Name: translational rabbit model of chronic cardiac pacing
Uploaded: 2023-01-06T13:15:00
Duration: 6 min 14 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing at JoVE.com

Авторы выражают благодарность за советы и помощь Марии Ким, Яне Бортеловой, Алене Эрлиховой, Матею Граховине, Леошу Тейклу, Яне Мишковой и Терезе Вавржиковой за их вдохновение, работу и техническую поддержку. Эта работа была профинансирована MH CZ-DRO (NNH, 00023884), грант IG200501.

Этот экспериментальный протокол был рассмотрен и одобрен Институциональным экспертным комитетом по животным на Первом медицинском факультете Карлова университета и выполнен в экспериментальной лаборатории университета, кафедре физиологии, первом медицинском факультете Карлова университета в Праге, Чешская Республика, в соответствии с Законом No 246/1992 Сб. Все животные лечились и ухаживали в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных, 8-е издание, опубликованным National Academies Press, 2011. Все процедуры проводились в соответствии со стандартными ветеринарными конвенциями в присутствии и под руководством лицензированного ветеринара. Шесть новозеландских белых кроликов были включены в эту серию экспериментов. Их средняя масса тела составила 3,5 кг ± 1 кг в день имплантации кардиостимулятора. Все значения выражаются в виде средних ± СЭМ и, при необходимости, диапазонами минимальных и максимальных измеренных значений. Значение P < 0,05 считалось значимым. Для успешного освоения методики необходимы базовые навыки анестезии животных и хирургии; Предыдущий опыт кардиостимуляции рекомендуется, но не обязателен.
1. Предоперационный уход
<ol><li>Дайте кроликам акклиматизироваться в своем жилищном учреждении в течение как минимум 2 недель и освоиться с человеческим прикосновением и манипуляциями, чтобы облегчить обращение с животными и управление ими в день операции.</li>
	<li>Кормите животных сеном и гранулированным кроличьим рационом на основе сена. Обеспечьте пресную воду через равные промежутки времени.</li>
	<li>Проводите короткую ежедневную проверку их жизненно важных функций (температура тела, частота дыхания) и общего состояния, включая оптимальное потребление пищи и отсутствие дистресса.</li>
</ol>2. Анестезия, премедикация и мониторинг
<ol><li>После 30 минут голодания вводят премедикацию: бупренорфин (0,01-0,04 мг/кг в/м), мидазолам (0,3-0,6 мг/кг в/м), медетомидин (0,03-0,06 мг/кг в/м) и кетамин (5-10 мг/кг в/м).</li>
	<li>Вставьте канюлю в вену краевого уха для внутривенного введения препарата. Соберите образцы крови с помощью пробирок малого объема (0,5 мл) для гематологических и биохимических анализов.</li>
	<li>Сбрейте кожу кролика с помощью бритвы в правой яремной области на шее — в месте операции — и на конечностях, чтобы прикрепить электроды для мониторинга ЭКГ. Брейтесь с осторожностью, так как кожа кроликов легко подвержена раздражению и обычно видны небольшие слезы.</li>
	<li>Положите животное на грелку, чтобы предотвратить переохлаждение.</li>
	<li>Контролировать жизненно важные функции, включая ЭКГ, температуру тела в прямой кишке и насыщение кислородом с помощью пульсоксиметра, согласно протоколу анестезии.</li>
	<li>Наденьте маску на рот и нос животного и закрепите ее резиновым уплотнением вокруг морды животного. Используйте мазь для защиты глаз животного от сухости.</li>
	<li>Чтобы добиться адекватного седативного эффекта, обеспечьте животных изофлураном (смешанным с кислородом) через маску для лица. Начните с концентрации 3,5% и уменьшайте по мере необходимости в соответствии с реакцией животного с точки зрения подавленного рефлекса роговицы и двигательной болевой реакции. ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы снизить риск повреждения легких во время анестезии, рекомендуется спонтанная вентиляция легких, но на случай гиповентиляции необходимо держать наготове ручной или автоматический аппарат искусственной вентиляции легких для новорожденных.</li>
	<li>Подготовьте все стерильные инструменты.</li>
	<li>Положите животное на рентгеноскопический стол. Наденьте полные рентгеновские средства индивидуальной защиты.</li>
</ol>3. Имплантация желудочкового отведения
<ol><li>Найдите наружную яремную вену и отметьте ее положение на коже.</li>
	<li>Стерилизуйте всю область с помощью повидон-йода и приступайте к покрытию места операции стерильной драпировкой с отверстием над отмеченной яремной областью.</li>
	<li>Сделайте разрез на коже параллельно отмеченной яремной вене. Найдите наружную яремную вену и изолируйте длину 1 см от прилегающей фиброзной ткани и сосудистого пучка. Найдите сонную артерию для ориентации и предотвращения ее травмирования.</li>
