Name: translational rabbit model of chronic cardiac pacing
Uploaded: 2023-01-06T13:15:00
Duration: 6 min 14 s
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Die Autoren danken Maria Kim, Jana Bortelová, Alena Ehrlichová, Matěj Hrachovina, Leoš Tejkl, Jana Míšková und Tereza Vavříková für ihre Inspiration, Arbeit und technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde gefördert durch MH CZ-DRO (NNH, 00023884), IG200501 Stipendium.

Dieses Versuchsprotokoll wurde vom institutionellen Tiersachverständigenausschuss der Ersten Medizinischen Fakultät der Karlsuniversität geprüft und genehmigt und im Universitätsversuchslabor, Abteilung für Physiologie, Erste Medizinische Fakultät der Karlsuniversität in Prag, Tschechische Republik, gemäß dem Gesetz Nr. 246/1992 Slg. über den Schutz von Tieren vor Grausamkeit durchgeführt. Alle Tiere wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren, 8. Auflage, herausgegeben von National Academies Press, 2011, behandelt und gepflegt. Alle Eingriffe wurden nach den üblichen veterinärmedizinischen Konventionen in Anwesenheit und unter Anleitung eines zugelassenen Tierarztes durchgeführt. Sechs neuseeländische weiße Kaninchen wurden in diese Versuchsreihe einbezogen. Ihr mittleres Körpergewicht betrug 3,5 kg ± 1 kg am Tag der Implantation des Herzschrittmachers. Alle Werte werden als Mittelwert ± REM und ggf. durch Minimal- und Maximalmesswerte ausgedrückt. Ein P-Wert < 0,05 wurde als signifikant angesehen. Für die erfolgreiche Beherrschung der Technik sind Grundkenntnisse in der Tieranästhesie und -chirurgie notwendig; Vorkenntnisse mit Herzschrittmachern sind ratsam, aber nicht erforderlich.
1. Präoperative Betreuung
<ol><li>Erlauben Sie den Kaninchen, sich mindestens 2 Wochen lang an ihre Haltungseinrichtung zu gewöhnen und sich an menschliche Berührungen und Manipulationen zu gewöhnen, um die Handhabung und das Management der Tiere am Tag der Operation zu erleichtern.</li>
	<li>Füttern Sie die Tiere mit Heu und pelletiertem Kaninchenfutter auf Heubasis. Stellen Sie in regelmäßigen Abständen frisches Wasser zur Verfügung.</li>
	<li>Führen Sie täglich eine kurze Überprüfung der Vitalwerte (Körpertemperatur, Atemfrequenz) und des Gesamtzustands durch, einschließlich der optimalen Nahrungsaufnahme und der Abwesenheit von Belastungen.</li>
</ol>2. Anästhesie, Prämedikation und Überwachung
<ol><li>Verabreichen Sie nach 30-minütigem Fasten die Prämedikation: Buprenorphin (0,01-0,04 mg/kg i.m.), Midazolam (0,3-0,6 mg/kg i.m.), Medetomidin (0,03-0,06 mg/kg i.m.) und Ketamin (5-10 mg/kg i.m.).</li>
	<li>Führen Sie eine Kanüle in die marginale Ohrvene ein, um sie intravenös zu applizieren. Entnahme von Blutproben mit Röhrchen mit geringem Volumen (0,5 ml) für hämatologische und biochemische Analysen.</li>
	<li>Rasieren Sie die Haut des Kaninchens mit einem Rasierer an der rechten Halsschlagader – der Operationsstelle – und an den Gliedmaßen, um die Elektroden für die EKG-Überwachung anzubringen. Rasieren Sie sich mit Sorgfalt, da die Haut von Kaninchen leicht anfällig für Reizungen ist und häufig kleine Risse zu sehen sind.</li>
	<li>Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen, um eine Unterkühlung zu vermeiden.</li>
	<li>Überwachen Sie die Vitalfunktionen, einschließlich EKG, rektale Körpertemperatur und Sauerstoffsättigung, mit einem Pulsoximeter gemäß dem Anästhesieprotokoll.</li>
	<li>Legen Sie eine Maske über Mund und Nase des Tieres und befestigen Sie sie mit einer Gummidichtung um das Gesicht des Tieres. Verwenden Sie Salbe, um die Augen des Tieres vor dem Austrocknen zu schützen.</li>
	<li>Um eine ausreichende Sedierung zu erreichen, verabreichen Sie den Tieren Isofluran (gemischt mit Sauerstoff) über die Gesichtsmaske. Beginnen Sie mit einer Konzentration von 3,5 % und reduzieren Sie sie nach Bedarf entsprechend den Reaktionen des Tieres in Bezug auf einen unterdrückten Hornhautreflex und eine motorische Schmerzreaktion. HINWEIS: Um das Risiko einer Lungenverletzung während der Narkose zu verringern, wird eine Spontanbeatmung empfohlen, aber im Falle einer Hypoventilation muss ein manuelles oder automatisches Beatmungsgerät für Neugeborene bereitgehalten werden.</li>
	<li>Bereiten Sie alle sterilen Instrumente vor.</li>
	<li>Legen Sie das Tier auf einen Durchleuchtungstisch. Tragen Sie eine vollständige persönliche Röntgenschutzausrüstung.</li>
</ol>3. Ventrikuläre Elektrodenimplantation
<ol><li>Lokalisieren Sie die Vena jugularis externa und markieren Sie ihre Position auf der Haut.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die gesamte Region mit Povidon-Jod und bedecken Sie die Operationsstelle mit einem sterilen Tuch mit einem Loch über dem markierten Halsschlagaderbereich.</li>
	<li>Machen Sie einen Schnitt auf der Haut parallel über der markierten Halsvene. Lokalisieren Sie die Vena jugularis externa und isolieren Sie eine Länge von 1 cm vom angrenzenden Fasergewebe und dem Leitbündel. Finden Sie die Halsschlagader, um sich zu orientieren und Verletzungen vorzubeugen.</li>
	<li>Schaffen Sie eine Tasche im Unterhautgewebe, um den Herzschrittmacher aufzunehmen. Verwenden Sie eine Schere für die stumpfe Dissektion, um übermäßige Blutungen und Gewebeschäden zu vermeiden.</li>
	<li>Befestigen Sie das Gefäß mit einem Gummibinder an beiden Enden des isolierten Gefäßsegments und verschließen Sie den Blutfluss (Abbildung 1).</li>
	<li>Führen Sie mit der Standard-Schneidtechnik mit einer Klinge einen Schnitt von etwa 1/3 des Umfangs der Gefäßwand durch.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Gefäßplektrum, um den Schnitt weit zu öffnen, und führen Sie eine einzelne passive Schrittmacherleitung in das Lumen ein.</li>
