners.Om te beginnen, verkrijg compost of tuinaarde van elke handige bron en bewaar het in het laboratorium in een standaard plastic keukencontainer met gaten in het deksel voor beluchting. Dicht de gaten met watten om fruitvliegjes en andere ongewervelde dieren buiten te houden. Verrijk de compost of grond met gehakte producten of een mengsel van verschillende producten in de grond om een verhouding van twee op één in massa te produceren.Meng de compost eenmaal per dag en voeg M9 medium toe als dat nodig is om vocht te behouden zonder het modderig te maken. Voeg voor elke microkosmos 10 gram verrijkte compost toe aan een glazen bekerglas van 30 milliliter bedekt met tinfoil. Voeg 30 gram verrijkte compost toe aan elke buis van 50 milliliter.Vul de buis met M9 en vortex. Centrifugeer de buizen bij 560 G gedurende vijf minuten bij kamertemperatuur. Verwijder met behulp van een serologische pipet de supernatanten zonder de pellet te verstoren en combineer ze in een nieuwe buis van 50 milliliter.Concentreer het bacteriële extract door de buis gedurende 15 minuten op maximale snelheid bij kamertemperatuur te centrifugeren. Resuspendeer de pellets in voldoende M9 om 200 microliter voor elke microkosmos en 200 microliter te hebben voor een plaat die zal dienen als een zichtbare proxy voor microkosmos. Voeg 200 microliter van het geconcentreerde microbiële extract toe aan het geautoclaveerde compostbekerglas en de zichtbare proxy NGM-plaat.Voeg 500 tot 1000 L1-larven toe aan elke microkosmos en de proxyplaat. Bekleed een cilindrische PVC-buis met tissuepapier. Deze cilinder moet een nylon gaas van één millimeter hebben dat aan de onderkant in de trechter is gelijmd.Plaats de cilinder in de Baermann-trechter zittend in een kolf. Voeg 20 milliliter M9 toe aan de microkosmos van de worm. Roer het mengsel en giet het mengsel vervolgens uit het bekerglas in de met tissuepapier beklede cilinder in de Baermann-trechteropstelling.Dompel de compost volledig onder in de trechter door meer M9 toe te voegen. Maak de klem los om het filtraat met de geoogste wormen in een buis van 50 milliliter vrij te maken. Concentreer vervolgens de wormen door de buis gedurende twee minuten bij kamertemperatuur op 560 G te centrifugeren. Herhaal deze stappen en trek de filtrates uit verschillende rondes als er meer wormen gewenst zijn.Verwijder het supernatant met een serologische pipet terwijl u 15 milliliter in de buis laat. Breng de resterende vloeistof over in een buis van 15 milliliter en centrifugeer opnieuw gedurende één minuut om de wormen verder te concentreren. Verwijder 14 milliliter van het supernatant met een serologische pipet.Verzamel tegelijkertijd een gram van de resterende microkosmosgrond in een buis van 1,5 milliliter tijdens het verwerken van de bodemmonsters die de omgevingsbacteriële gemeenschap bevatten zoals beschreven in het manuscript. Breng een milliliter van de geconcentreerde geoogste wormen over in een buis van 1,5 milliliter met behulp van een glazen pipet. Incubeer gedurende twee minuten om de wormen op de bodem van de buis te laten bezinken.Verwijder het supernatant terwijl u 100 microliter van de pellet ongemoeid laat op de bodem van de buis. Was de pellet met 1,5 milliliter M9 plus Triton X, zodat de wormen zich telkens op de bodem kunnen nestelen. Breng de gewassen wormen in een volume van 100 microliter over op een nieuwe buis van 1,5 milliliter met behulp van een glazen pipet.Om de wormen te verlammen, voegt u 100 microliter 25 millimolar levamisolhydrochloride toe en incubeert u gedurende vijf minuten bij kamertemperatuur. Voeg 200 microliter 4% bleekoplossing toe en incubeer gedurende twee minuten. Verwijder het supernatant en laat de onderste 150 microliter ongestoord en was de wormpellet driemaal met M9 plus Triton X.Deze oppervlakte-gesteriliseerde wormen kunnen worden bewaard bij min 20 graden Celsius tot gebruik en kunnen later worden gebruikt voor downstream-toepassingen.Het vergelijken van de darmmicrobiomen van de worm en milieugemeenschappen met behulp van principecoördinatenanalyse op basis van ongewogen of gewogen UniFrac-afstand toonde een duidelijke clustering van wormdarmmicrobiomen weg van die in hun respectieve omgevingen. Hoewel principecoördinaatanalyse op basis van ongewogen UniFrac-afstanden geen onderscheid maakte tussen bodem- en wormmicrobiomen, onthulde clustering op basis van gewogen afstanden een duidelijke scheiding van wormdarm- en compostmicrobiomen. In deze studie werden wormen gekweekt in compostmicrokosmos gebruikt voor 16S-sequencing, maar kunnen ook worden gebruikt om de effecten van verschillende omgevingsmicrobiomen op de resistentie van de gastheer tegen ongunstige omstandigheden te testen.Als alternatief kunnen nieuwe bacteriële taxa worden geïsoleerd uit wormen die zijn geoogst uit compostmicrokosmos om de bekende taxonomische en functionele diversiteit van wormdarmenammens uit te breiden. Na de ontwikkeling ervan vergemakkelijkte de microkosmospijplijn de beoordeling van de bijdragen van genetische factoren uit het milieu versus de gastheer bij het vormgeven van het darmmicrobioom.

