Name: a high-throughput platform for culture and 3d imaging of organoids
Uploaded: 2022-10-14T14:00:00
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La investigación cuenta con el apoyo del proyecto CALIPSO apoyado por la Fundación Nacional de Investigación, Oficina del Primer Ministro, Singapur, bajo su programa Campus for Research Excellence and Technological Enterprise (CREATE). V.V. reconoce el apoyo del investigador de NRF NRF-NRFI2018-07, MOE Tier 3 MOE2016-T3-1-005, MBI seed funding y ANR ADGastrulo. A.B. y G.G. reconocen el apoyo de la financiación básica de MBI. A.B. agradece a Andor Technologies por el préstamo del microscopio BC43.

NOTA: La primera parte de este protocolo detalla la microfabricación del dispositivo de cultivo celular. Un molde primario original con cavidades piramidales puede producirse internamente, si hay instalaciones de microfabricación disponibles, o subcontratado a empresas externas. El molde primario utilizado en este trabajo se produce internamente, con pasos del proceso de fabricación descritos en otra parte11,13. Un protocolo básico para la microfabricación d...

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	<li>Kim, J., Koo, B. -. K., Knoblich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+organoids:+model+systems+for+human+biology+and+medicine.">Human organoids: model systems for human biology and medicine.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 21 (10), 571-584 (2020).</li><li>Takebe, T., Wells James, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organoids+by+design.">Organoids by design.</a> Science. 364 (6444), 956-959 (2019).</li><li>Kratochvil, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+materials+for+organoid+systems.">Engineered materials for organoid systems.</a> Nature Reviews Materials. 4 (9), 606-622 (2019).</li><li>Rossi, G., Manfrin, A., Lutolf, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+and+potential+in+organoid+research.">Progress and potential in organoid research.</a> Nature Reviews Genetics. 19 (11), 671-687 (2018).</li><li>O'Connell, L., Winter, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organoids:+past+learning+and+future+directions.">Organoids: past learning and future directions.</a> Stem Cells and Development. 29 (5), 281-289 (2020).</li><li>Vives, J., Batlle-Morera, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+challenge+of+developing+human+3D+organoids+into+medicines.">The challenge of developing human 3D organoids into medicines.</a> Stem Cell Research &amp; Therapy. 11 (1), 72 (2020).</li><li>Busslinger, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potential+and+challenges+of+patient-derived+organoids+in+guiding+the+multimodality+treatment+of+upper+gastrointestinal+malignancies.">The potential and challenges of patient-derived organoids in guiding the multimodality treatment of upper gastrointestinal malignancies.</a> Open Biology. 10 (4), 190274 (2020).</li><li>Lukonin, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotypic+landscape+of+intestinal+organoid+regeneration.">Phenotypic landscape of intestinal organoid regeneration.</a> Nature. 586 (7828), 275-280 (2020).</li><li>Rios, A. C., Clevers, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+organoids:+a+bright+future+ahead.">Imaging organoids: a bright future ahead.</a> Nature Methods. 15 (1), 24-26 (2018).</li><li>Dekkers, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+3D+imaging+of+fixed+and+cleared+organoids.">High-resolution 3D imaging of fixed and cleared organoids.</a> Nature Protocols. 14 (6), 1756-1771 (2019).</li><li>Galland, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+high-+and+super-resolution+imaging+using+single-objective+SPIM.">3D high- and super-resolution imaging using single-objective SPIM.</a> Nature Methods. 12 (7), 641-644 (2015).</li><li>Beghin, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+content+3D+imaging+method+for+quantitative+characterization+of+organoid+development+and+phenotype.">High content 3D imaging method for quantitative characterization of organoid development and phenotype.</a> bioRxiv. , (2021).</li><li>Beghin, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+high-speed+3D+imaging+of+organoid+cultures+with+multi-scale+phenotypic+quantification.">Automated high-speed 3D imaging of organoid cultures with multi-scale phenotypic quantification.</a> Nature Methods. 19 (7), 881-892 (2022).</li></ol>

El procedimiento para la fabricación de la placa de cultivo de micropocillos, que permite el cultivo y diferenciación de organoides de alta densidad, se ha descrito en este documento. Debido a la geometría y disposición de las microcavidades, miles de esferoides pueden ser cultivados y teñidos en una sola placa durante largos períodos de tiempo (varias semanas o más) casi sin pérdida de material. A modo de comparación, un área de 4 mm x 2 mm en la placa de cultivo celular puede contener tantos esferoides como u...