	<li>Unter Durchleuchtungskontrolle schiebt man die Spitze weiter bis zur Spitze des rechten Ventrikels vor (Abbildung 2). Forme ein Mandrin zu einer Kurve vor und verwende sie, um die Mine durch den Trikuspidalring zu führen. Stellen Sie sicher, dass die Spitze der Leine nicht vom Mandrin gestützt wird, damit die Leine beim Berühren des Gewebes flexibel und atraumatisch bleibt.</li>
	<li>Testen Sie die Stimulationsparameter. Das Signal und die Impedanz der ventrikulären Ableitung müssen stabil sein, und die Stimulationsschwelle sollte niedrig sein. Es sollte keine Faszikulation der angrenzenden Muskeln vorliegen (Abbildung 3).</li>
	<li>Befestigen Sie die Position der Elektrode, indem Sie sie über eine schützende Gummimanschette an das darunter liegende Fasergewebe nähen, und versiegeln Sie das Gefäßlumen um die Elektrode mit einem Seidenband (Abbildung 4).</li>
</ol>4. Implantation eines Herzschrittmachers
<ol><li>Schließen Sie den Herzschrittmacher an die Schrittmacherleitung an und befestigen Sie den IS-1-Stecker mit einer Schraube. Wenn die Funktion der nicht-invasiven Stimulationsstudie (siehe Schritt 6) während der Nachuntersuchung verwendet wird, schließen Sie den Herzschrittmacher an die Vorhofkanalpfanne an.</li>
	<li>Vergraben Sie den Herzschrittmacher und die überschüssige Länge der Elektrode in der vorgeformten subkutanen Tasche (Abbildung 5).</li>
	<li>Spülen Sie die Tasche mit Povidon-Jod. Nähen Sie die Hautwunde mit einem monofilen Faden.</li>
	<li>Stellen Sie das gewünschte Stimulationsprogramm ein und führen Sie eine abschließende Überprüfung der Stimulationsparameter durch (Abbildung 3).</li>
</ol>5. Nachsorge
<ol><li>Ziehen Sie die Betäubungsmittel zurück und beobachten Sie das Tier sorgfältig, bis es wieder ausreichend zu Bewusstsein kommt.</li>
	<li>Verabreichen Sie Atipamezol (0,01-0,03 mg/kg i.m.), um die Wirkung des Medetomidins umzukehren.</li>
	<li>Nachdem das Bewusstsein wiederhergestellt und die optimale Körpertemperatur erreicht wurde, wird Meloxicam (0,4-0,6 mg/kg) subkutan zur Schmerzlinderung verabreicht. Fügen Sie Buprenorphin nach 6-8 h hinzu, wenn die Schmerzlinderung gemäß einer gültigen Schmerzbeurteilungsskala (z. B. Kaninchengrimasse-Skala) nicht ausreichend ist.</li>
	<li>Verabreichen Sie Metoclopramid (0,5-1 mg/kg i.v.), um eine weitere gastrointestinale Stase zu verhindern und die Magenmotilität zu stimulieren, und fahren Sie 3x täglich fort, bis eine ausreichende Nahrungsaufnahme und Stuhlproduktion wiederhergestellt sind.</li>
	<li>Befolgen Sie ein intravenöses Breitband-Antibiotikaschema, bis die Wunden verheilt sind (Enrofloxacin in 10-20 mg/kg 2x täglich für 3-7 Tage).</li>
	<li>Bringen Sie das Tier in eine bequeme und vertraute Umgebung und beobachten Sie es, bis es wieder ausreichend zu Bewusstsein kommt. Bringen Sie das Kaninchen erst dann in die Gesellschaft anderer Tiere zurück, wenn es sich vollständig erholt hat.</li>
	<li>Behalten Sie die tägliche Verabreichung von Meloxicam (0,4-0,6 mg/kg subkastisch) mindestens 5 Tage lang bei.</li>
	<li>Überwachen und verbinden Sie die Wunden regelmäßig, um eine sichere und rechtzeitige Heilung zu gewährleisten.</li>
	<li>Nach vollständiger Heilung, etwa 14 Tage nach dem Eingriff, entfernen Sie die nicht resorbierbaren Hautnähte.</li>
	<li>Führen Sie eine Fernabfrage durch und überprüfen Sie regelmäßig die Stimulationsparameter (d. h. Stimulationsschwelle, Myokarderkennung und Elektroimpedanz). HINWEIS: Die erhaltenen Werte sollten einem stabilen Trend folgen.</li>
</ol>6. Stimulationsprotokoll und Datenerfassung
<ol><li>Fragen Sie den Herzschrittmacher ab und stellen Sie den Backup-Stimulationsmodus ein, indem Sie im Menü "Parameter" die Option "Minimale Basisrate" auswählen. Anmerkungen: Aufgrund der hohen Herzfrequenz und der hohen Variabilität, die bei Kleintieren beheimatet ist, kann eine kontinuierliche künstliche Stimulation mit einer Rate von 300-400 Schlägen pro Minute erreicht werden, je nach den angegebenen Anforderungen. Eine intermittierende Stimulation kann bei jeder Schrittmacherabfrage erreicht werden (siehe Schritt 6.4 und Abbildung 6).</li>
	<li>Zeichnen Sie die Impedanz der Stimulationsleitung kontinuierlich auf. Starten Sie im Diagnosemenü des Schrittmacherprogrammierers die Datenerfassung.</li>
	<li>Zeichnen Sie das Myokardpotenzial kontinuierlich auf und überprüfen Sie es jede Woche manuell durch Abfrage des Herzschrittmachers. Messen Sie im Menü "Test " des Schrittmacherprogrammierers auf der Registerkarte "Sensorik " die unipolaren und bipolaren Myokardpotentialamplituden.</li>
	<li>Bewerten Sie die Stimulationsschwelle regelmäßig (wöchentlich) durch Abfrage. Verwenden Sie die Funktion "Nicht-invasive Stimulationsstudie" (wählen Sie im Menü "Test" die Option "NIPS" aus), um den Stimulationsschwellenwert mit einer ausreichenden Stimulationsrate zu messen (Abbildung 6). Bewerten Sie die Stimulationsschwelle für verschiedene Reizdauern (von 0,1 ms bis 1,5 ms) und drücken Sie sie in Volt aus. Verwenden Sie das intrakardiale Elektrogramm oder das Oberflächen-EKG zur Bestimmung des Erfassungsverlusts, wenn die Stimulationsreizausgabe unterschwellig wird.</li>
	<li>Führen Sie alle Verfahren gemäß den üblichen veterinärmedizinischen Konventionen durch, opfern Sie das Tier nach Abschluss jeder Studie gemäß den institutionellen Vorschriften und führen Sie eine Nekropsie durch. Explantieren Sie den Herzschrittmacher und die Elektrode und untersuchen Sie sie auf Entzündungsreaktionen, Biofilmbildung und Fibrose. HINWEIS: Eine Kaliumüberdosis wurde unter tiefer Betäubung verabreicht, um die Tiere in diesem Protokoll einzuschläfern.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte.