Research

JoVE Journal

Biology

Compost Microcosms as Microbially Diverse, Natural-like Environments for Microbiome Research in Caenorhabditis elegans

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

Het meten van Caenorhabditis elegans Levensduur in 96 Well microtiterplaten

Lifespan is a biological process regulated by several genetic pathways. One strategy to investigate the biology of aging is to study animals that harbor ...

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

Time-lapse microscopie van de vroege embryogenese in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans has often been used as a model system in studies of early developmental processes.  The transparency of the 
embryos, the genetic ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Basis-<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Methoden: Synchronisatie-en-

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Using Caenorhabditis elegans as a Model System to Study Protein Homeostasis in a Multicellular Organism

Using Caenorhabditis elegans as a Model System to Study Protein Homeostasis in a Multicellular Organism

Gebruik<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Als een modelsysteem voor de Protein Homeostase studeren in een meercellige

The folding and assembly of proteins is essential for protein function, the long-term health of the cell, and longevity of the organism. Historically, the ...

Dietary Supplementation of Polyunsaturated Fatty Acids in Caenorhabditis elegans

Dietary Supplementation of Polyunsaturated Fatty Acids in Caenorhabditis elegans

Aanvulling van de voeding van meervoudig onverzadigde vetzuren in<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Fatty acids are essential for numerous cellular functions. They serve as efficient energy storage molecules, make up the hydrophobic core of membranes, ...

Modeling Age-Associated Neurodegenerative Diseases in Caenorhabditis elegans

Modeling Age-Associated Neurodegenerative Diseases in Caenorhabditis elegans

Modellering van leeftijdsgegende neurodegeneratieve ziekten bij Caenorhabditis elegans

Battling human neurodegenerative pathologies and managing their pervasive socioeconomic impact is becoming a global priority. Notwithstanding their ...

Assessment of de novo Protein Synthesis Rates in Caenorhabditis elegans

Assessment of de novo Protein Synthesis Rates in Caenorhabditis elegans

Beoordeling van de novo Eiwit synthese tarieven in Caenorhabditis elegans

Maintaining a healthy proteome is essential for cell and organismal homeostasis. Perturbation of the balance between protein translational control and ...

Automating Aggregate Quantification in Caenorhabditis elegans

Automating Aggregate Quantification in Caenorhabditis elegans

Aggregaatkwantificering automatiseren bij Caenorhabditis elegans

A rise in the prevalence of neurodegenerative protein conformational diseases (PCDs) has fostered a great interest in this subject over the years. This ...

Lipid Supplementation for Longevity and Gene Transcriptional Analysis in Caenorhabditis elegans

Lipid Supplementation for Longevity and Gene Transcriptional Analysis in Caenorhabditis elegans

Lipidensuppletie voor een lange levensduur en gentranscriptionele analyse bij Caenorhabditis elegans

Aging is a complex process characterized by progressive physiological changes resulting from both environmental and genetic contributions. Lipids are ...

Application of Flow Vermimetry for Quantification and Analysis of the Caenorhabditis elegans Gut Microbiome

Application of Flow Vermimetry for Quantification and Analysis of the Caenorhabditis elegans Gut Microbiome

Toepassing van flowvermimetrie voor kwantificering en analyse van het darmmicrobioom van Caenorhabditis elegans

The composition of the gut microbiome can have a dramatic impact on host physiology throughout the development and the life of the animal. Measuring ...