En los cultivos celulares 3D organotípicos, en lo sucesivo denominados organoides, las células madre se diferencian y se autoorganizan en estructuras espaciales que comparten fuertes similitudes morfológicas y funcionales con órganos reales. Los organoides ofrecen modelos valiosos para estudiar la biología humana y el desarrollo fuera del cuerpo 1,2,3. Se está desarrollando un número creciente de modelos que imitan el hígado, el cerebro, el riñón, el pulmón y muchos otros órganos 2,4,5. La diferenciación en organoides está dirigida por la adición de factores de crecimiento solubles y una matriz extracelular en una secuencia de tiempo precisa. Sin embargo, en marcado contraste con los órganos, el desarrollo de los organoides es bastante heterogéneo.
Más allá de numerosos desafíos biológicos6,7, los cultivos de organoides también plantean desafíos tecnológicos en términos de métodos de cultivo celular, caracterización de la transcriptómica e imágenes. El desarrollo de órganos in vivo ocurre en un entorno biológico que resulta en una autoorganización altamente estereotipada de los arreglos celulares. Cualquier alteración fenotípica puede ser utilizada como un proxy para diagnosticar un estado enfermo. En contraste, los organoides se desarrollan in vitro en microambientes mínimamente controlados compatibles con las condiciones de cultivo celular, lo que resulta en una gran variabilidad en la ruta de desarrollo y la formación de formas para cada organoide individual.
Un estudio reciente8 demostró que la imagen cuantitativa de la forma de organoides (descriptores fenotípicos) junto con la evaluación de unos pocos marcadores genéticos permite la definición de paisajes de desarrollo fenotípico. Podría decirse que la capacidad de relacionar la diversidad de la expresión genómica en organoides con su comportamiento fenotípico es un paso importante hacia la liberación de todo el potencial de los cultivos organotípicos. Por lo tanto, pide el desarrollo de enfoques de imagen dedicados y de alto contenido que permitan la caracterización de características organoides a escalas subcelulares, multicelulares y organoides completas en 3D 9,10.
Desarrollamos una plataforma versátil de detección de alto contenido (HCS) que permite el cultivo de organoides optimizados (desde células madre embrionarias humanas aisladas [hESCs], células madre pluripotentes inducidas humanas [hIPSC] o células primarias hasta organoides diferenciados, multicelulares y 3D) e imágenes 3D rápidas y no invasivas. Integra un dispositivo de cultivo celular 3D miniaturizado de próxima generación, llamado chip JeWells (el chip en adelante), que contiene miles de micropozos bien dispuestos flanqueados por espejos de 45 ° que permiten obtener imágenes rápidas, 3D y de alta resolución mediante microscopía de hoja de luz de un solo objetivo11. Compatible con cualquier microscopio estándar, comercial e invertido, este sistema permite obtener imágenes de 300 organoides en 3D con resolución subcelular en <1 h.
La microfabricación del dispositivo de cultivo celular parte de un molde microestructurado existente, que contiene cientos de micropirámides (Figura 1A) con una base cuadrada y paredes laterales a 45 ° con respecto a la base. La Figura 1C muestra imágenes de microscopio electrónico (EM) de tales estructuras. El molde en sí está hecho de poli (dimetilsiloxano) (PDMS) y se puede hacer como una réplica de un molde primario (no se muestra aquí) con las características correspondientes (como cavidades) utilizando procedimientos litográficos blandos estándar. El molde primario puede ser producido por diferentes procedimientos. El utilizado para este protocolo se realizó utilizando grabado húmedo de silicio como se informó en Galland et al. 11; El procedimiento para la fabricación del molde primario no es crítico para este protocolo. Las pirámides están dispuestas en una matriz cuadrada, con el mismo paso para las direcciones X e Y (en este caso el paso es de 350 μm).
Como ilustración, se publicaron experimentos de prueba de concepto12 para demostrar que el chip permite protocolos de cultivo y diferenciación a largo plazo (meses) al tiempo que define con precisión el número de células iniciales en los pozos. El desarrollo individual de un gran número de organoides se puede monitorear automáticamente en vivo utilizando microscopios de fluorescencia estándar de campo claro y de hoja de luz 3D. Además, los organoides se pueden recuperar para realizar más investigaciones biológicas (por ejemplo, análisis transcriptómico). Este documento describe protocolos detallados para la fabricación de los cubreobjetos de cultivo celular, el procedimiento de siembra y tinción para microscopía de fluorescencia, así como la recuperación de los organoides.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2-Propanol</td>
			<td>Thermofisher scientific</td>
			<td>AA19397K7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Thermofisher scientific</td>
			<td>AA19392K7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BC43 Benchtop Confocal Microscope</td>
			<td>Andor Technology</td>
			<td></td>
			<td>spinning disk confocal microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bovine serum albumin&#160;</td>
			<td>Thermofisher scientific</td>
			<td>37525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buffered oxide etching solution</td>
			<td>Merck</td>
			<td>901621-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CEE Spin Coater</td>
			<td>Brewer Science</td>
			<td>200X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Thermofisher scientific</td>
			<td>62248</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Developer AZ400K</td>
			<td>Merck</td>
			<td>18441223164</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DI Milliq water</td>
			<td>Millipore</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>10082147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass coverslips</td>
			<td>Marienfled</td>
			<td>117650</td>
			<td>1.5H, round 25 mm diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hepes</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15630080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaris software</td>
			<td>BitPlane</td>
			<td></td>
			<td>image analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Transmission optical microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>TSF100-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labsonic M</td>
			<td>Sartorius Stedium Biotech</td>
			<td></td>
			<td>Ultrasonic homogenizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipidure</td>
			<td>NOF America</td>
			<td>CM5206</td>
			<td>bio-mimetic copolymer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NOA73</td>
			<td>Norland Products</td>
			<td>17-345</td>
			<td>UV curable adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15070063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phalloidin</td>
			<td>Thermofisher scientific&#160;</td>
			<td>A12379</td>
			<td>Alexa Fluor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffer Solution</td>
			<td>Thermofisher scientific</td>
			<td>10010023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photo Resist AZ5214E</td>
			<td>Merck</td>
			<td>14744719710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pico Plasma tool</td>
			<td>Diener Electronic GmbH + Co. KG</td>
			<td>Pico Plasma</td>
			<td>For O2 plasma treatment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RapiClear 1.52</td>
			<td>Sunjin lab</td>
			<td>RC 152001</td>
			<td>water-soluble clearing agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RCT Hot Plate/Stirrer</td>
			<td>IKA (MY)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reactive Ion Etching tool</td>
			<td>Samco Inc. (JPN)</td>
			<td>RIE-10NR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11875093</td>
			<td>culture medium for HCT116 cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>4019862</td>
			<td>Polydimethylsiloxane or in short, PDMS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>448931-10G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>T9284</td>
			<td>surfactant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin EDTA</td>
			<td>Thermofisher scientific</td>
			<td>15400054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic Cleaner</td>
			<td>Bransonic</td>
			<td>CPX2800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV-KUB 2</td>
			<td>KLOE</td>
			<td></td>
			<td>UV-LED light source, 365 nm wavelength, 35 mW/cm2 power density</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV mask aligner</td>
			<td>SUSS Microtec Semiconductor (DE)</td>
			<td>MJB4</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a high-throughput platform for culture and 3d imaging of organoids