Trotz ihrer spezifischen Einschränkungen bieten kleine Säugetiermodelle Vorteile für die klinische Forschung13. Mit einer etablierten Methodik können Herzschrittmachermodelle eine optimale Plattform für die Simulation eines breiten Spektrums von kardiovaskulären Erkrankungen und zirkulatorischen pathologischen Zuständenbieten 7,14 mit deutlich geringerem Ressourcenbedarf im Vergleich zu Großtiermodellen oder klinischen Studien. In dieser Arbeit wird ein innovatives, minimal-invasives Modell für eine lang anhaltende Herzstimulation bei Kaninchen vorgestellt. Durch die Befolgung dieses Protokolls ist es möglich, ein vollständig implantiertes menschliches Schrittmachersystem in voller Größe, einschließlich einer Schrittmacherelektrode in voller Länge, in einem Kleinsäugetiermodell zu verwenden.
Zum Zeitpunkt der Implantation des Herzschrittmachers konnten wir bei allen Tieren die Elektrode an einer stabilen, optimalen Stelle in der Spitze des rechten Ventrikels positionieren. Die invasiv gemessenen Stimulationsparameter lagen im Normbereich, ähnlich den im Großtierversuch oder in der Humanmedizin üblichen Werten 2,3. Das gemessene mittlere Myokardpotential von 6,5 mV ± 1,9 mV im rechten Kaninchenventrikel wird von einem standardmäßigen implantierbaren Herzschrittmacher deutlich erkannt. Die maximal gemessene Stimulationsschwelle betrug 2,5 V bei einer Stimulusdauer von 0,4 ms, und die Impedanz blieb während des Follow-ups im Normbereich. Insgesamt stellen dies optimale Pacing-Parameter dar.
Während der Nachbeobachtung wurden die Stimulationsparameter nicht-invasiv durch Abfrage des implantierten Herzschrittmachers verifiziert, und diese Parameter sind in Abbildung 7, Abbildung 9 und Tabelle 1 zusammengefasst. Die ventrikuläre Sensorik und die Ableitungsimpedanz zeigten über 6 Monate keine signifikanten Veränderungen. Trotz eines zunehmenden Trends bei der über alle Probanden gemittelten Stimulationsschwelle wurden keine signifikanten Veränderungen beobachtet, so dass die Stimulation während der gesamten Studie sicher durchgeführt werden konnte. Die geringe Schwankung der Stimulationsparameter kann auf lokale Entzündungsreaktionen oder Fibrose zurückgeführt werden und könnte durch den Einsatz von steroidfreisetzenden Materialien gemildert werden. Für den Einsatz in Langzeit-Stimulationsstudien sollten die Stimulationsparameter überwacht und häufig angepasst werden.
Die Blutanalyse ergab keine Hinweise auf eine systemische Entzündung oder Anämie in der ersten Woche nach der Implantation. Der Trend zu erhöhten Thrombozytenzahlen vor dem Eingriff kann auf den akuten Stress durch den Umgang mit den Tieren und die Sedierung zurückgeführt werden, da die Werte während der Nachuntersuchung stabil blieben. Eine gefürchtete Komplikation bei der Implantation eines Herzschrittmachers ist die Penetration von Elektroden. Insbesondere bei der Zerbrechlichkeit von Geweben von Kleinsäugetieren sollte eine Penetration vermutet werden, wenn sich die Stimulationsparameter abrupt ändern, und es muss betont werden, dass die Leine immer vorsichtig in die richtige Position gebracht werden sollte. Ein Röntgenbild kann das Eindringen von Elektroden bestätigen. Eine akute kardiale implantierbare elektronische Geräteinfektion (CIED) ist eine weitere potenziell schwere Komplikation, die erheblich zur Mortalitäts- und Morbiditätsrate beiträgt15. Daher ist es äußerst wichtig, neuartige Materialien, Stimulationstechniken und Bleiverfeinerungen zu untersuchen, um die Infektionsraten zu senken und die Haltbarkeit der Stimulationssysteme zu verlängern. Die vorgestellte Methodik bietet ein geeignetes Tiermodell für solch wichtige experimentelle Forschung.
Ryu et al. induzierten eine Kardiomyopathie mit progressiver Herzinsuffizienz unter Verwendung von chirurgisch implantierten Vorhof-Schrittmacherelektroden und einem externen Impulsgenerator12. In ähnlicher Weise kamen Freeman et al. zu dem Schluss, dass eine anhaltende ventrikuläre Stimulation bei Kaninchen über 3-4 Wochen zu einer myokardialen Depression führt11. Aufgrund der hohen nativen Herzfrequenz von Kleintieren muss der Herzschrittmacher in der Lage sein, Frequenzen um 300-400 Schläge pro Minute zu steuern, um einen vollen Rhythmus aufrechtzuerhalten. Da diese höheren Stimulationsfrequenzen über die Woche11,12 zu einer progredienten Herzinsuffizienz führen, ist das vorgestellte Leporinmodell optimal für die Entwicklung und Untersuchung der daraus resultierenden Kardiomyopathie. In Anbetracht ihrer Größe eignen sich diese kleinen Modelle ideal für spezifische Anwendungen, wie z. B. die Beurteilung von humoralen oder myokardialen Gewebeveränderungen11,16. Die Echokardiographie kann auch verwendet werden, um die Abmessungen und die Kontraktilität des Lepurinherzens zu beurteilen12,17. Im Vergleich dazu haben größere Tiermodelle der Herzinsuffizienz weitere Vorteile, wie z. B. die Möglichkeit einer detaillierten invasiven hämodynamischen Beurteilung, einschließlich Koronarkreislauf- oder Druck-Volumen-Bewertungen2.
Die spezifische Auswahl des Leporinmodells für Stimulationsstudien basierte auf seinen vielfältigen Vorteilen. Kaninchen vertragen den Eingriff gut, gehören zu den kleinsten Säugetieren, die die Fähigkeit aufweisen, ein herzschrittmacherähnliches System in Menschengröße zu erhalten, und benötigen weniger Ressourcen als andere größere Tiere. Einige Autoren18 glauben, dass die Physiologie kleiner Säugetiere möglicherweise nicht die des Menschen widerspiegelt, aber wir haben festgestellt, dass die bei diesen kleinen Säugetieren beobachteten Stimulationsparameter denen von Menschen oder großen Tieren sehr ähnlich sind 1,2,3,19, was bedeutet, dass sie leicht für die translationale Forschung genutzt werden können.