La caracterización de un gran número de cultivos organotípicos tridimensionales (3D) (organoides) a diferentes escalas de resolución está actualmente limitada por los enfoques de imagen estándar. Este protocolo describe una forma de preparar chips de cultivo de organoides microfabricados, que permiten imágenes en vivo 3D multiescala en un instrumento fácil de usar que requiere manipulaciones mínimas y es capaz de un rendimiento de imágenes de hasta 300 organoides / h. Estos chips de cultivo son compatibles con objetivos de aire e inmersión (aire, agua, aceite y silicona) y una amplia gama de microscopios comunes (por ejemplo, disco giratorio, escáner de punto confocal, campo amplio y campo claro). Además, se pueden utilizar con modalidades de hoja de luz como la tecnología de microscopía de iluminación de un solo objetivo y plano único (SPIM) (soSPIM). 
El protocolo descrito aquí da pasos detallados para la preparación de los chips de cultivo microfabricados y el cultivo y tinción de organoides. Solo se requiere un corto período de tiempo para familiarizarse, y los consumibles y equipos se pueden encontrar fácilmente en biolaboratorios normales. Aquí, las capacidades de imágenes 3D se demostrarán solo con microscopios estándar comerciales (por ejemplo, disco giratorio para reconstrucción 3D y microscopía de campo amplio para monitoreo de rutina).

La Figura 8F muestra el aspecto típico de un cubreobjetos de cultivo celular después de una fabricación exitosa. La capa adhesiva curable UV aparece plana y se adhiere bien al cubreobjetos. La transferencia de la capa adhesiva en el cubreobjetos puede fallar si la capa del cubreobjetos se cura en exceso, o si la eliminación del sustrato PDMS plano se realiza incorrectamente (como se muestra en la Figura 8G, H). En ambos casos, la falla es ev...

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A High-Throughput Platform for Culture and 3D Imaging of Organoids

Este artículo presenta un protocolo de fabricación para un nuevo tipo de sustrato de cultivo con cientos de microcontenedores por mm2, en el que los organoides pueden ser cultivados y observados utilizando microscopía de alta resolución. También se detallan los protocolos de siembra celular e inmunotinción.

Una plataforma de alto rendimiento para el cultivo y la obtención de imágenes 3D de organoides

The characterization of a large number of three-dimensional (3D) organotypic cultures (organoids) at different resolution scales is currently limited by ...

Este protocolo demuestra una placa de cultivo celular de microtextura diseñada para el crecimiento de cientos de organoides con conocimiento del material y totalmente compatible con la microscopía. Nuestra técnica permite generar eficientemente miles de organoides, totalmente compatibles con imágenes a largo plazo y cultivos celulares a largo plazo. Este protocolo es de gran interés para aplicaciones biomédicas, como la tubería de detección de medicamentos y los dominios de investigación del cáncer.La técnica presentada en este protocolo es fácil de dominar después de algunos intentos por parte de cualquiera que tenga experiencia con procedimientos de laboratorio y microscopía óptica. Para comenzar, corte pequeñas porciones del molde PDMS a la dimensión requerida para el dispositivo final. Córtelos paralelos a las direcciones XY de la matriz.Coloque uno de los dados de molde PDMS preparados boca abajo en la sección plana de PDMS. Luego, usando una pipeta, agregue aproximadamente 0.1 a 0.2 mililitros de adhesivo curable UV a un lado del molde. Siga la progresión del líquido dentro de la cavidad utilizando un microscopio óptico invertido con un aumento de 10X.Exponga el adhesivo a la luz UV para curarlo. Ajuste el tiempo de exposición dependiendo de la densidad de potencia de la fuente UV como se describe en el texto manuscrito. Usando la cantidad excesiva de adhesivo en un borde, sostenga el adhesivo curado sobre el sustrato plano de PDMS presionándolo suavemente con un dedo.Mientras tanto, usando pinzas, pellizque una esquina del molde junto al mismo borde que se mantiene presionado y despegue lentamente el molde, mientras se asegura de que la película texturizada no se levante. Recorte el exceso de adhesivo y sustrato PDMS con una cuchilla de afeitar para dejar la capa curada, texturizada y adhesiva plana sobre el PDMS con el exceso de sustrato en un solo borde. Trate un cubreobjetos limpios con un breve proceso de plasma de oxígeno para mejorar su hidrofilicidad.Después de la activación por plasma, espín cubra la capa delgada de adhesivo curable UV colocando el cubreobjetos en el mandril de vacío de un recubridor de centrifugado estándar y vertiendo una pequeña gota de adhesivo en el centro del cubreobjetos. Ejecute el proceso de recubrimiento por centrifugado como se describe en el texto manuscrito. Si el recubrimiento de centrifugado no está disponible, deje caer aproximadamente 0,1 mililitros de adhesivo curable UV en un cubreobjetos limpio con una pipeta.Tome un segundo cubreobjetos y colóquelo encima del primero para que el adhesivo líquido se extienda uniformemente entre los dos cubreobjetos. Una vez que el adhesivo haya alcanzado el borde de los cubreobjetos, sepárelos suavemente deslizándolos uno sobre el otro. Una