Bei der Platzierung von Elektroden und der Implantation von Herzschrittmachern in diesem Kleinsäugetiermodell stießen wir auf Ähnlichkeiten zu früheren Experimenten in Großtiermodellen, wobei auf die signifikanten Unterschiede hingewiesen werden sollte. Leporingewebe ist zerbrechlich, und die Gefäß- und Ventrikelwände sind dünn. Während des gesamten Verfahrens ist eine sanfte Manipulation erforderlich. Die Bleispitze sollte immer nicht vom Mandrin gestützt und daher flexibel sein. Insbesondere beim Passieren des Trikuspidalrings und beim Positionieren der Elektrodenspitze an der Spitze des rechten Ventrikels muss die Manipulation mit äußerster Vorsicht und unter fluoroskopischer Kontrolle durchgeführt werden, um Verletzungen zu vermeiden. Auch das Positionieren der Spitze an anderen Stellen sollte möglich sein. Wir haben die Positionen des rechten Vorhofohrs und des ventrikulären Ausflusstrakts mit optimalen periprozeduralen Parametern getestet, aber die Stabilität der Ableitung kann eingeschränkt sein, und die aktuellen Daten können keine alternativen Stimulationsstellen unterstützen. Die äußere Halsvene des Kaninchens ist für das Einführen einer einzelnen Schrittmacherelektrode angemessen dimensioniert. Wenn die Implantation mehrerer Elektroden beabsichtigt ist, kann die Verwendung eines größeren Tieres empfohlen werden.
Die Elektrodenfixierung in der myokardialen Trabekulation erfolgte passiv mit Silikonzinken an der Elektrodenspitze. Unserer Erfahrung nach muss die aktive Fixierung durch eine in die dünne Myokardschicht eingeschraubte Helix vermieden werden, um Gewebeverletzungen durch Tamponade oder Brustblutungen zu vermeiden. Trotz der geringen Größe des rechten Ventrikels des Kaninchens ermöglichte das Paar von Schrittmacherelektroden im Abstand von 25 mm sowohl unipolare als auch bipolare Sensor- und Schrittmacherkonfigurationen (Abbildung 10). Dies kann Vielseitigkeit für Herzschrittstudien bieten.
Aufgrund der hohen nativen Herzfrequenz kleiner Säugetiere18 kann durch eine individuelle Programmierung des implantierbaren Herzschrittmachers eine kontinuierliche Stimulation erreicht werden. Alternativ kann das Verfahren der einfachen Inhouse-Modifikation eines gemeinsamen, vom Menschen zertifizierten Stimulationssystems verwendet werden, um Hochraten-Stimulationsfrequenzen zu erhalten,wie zuvor ausführlich beschrieben 2,20. Der Erfassungsverlust wurde mit der nicht-invasiven Stimulationsstudienfunktion bewertet, einem einzigartigen Ansatz, der Tests auch unter dem Zustand einer hohen nativen Herzfrequenz ermöglicht. Die berichteten Stimulationsparameter wurden regelmäßig gemessen. Der implantierte Herzschrittmacher war in der Lage, die Erfassung von Myokardpotentialen und der Leitimpedanz automatisch und kontinuierlich aufzuzeichnen, aber die Schrittmacherschwelle musste aufgrund der hohen nativen Herzfrequenz manuell gemessen werden. Wenn eine kontinuierliche Stimulation erforderlich ist, werden daher häufige Beurteilungen empfohlen, um einen Verlust der Erfassung zu vermeiden.
Gutruf et al. berichteten bereits über den Einsatz von hochminiaturisierten, kabellosen, batterielosen Herzschrittmachern in Kleintiermodellen7. Im Vergleich zu ihren Studien stellt die hier beschriebene Implantation eines Herzschrittmachers in menschlicher Größe einen anderen Ansatz dar, der die Möglichkeit für innovative Elektrodentests, eine enge Translation in die klinische Forschung und breitere Anwendungen mit allgemein verfügbaren Materialien bietet. Zhou et al. stellten die Entwicklung eines Miniatur-Herzschrittmachers vor, der perkutan in das fetale Herz implantiert werden soll, um eine atrioventrikuläre Blockade zu behandeln. Sie berichteten über die Verwendung von Experimenten mit erwachsenen Kaninchen, um die Machbarkeit eines solchen Geräts zu bestätigen9. Andere haben bereits über die Vorteile der Intubation von Kaninchen bei invasiven Eingriffen berichtet. Unserer Erfahrung nach hat der Ansatz, die Spontanatmung mit einer oro-nasalen Maske aufrechtzuerhalten, bei so kurzen Eingriffen mehr Vorteile, da er das Risiko von Komplikationen durch Manipulation der Atemwege minimiert. Darüber hinaus können auch Drucklungenverletzungen vorgebeugt werden.
Obwohl das Prüfprotokoll sorgfältig erstellt wurde und die Gesamtzahl der eingeschlossenen Tiere angemessen war, müssen einige Einschränkungen aufgezeigt werden. Die geringe Größe des rechten Ventrikels des Kaninchens erlaubte keine Mehrfachplatzierung von Elektroden. Obwohl wir versucht haben, die Positionierung der Elektrodenspitze im rechtsventrikulären Ausflusstrakt zu testen, haben wir nur begrenztes Wissen über ihre Stabilität und gehen davon aus, dass sie eher begrenzt sein wird. Der Trend der Pacing-Impedanz zeigte innerhalb der ersten Woche nach der Lead-Platzierung einen Rückgang. Dies könnte auf eine lokale Entzündung und eine leichte Fibrose zurückzuführen sein, aber kurz darauf wurde die Bleiimpedanz wiederhergestellt, und ein Trend der Stabilität wurde kontinuierlich aufrechterhalten. In dieser Studie wurde ein Einkammer-Stimulationssystem verwendet. In zukünftigen Studien sollte auch das Vorschieben eines Paares von Stimulationselektroden durch die einseitige Halsvene untersucht werden. Obwohl dies in dieser Studie nicht getestet wurde, glauben wir, dass eine zweite Elektrode im rechten Vorhof eingeführt und stabilisiert werden könnte.
Generell haben Tiermodelle des Herzschritts zahlreiche Anwendungen in der kardiovaskulären Forschung. Erstens führt die Stimulation mit nicht-physiologischen hohen Frequenzen über mehrere Wochen zu einer Tachykardie-induzierten Kardiomyopathie, wie bereits berichtet, und ermöglicht die Untersuchung der Pathophysiologie und Behandlung der chronischen Herzinsuffizienz 2,3,11,12. Darüber hinaus kann die Forschung an verfeinerten Materialien und Technologien das vorgestellte Leporinmodell nutzen, das für mittelfristige Stimulationsstudien vorgeschlagen werden könnte. Unseres Wissens nach ist diese Studie die erste, die die Vorteile eines so kleinen Säugetiermodells für komplexe Herzschrittmacherexperimente demonstriert21. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass mit der beschriebenen Methodik ein Schrittmachersystem in Menschengröße trotz der Gewebezerbrechlichkeit und der empfindlichen Anatomie erfolgreich in kleine Säugetiere implantiert werden kann. Nach dem Training ist diese Technik leicht reproduzierbar und bietet eine Grundlage für Modelle der Tachykardie mit breiter Anwendung in der kardiovaskulären Forschung.