vez separados, ambos cubreobjetos estarán completamente recubiertos con una fina capa de adhesivo líquido.Después del recubrimiento por centrifugado, precurar el adhesivo mediante la exposición a los rayos UV. Ajuste el tiempo de exposición en función de la densidad de potencia de la fuente UV utilizada. Tome una de las películas texturizadas y colóquela en contacto con el cubrecubierto con adhesivo. Asegúrese de que el contacto entre el adhesivo parcialmente curado y la película texturizada sea lo más uniforme posible.En esta etapa, el adhesivo en el cubreobjetos debe ser lo suficientemente sólido como para evitar el reflujo y el contacto se puede optimizar presionando suavemente el cubreobjetos. Exponga los cubreobjetos a la luz UV hasta que la capa adhesiva recubierta esté completamente curada. Esto sellará la película texturizada en el cubreobjetos y proporcionará un aislamiento a prueba de fugas entre las cavidades perimetrales.Luego, con unas pinzas, pellizque el PDMS en el borde donde quedó el exceso de material después de recortar y retire el sustrato plano del PDMS. Este paso permite que la capa de película texturizada se adhiera al cubreobjetos con acceso abierto en la parte superior para la siembra de celdas. Antes de la siembra celular, en un dispositivo pasivado con copolímero biométrico como se describe en el manuscrito, dispensar un mililitro de PBS estéril en las placas de Petri de cultivo celular de 35 milímetros.Desgasifique el plato con PBS estéril utilizando la cámara de vacío durante 10 minutos, seguido de varias rondas de pipeteo para eliminar todas las burbujas. Reemplace el PBS con medio de cultivo estéril y esterilice la placa con luz UV durante 30 minutos bajo una campana de cultivo celular. Prepare una suspensión celular siguiendo las recomendaciones de preparación de tripsinización o suspensión celular para las células de interés como se describe en el texto manuscrito.Contar y ajustar la concentración celular a 500, 000 células por mililitro en el medio de cultivo celular recomendado. Retire el tampón PBS de la placa de cultivo celular de 35 milímetros y luego dispense un mililitro de la suspensión celular ajustada. Coloque la placa de cultivo celular de nuevo en la incubadora de células durante 10 minutos.Aproximadamente de 80 a 100 células entrarán en cada cavidad perimetral. Después de aproximadamente 10 minutos de incubación, recupere la placa de cultivo celular de la incubadora y aspire suavemente la suspensión celular para eliminar las células no atrapadas. Agregue un mililitro de medio de cultivo a la placa de cultivo y colóquelo nuevamente en la incubadora celular.Opcionalmente, para recuperar los organoides después de que crezcan en los pozos, pellizque la capa adhesiva texturizada en el borde cortado con pinzas y despéguela suavemente del cubreobjetos de vidrio, pero manténgala sumergida en el medio. El aumento de la concentración de copolímero biométrico aumentó el espesor del recubrimiento. La desgasificación completa de las placas de cultivo celular fue esencial para eliminar las burbujas de aire atrapadas en las cavidades perimetrales.Los organoides se formaron después de los días dos y 15 de cultivo. La microscopía confocal del disco giratorio mostró imágenes representativas de los organoides y una reconstrucción 3D. Al preparar el plato de cultivo, es importante prestar atención al ensamblaje del molde o la pila de sustratos y garantizar un buen contacto entre la película texturizada y el cubreobjetos.La contención proporcionada por nuestras microcavidades y la ausencia de pérdida de material ha atraído la atención de los investigadores de biología espacial interesados en estudiar el efecto de la microgravedad en la homeostasis de los organoides.

Research

JoVE Journal

Biology

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Biología

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