In der Herzinsuffizienzforschung und bei der Entwicklung von Herzschrittmachern werden häufig translationale Modelle für präklinische Tests benötigt1. Darüber hinaus müssen neuartige Geräte, Materialien und Bleiverfeinerungen vor dem klinischen Einsatz auf ihre potenziellen Komplikationen getestet werden. Daher haben Herzschrittmodelle ein breites Anwendungsspektrum, einschließlich der Analyse künstlich getakteter Herzrhythmen und der Untersuchung ihrer pathophysiologischen Auswirkungen auf die Herzfunktion 2,3. Experimente zur Herzschrittmacher- oder Tachykardie-induzierten Kardiomyopathie können Modelle verschiedener Tiergrößen verwenden, wobei die Entwicklung einer Herzinsuffizienz innerhalb von Wochen nach einer hohen Stimulationsrate erfolgt 1,3,4,5.
Frühere Studien haben über die Verwendung von Großtiermodellen – Schwein, Hund und Schaf – in solchen Anwendungen berichtet 2,3,6. Die Verfügbarkeit dieser Modelle ist jedoch begrenzt und sie erfordern umfangreiche Ressourcen für die Tierchirurgie und -handhabung. Im Gegensatz dazu könnte der Einsatz von Kleinsäugetieren die oben genannten Bedenken ausräumen und somit als optimales und bezahlbares Forschungsmodell dienen. Es wurde jedoch nur selten über Studien zur Herzstimulation an kleinen Säugetieren berichtet, und dies könnte auf ihre empfindliche Anatomie, die Zerbrechlichkeit des Gewebes und die höhere erforderliche Stimulationsrate zurückzuführensein 7,8,9,10,11,12.
In Studien an Herzschrittmachern bei kleinen Säugetieren wurden nur chirurgische Modelle von teilweise implantierten Schrittmacherelektroden mit externen Herzschrittmachern11,12 oder drahtlosen mikroskopischen Schrittmachern 5,7,8,9 verwendet, aber unseres Wissens wurde bisher nicht über die Verwendung von vollständig implantierten, transvenösen Schrittmachersystemen in menschlicher Größe berichtet. Frühere Erkenntnisse in Leporinmodellen zeigen, dass ein wochenlanges Schreiten mit hoher Herzfrequenz zu einer myokardialen Depression führt11,12. In dieser Arbeit wird das erste praktisch praktikable Modell für kleine Säugetiere vorgestellt, das die erfolgreiche Implantation eines Herzschrittmachers in Menschengröße bei Kaninchen demonstriert. Die beschriebene Methodik zielt darauf ab, ein klinisch relevantes Modell der Herzstimulation zu präsentieren und lässt sich eng auf Humanstudien zur Tachykardie- oder Pacing-induzierten Kardiomyopathie und der daraus resultierenden Pathophysiologie der Herzinsuffizienz übertragen 2,11,12.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Medication</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>atipamezole</td>
			<td>Eurovet Animal Health, B.V.</td>
			<td>Atipam</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>buprenorphine</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td>Bupaq</td>
			<td>analgetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>enrofloxacin</td>
			<td>Krka</td>
			<td>Enroxil</td>
			<td>antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>Aerrane</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine hydrochloride</td>
			<td>Richter Gedeon</td>
			<td>Calypsol</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>medetomidine</td>
			<td>Orion Corp.</td>
			<td>Domitor</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>meloxicam</td>
			<td>Cymedica</td>
			<td>Melovem</td>
			<td>analgetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>povidone iodine</td>
			<td>Egis Praha</td>
			<td>Betadine</td>
			<td>disinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver Aluminium Aerosol</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>9003273</td>
			<td>tincture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Perma-Hand Silk</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>A185H</td>
			<td>silk tie suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>V323H</td>
			<td>absorbable braided suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Monocryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MCP494G</td>
			<td>monofilament</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BearHugger</td>
			<td>3M</td>
			<td>BearHugger</td>
			<td>heating pad</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cauterizer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>basic surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile drapes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diagnostic devices</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acuson VF10-5</td>
			<td>Siemens Healthcare</td>
			<td></td>
			<td>sonographic vascular probe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acuson x300</td>
			<td>Siemens Healthcare</td>
			<td></td>
			<td>ultrasound system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ESP C-arm</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>ESP</td>
			<td>X-ray fluoro C-arm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacing devices</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>400</td>
			<td>Medico</td>
			<td>CAT400</td>
			<td>bipolar pacing lead</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Effecta DR</td>
			<td>Biotronic</td>
			<td>371199</td>
			<td>implantable pacemaker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ERA 3000</td>
			<td>Biotronic</td>
			<td>128828</td>
			<td>external pacemaker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICS 3000</td>
			<td>Biotronic</td>
			<td>349528</td>
			<td>pacemaker programmer</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

translational rabbit model of chronic cardiac pacing

Tiermodelle der Herzstimulation sind von Vorteil, um neuartige Geräte zu testen, die Pathophysiologie künstlich beschleunigter Herzrhythmen zu untersuchen und durch Arrhythmie induzierte Kardiomyopathien und anschließende Herzinsuffizienz zu untersuchen. Derzeit sind nur wenige solcher Modelle verfügbar, die meist umfangreiche Ressourcen erfordern. Wir berichten über ein neues experimentelles Herzschrittmodell in kleinen Säugetieren mit dem Potenzial, Arrhythmie-induzierte Herzinsuffizienz zu untersuchen.
Bei sechs neuseeländischen weißen Kaninchen (mittleres Gewicht: 3,5 kg) wurde unter Vollnarkose die Halsschlagader präpariert und eine einzelne Schrittmacherelektrode über die rechte äußere Halsvene eingeführt. Unter fluoroskopischer Führung wurde die Elektrode weiter in die rechtsventrikuläre Spitze vorgeschoben, wo sie durch passive Fixation stabilisiert wurde. Anschließend wurde ein Herzschrittmacher angeschlossen und in einer Unterhauttasche vergraben.
Die Implantation des Herzschrittmachers verlief erfolgreich und heilte gut; Die Anatomie des Kaninchens ist günstig für die Platzierung der Mine. Während der 6-monatigen Nachbeobachtung mit intermittierender Stimulation betrug das mittlere gemessene Myokardpotential 6,3 mV (min: 2,8 mV, max: 12 mV) und die gemessene mittlere Ableitungsimpedanz 744 Ω (min: 370 Ω, max: 1014 Ω). Die Stimulationsschwelle lag zunächst bei 0,8 V ± 0,2 V und blieb während der Nachbeobachtung stabil.
Die vorliegende Studie ist die erste, die eine erfolgreiche transvenöse Herzstimulation in einem Kleinsäugetiermodell vorstellt. Trotz der Größe und der Zerbrechlichkeit des Gewebes können Instrumente in menschlicher Größe mit Anpassungen sicher für die chronische Herzstimulation verwendet werden, und daher eignet sich dieses innovative Modell für die Untersuchung der Entwicklung einer Arrhythmie-induzierten Kardiomyopathie und der daraus resultierenden Pathophysiologie der Herzinsuffizienz.

Insgesamt wurden sechs Tiere in die Studie eingeschlossen. Bei allen Tieren wurde die Schrittmacherelektrode erfolgreich über die Vena jugularis externa in die rechtsventrikuläre Spitze implantiert (ergänzende Abbildung S1). Die Position wurde durch Durchleuchtung überprüft und die Elektrode wurde über eine Gummimanschette mit dem angrenzenden Gewebe vernäht. Den Röntgenaufnahmen zufolge behielt der Vorsprung seine Position über den gesamten Zeitraum des Stimulationsprotokolls bei. Der angebrachte Herzschrittmacher war im seitlichen Halsbereich tastbar und verursachte keine offensichtlichen Probleme für das Tier. Alle Wunden heilten vollständig und ohne lokale Komplikationen.
Die Minenspitze war mit zwei Titan-Platin-Elektroden – einem distalen halbkugelförmigen Ring und einer proximalen zylindrischen Ringelektrode – mit einem Abstand zwischen den Elektroden von 25 mm ausgestattet (Abbildung 2). Die Minen wurden frei in den Scheitelpunkt vorgeschoben und dort passiv durch ihre Silikon-Fixierzinken befestigt. Dies ermöglichte eine unipolare Stimulation von der Spitzenelektrode und eine bipolare Stimulation zwischen beiden Elektroden, die sich im rechten Ventrikel befinden.
Ein repräsentatives Signal zur Erfassung des ventrikulären Myokardpotentials ist in Abbildung 3 dargestellt, und die gemessenen Stimulationsparameter sind in Tabelle 1 und Abbildung 7 detailliert angegeben. Zum Zeitpunkt des Eingriffs betrug das mittlere gemessene Myokardpotential 5,6 V ± 0,8 mV (min: 2,8 mV, max: 8 mV), die Leitungsimpedanz betrug 675 Ω ± 74 Ω (min: 468 Ω, max: 951 Ω) und die Stimulationsschwelle betrug 0,8 V ± 0,26 V (min: 0,2 V, max: 2,2 V), wobei die Reizdauer auf die Standard-0,4 ms eingestellt war.
Nach einer Nachbeobachtungszeit von 3 Monaten und 6 Monaten mit intermittierender Stimulation betrug das mittlere gemessene Myokardpotential 7,4 mV ± 1,2 mV (min: 4,0 mV, max: 12,0 mV) bzw. 6,3 mV ± 1,0 mV (min: 4,2 mV, max: 10,3 mV). Die gemessene mittlere Leitungsimpedanz betrug 869 Ω ± 32 Ω (min: 760 Ω, max: 975 Ω) bzw. 725 Ω ± 96 Ω (min: 370 Ω, max: 1014 Ω), und die Schrittmacherschwelle änderte sich auf 1,2 V ± 0,3 V (min: 0,2 V, max: 2,2 V) und auf 1,4 V ± 0,3 V (min: 0,5 V, max: 2,3 V). beziehungsweise. Alle Parameteränderungen waren in diesem Zeitraum statistisch nicht signifikant (P > 0,05), und die bipolaren und unipolaren Parameter folgten vergleichbaren Trends (Abbildung 7 und Tabelle 1).
Ein Fall wurde vorzeitig beendet, da eine teilweise Elektrodenpenetration zu einem abrupten Impedanzabfall am zweiten Tag nach der Implantation führte. Später, während des zweiten Monats der Nachbeobachtung, wurde ein allmählicher Anstieg der Schwelle festgestellt, und das Tempo bei hoher Leistung verursachte eine muskuläre Faszikulation. Das Tier blieb asymptomatisch, aber während der Nekropsie wurde festgestellt, dass die Spitze der Schrittmachermine durch die myokardiale Unterwand um eine Länge von etwa 3 mm in das Perikard eingedrungen war. Es wurden keine Blutungen und keine Anzeichen einer Infektion beobachtet.
Vor dem Eingriff, am Tag 1 nach dem Eingriff und am Tag 7 nach dem Eingriff betrug die mittlere Anzahl der weißen Blutkörperchen 5,9 × 10 9/l, 7,37 × 10 9/l bzw. 7,42 × 10 9/l, die mittleren Hämoglobinwerte 105 g/l, 113 g/l bzw. 110 g/l und die mittleren Thrombozytenzahlen 317 × 10 9/l. 274 × 109/L bzw. 219 × 109/L. Die Laborwerte zeigten in der ersten Woche nach dem Eingriff keine signifikanten Veränderungen (P > 0,05 für alle). Bei der mikroskopischen Untersuchung war die Oberfläche des Bleisiliziums von faserigem Gewebe bedeckt (mit einer Dicke von ca. 100 μm), aber es wurden keine Zellen gefunden (Abbildung 8).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig01.jpg"> Abbildung 1: Chirurgische Dissektion der Halsvene. Nachdem die Haut durchtrennt wurde, bildet sich eine subkutane Tasche und die Halsvene wird freigelegt, distal ligiert und proximal von einem blauen Gummiband gestützt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig02.jpg"> Abbildung 2: Durchleuchtung während der Implantation der Herzschrittmacherelektrode. Über die Vena jugularis externa wird eine Schrittmacherelektrode eingeführt, und mit Hilfe eines vorgeformten Mandretts wird die Elektrode in die rechte Ventrikelspitze vorgeschoben, wo sie durch passive Fixierung durch ihre Silikonzinken gesichert wird. Ein befestigter Herzschrittmacher wird in einer subkutanen Tasche im Halsbereich vergraben. Der Pfeil zeigt auf die distalen halbkugelförmigen Elektroden (grün) und die proximalen zylindrischen Ringelektroden (rot). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig03.jpg"> Abbildung 3: Repräsentative Messungen der gemessenen ventrikulären Myokardpotentiale. Die ventrikuläre Sensorik und ihre Amplitudenmessungen werden während der akuten Phase nach der Positionierung der Schrittmacherelektrode (links) und nach der Implantation des Herzschrittmachers (rechts) gezeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig04.jpg"> Abbildung 4: Sicherung der Schrittmacherführung. Die Fixierung der Elektrode durch zwei nicht resorbierbare Nähte über eine Gummimanschette (Pfeil) am darunter liegenden Gewebe sichert sie in Position und verhindert ihre Verrenkung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig05.jpg"> Abbildung 5: Platzierung des Herzschrittmachers. Der Herzschrittmacher wird in die Unterhauttasche eingegraben und mit Povidon-Jod gespült. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig06.jpg"> Abbildung 6: Messung des Stimulationsschwellens. Mit der nicht-invasiven Stimulationsstudienfunktion des Herzschrittmachers wird eine Stimulation mit einer höheren als der nativen Herzfrequenz durchgeführt. Die Stimulationsreize sind mit P gekennzeichnet. Die Stimulationsschwelle wird mit unterschiedlichen Stimulus-Outputs bewertet. (A) Ein repräsentatives Beispiel für das endokardiale Potenzial des ventrikulären Einfangs ist für einen Ausgang von 0,8 V bei 0,4 ms gezeigt, (B) aber ein Verlust des Einfangs ist zu sehen, wenn der Ausgang bei 0,4 ms auf 0,6 V reduziert wird. Bitte <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig06large.jpg" target="_blank">klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig07.jpg"> Abbildung 7: Follow-up der Stimulationsparameter des Leporin-Herzschrittmachermodells. Die Trends der (A) Stimulationsschwelle, (B) der Stimulationsimpedanz und (C) der myokardialen Erkennung für alle Probanden sind aufgetragen. Die durchschnittlichen unipolaren (vollständige Linie) und bipolaren Werte (gestrichelte Linie) sind fett dargestellt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig08.jpg"> Abbildung 8: Explantierte Stimulationsbleiprobe. Ventrikulärer Anteil des explantierten Schrittmachers geschnitten. (A) Das makroskopische Bild und (B) das mikroskopische Bild, das mit Toluidinblau gefärbt ist, zeigen die Siliziumoberfläche, die von einer Schicht aus faserigem Gewebe bedeckt ist. Maßstabsbalken = (A )1 cm, (B) 10 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig08large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig09.jpg"> Abbildung 9: Ventrikuläre Sensorik und Trends bei der Ableitungsimpedanz. Ein repräsentatives Beispiel für (A) kontinuierliche und stabile ventrikuläre Myokardsensorik und (B) ventrikuläre Ableitungsimpedanztrends über eine Nachbeobachtungszeit von 236 Tagen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig09large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig10.jpg"> Abbildung 10: Ventrikuläre endomyokardiale Elektrogramme. Die von der Schrittmacherabfrage erfassten ventrikulären Potentiale sind mit (A) unipolaren und (B) bipolaren Verbindungen dargestellt. Das T-Wellen-Potential ist bei der unipolaren Verbindung deutlicher, verursacht aber keine Übererfassung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig10large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td rowspan="2">Einpolig</td>
			<td colspan="3" rowspan="2">periprozedural</td>
			<td colspan="6">Nachbereitung</td>
		</tr><tr><td colspan="3">3 Monate</td>
			<td colspan="3">6 Monate</td>
		</tr><tr><td>Gemessenes Myokardpotential [mV]</td>
			<td colspan="3">5,6 ± 0,8</td>
			<td colspan="3">7.4 ± 1.2</td>
			<td colspan="3">6.3 ± 1.0</td>
		</tr><tr><td>Stimulationsschwelle [V bei 0,4 ms]</td>
			<td colspan="3">0,8 ± 0,3</td>
			<td colspan="3">1,2 ± 0,3</td>
			<td colspan="3">1,4 ± 0,3</td>
		</tr><tr><td>Leitungsimpedanz [Ω]</td>
			<td colspan="3">675 ± 74</td>
			<td colspan="3">869 ± 32</td>
			<td colspan="3">725 ± 96</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 1: Follow-up der Stimulationsparameter des Leporin-Herzschrittmachermodells. Die Werte des gemessenen Myokardpotentials, der Stimulationsschwelle und der Ableitungsimpedanz werden als Mittelwert ± REM für 3 Monate und 6 Monate Nachbeobachtung ausgedrückt.
Ergänzende Abbildung S1: Schematische Darstellung des implantierten transvenösen Schrittmachersystems in Menschengröße bei einem Kaninchen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512_Figure-schematic.pdf" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing at JoVE.com

Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing

Wir stellen ein minimalinvasives Leporinmodell der Herz-Langzeit-Stimulation vor, das für die künstliche Stimulation und die Entwicklung von Herzinsuffizienz in präklinischen Studien eingesetzt werden kann.

Translationales Kaninchenmodell der chronischen Herzschrittfrequenz

Animal models of cardiac pacing are beneficial for testing novel devices, studying the pathophysiology of artificially paced heart rhythms, and studying ...

Diese Methode kann helfen, kritische Fragen im kardiovaskulären Bereich zu beantworten, wie z. B. die Folgen einer chronischen Herzrhythmusstörung. Es kann auch bei der Entwicklung neuer Techniken und deren Einführung in die Praxis helfen. Der Hauptvorteil dieses Modells ist der minimalinvasive Ansatz für die transvenöse Elektrodenimplantation.Dieses Modell verwendet einfache chirurgische Techniken, und die Ergebnisse sind hochgradig reproduzierbar. Lokalisieren Sie zunächst die äußere Halsvene und markieren Sie ihre Position auf der Haut des betäubten Tieres. Sterilisieren Sie den gesamten Operationsbereich mit Povidonjod und legen Sie ein steriles Tuch auf die Operationsstelle mit einem Loch über den markierten Halsbereich.Machen Sie einen Schnitt auf der Haut parallel zur markierten Halsvene. Lokalisieren Sie die Vena jugularis externa und isolieren Sie eine Länge von einem Zentimeter vom angrenzenden fibrösen Gewebe und dem Leitbündel. Finden Sie die Halsschlagader, um sich zu orientieren und Verletzungen vorzubeugen.Schaffen Sie eine Tasche im Unterhautgewebe, um den Herzschrittmacher aufzunehmen. Verwenden Sie eine Schere für die stumpfe Dissektion, um übermäßige Blutungen und Gewebeschäden zu vermeiden. Befestigen Sie das Gefäß mit einem Gummibinder an beiden Enden des isolierten Gefäßsegments und verschließen Sie den Blutfluss.Schneiden Sie mit der Standard-Trenntechnik etwa ein Drittel des Umfangs der Gefäßwand mit einer sterilen Klinge ab. Verwenden Sie ein Gefäßplektrum, um den Schnitt weit zu öffnen, und führen Sie ein einzelnes passives Schrittmacherkabel in das Lumen ein. Unter fluoroskopischer Kontrolle schieben Sie die Spitze der Elektrode bis zur Spitze des rechten Ventrikels.Forme ein Mandrin zu einer Kurve vor und verwende es, um die Leine zu führen, um den Trikuspidalring in Richtung der Spitze des rechten Ventrikels zu führen. Stellen Sie sicher, dass die Spitze der Leine nicht vom Mandrin gestützt wird, damit die Leine beim Berühren des Gewebes flexibel und atraumatisch bleibt. Testen Sie dann die Stimulationsparameter.Das Signal und die Impedanz der ventrikulären Ableitung müssen stabil sein und die Stimulationsschwelle sollte niedrig sein. Es sollte keine Faszikulation der angrenzenden Muskeln geben. Befestigen Sie die Elektronposition, indem Sie sie über eine schützende Gummimanschette mit dem darunter liegenden Fasergewebe vernähen.Entfernen Sie die Gummibänder und versiegeln Sie das Gefäßlumen um die Leine und distal mit Seidenbindern. Schließen Sie den Herzschrittmacher an die Schrittmacherleitung an und befestigen Sie den IS-1-Stecker mit einer Schraube. Vergraben Sie den Herzschrittmacher und die überschüssige Länge der Elektrode in der vorgeformten subkutanen Tasche.Spülen Sie die Tasche mit Povidonjod. Nähen Sie die Hautwunde mit einem monofilen Faden. Stellen Sie das gewünschte Stimulationsprogramm ein und führen Sie eine abschließende Überprüfung der Stimulationsparameter durch.Nachdem die postoperative Routine durchgeführt wurde, fragen Sie den Herzschrittmacher ab und stellen Sie den Backup-Stimulationsmodus ein, indem Sie im Menü Parameter die minimale Basisrate auswählen. Zeichnen Sie die Impedanz der Schrittmacherleitung kontinuierlich auf, indem Sie die Datenerfassung im Menü "Pacemaker Programmer Diagnostics" starten. Wählen Sie im Herzschrittmacher-Programmierer das Testmenü aus, und zeichnen Sie auf der Registerkarte Sensorik das Myokardpotenzial auf, indem Sie die ventrikuläre Sense-Amplitude messen.Messen Sie sowohl unipolare als auch bipolare Myokardpotentiale. Verwenden Sie die Funktion "Nicht-invasive Stimulationsstudie", um den Schwellenwert für die Stimulation zu messen. Bewerten Sie die Stimulationsschwelle für verschiedene Reizdauern und drücken Sie sie in Volt aus.Verwenden Sie das intrakardiale Elektrogramm oder das Oberflächen-EKG, um den Verlust der Erfassung zu bestimmen, bevor die Stimulationsreizabgabe unter den Schwellenwert fällt. Wiederholen Sie dies regelmäßig mit wöchentlichen Befragungen. Insgesamt wurden sechs Tiere in die Studie eingeschlossen, bei denen das Stimulationssystem erfolgreich implantiert wurde, wobei die Stimulationselektrodenspitze in der rechten Ventrikelspitze positioniert wurde.Zum Zeitpunkt der Implantation betrug das mittlere gemessene Myokardpotential 5,6 Volt. Die Leitungsimpedanz betrug 675 Ohm und die gemessene Schrittmacherschwelle lag bei 0,8 Volt, wobei die Reizdauer auf 0,4 Millisekunden eingestellt war. Nach der Nachbeobachtung nach drei in sechs Monaten mit intermittierender Stimulation betrug das mittlere wahrgenommene Myokardpotential etwa 7,4 Millivolt bzw. 6,3 Millivolt.Die mittlere gemessene Bleiimpedanz betrug etwa 869 Ohm bzw. 725 Ohm. Während sich die Stimulationsschwelle auf 1,2 bzw. 1,4 Volt änderte/Alle Parameteränderungen waren in diesem Zeitraum statistisch nicht signifikant, und die bipolaren und unipolaren Parameter folgten ähnlichen Trends. In der ersten Woche nach dem Eingriff wurden keine signifikanten Veränderungen der weißen Blutkörperchen, des Hämoglobins und der Blutplättchenzahl beobachtet.Bei der mikroskopischen Untersuchung war die Oberfläche des Bleisiliziums von faserigem Gewebe bedeckt, aber es wurden keine Zellen gefunden. Nach dem Training kann die Operation in 30 Minuten durchgeführt werden. Während des Eingriffs ist ein schonender Umgang mit dem Gewebe erforderlich, und bei der Manipulation der Elektrode muss eine fluoroskopische Führung gewährleistet sein, um Verletzungen zu vermeiden.Das Verfahren vermittelt ein gutes Verständnis für die Implantation des Schrittmachersystems. Das entwickelte Modell eignet sich dann optimal, um die chronische Herzstimulation zu untersuchen und die daraus resultierende Kardiomyopathie zu untersuchen.

Research

JoVE Journal

Medicine

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Harnblase Aufdehnung evozierte viszeromotorische Antworten als Modell für Bladder Pain in Mäuse

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

Forschung

Medizin

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve (IoN-CCI) to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Chronische Verengung Verletzung des Ratten N. infraorbitalis (Ionen CCI) zu Trigeminal Neuropathischer Schmerz Studieren

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Development of Recombinant Proteins to Treat Chronic Pain

Entwicklung von rekombinanten Proteinen zur Behandlung von chronischen Schmerzen

Chronic pain is difficult to treat and new approaches to resolve persistent pain are urgently needed. Anti-inflammatory cytokines are promising candidates ...

Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery

Chirurgische Schweine Modell der chronischen kardialen Ischämie von Off Pump Coronary Artery Bypass Graft-Chirurgie behandelt

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Transthorakale Echokardiographische Untersuchung im Kaninchenmodell

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...

Isolation and Purification of Murine Cardiac Pericytes

Isolierung und Reinigung von murinen Herzperizyten

Pericytes, perivascular cells of microvessels and capillaries, are known to play a part in angiogenesis, vessel stabilization, and endothelial barrier ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arteriellen Blutdruck

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

Ein intaktes ischämisches Nagetiermodell des Perikards

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...