	<li>Создайте карман в подкожной клетчатке для размещения кардиостимулятора. Используйте ножницы для тупого рассечения, чтобы предотвратить чрезмерное кровотечение и повреждение тканей.</li>
	<li>Закрепите сосуд резиновой стяжкой на обоих концах изолированного сегмента сосуда и закройте кровоток (рис. 1).</li>
	<li>Используя стандартную технику вырубки, сделайте срез примерно в 1/3 окружности стенки сосуда с помощью лезвия.</li>
	<li>Используйте кирку для сосудов, чтобы широко открыть разрез и ввести в просвет один пассивный провод для стимуляции.</li>
	<li>Под рентгеноскопическим контролем дополнительно продвигайте его кончик к вершине правого желудочка (рис. 2). Предварительно придайте стилету форму кривой и используйте его, чтобы направить провод для прохождения трехстворчатого кольца. Следите за тем, чтобы кончик провода не поддерживался стилетом, чтобы поводок оставался гибким и атравматичным при прикосновении к ткани.</li>
	<li>Проверьте параметры темпа. Сигнал и импеданс, воспринимаемые желудочковым отведением, должны быть стабильными, а порог стимуляции должен быть низким. Не должно быть фасцикуляции соседних мышц (рис. 3).</li>
	<li>Закрепите положение вывода, пришив его через защитный резиновый рукав к нижележащей фиброзной ткани, и запечатайте просвет сосуда вокруг свинца с помощью шелковой стяжки (рис. 4).</li>
</ol>4. Имплантация кардиостимулятора
<ol><li>Подсоедините кардиостимулятор к проводу стимуляции и закрепите разъем IS-1 с помощью винта. Если во время наблюдения будет использоваться функция исследования неинвазивной стимуляции (см. шаг 6), подключите кардиостимулятор к гнезду предсердного канала.</li>
	<li>Закопайте кардиостимулятор и дополнительную длину провода в предварительно сформированный подкожный карман (рис. 5).</li>
	<li>Промойте карман повидоном-йодом. Зашивают кожу раны с помощью монофиламентной нити.</li>
	<li>Установите желаемую программу стимуляции и выполните окончательную проверку параметров стимуляции (рис. 3).</li>
</ol>5. Послеоперационный уход
<ol><li>Извлеките анестетики и внимательно наблюдайте за животным, пока оно не придет в сознание.</li>
	<li>Вводят атипамезол (0,01-0,03 мг/кг в/м), чтобы вернуть действие медетомидина.</li>
	<li>После восстановления сознания и достижения оптимальной температуры тела вводят мелоксикам (0,4-0,6 мг/кг) подкожно для облегчения боли. Добавьте бупренорфин через 6-8 часов, если обезболивание не является адекватным в соответствии с действительной шкалой оценки боли (например,.шкала гримасы кролика).</li>
	<li>Вводят метоклопрамид (0,5-1 мг / кг внутривенно) для предотвращения дальнейшего желудочно-кишечного застоя и стимуляции перистальтики желудка и продолжайте 3 раза в день до тех пор, пока не восстановится достаточное потребление пищи и выработка стула.</li>
	<li>Следуйте схеме внутривенного введения антибиотиков широкого спектра действия до заживления ран (энрофлоксацин в дозе 10-20 мг / кг 2 раза в день в течение 3-7 дней).</li>
	<li>Перенесите животное в комфортную и привычную среду и наблюдайте за ним до тех пор, пока оно не обретет достаточное сознание. Не возвращайте кролика в компанию других животных до тех пор, пока он полностью не выздоровеет.</li>
	<li>Поддерживайте прием мелоксикама (0,4-0,6 мг/кг/к ежедневно) в течение не менее 5 дней.</li>
	<li>Регулярно контролируйте и перевязывайте раны, чтобы обеспечить безопасное и своевременное заживление.</li>
	<li>После полного заживления, примерно через 14 дней после процедуры, снимите нерассасывающиеся кожные швы.</li>
	<li>Выполняйте дистанционный опрос и регулярно проверяйте параметры стимуляции (например, порог стимуляции, зондирование миокарда и импеданс отведения). ПРИМЕЧАНИЕ: Полученные значения должны следовать стабильной тенденции.</li>
</ol>6. Протокол темпинга и сбор данных
<ol><li>Опросите кардиостимулятор и установите резервный режим стимуляции , выбрав минимальную базовую скорость в меню «Параметры». ПРИМЕЧАНИЕ: Благодаря высокой частоте сердечных сокращений и высокой вариабельности, присущей мелким животным, непрерывная искусственная стимуляция может быть достигнута со скоростью 300-400 ударов в минуту в соответствии с указанными требованиями. Прерывистая стимуляция может быть достигнута во время каждого опроса кардиостимулятора (следуйте шагу 6.4 и рисунку 6).</li>
	<li>Непрерывно записывайте импеданс провода шага; в меню «Диагностика» программатора кардиостимулятора запустите сбор данных.</li>
	<li>Непрерывно записывайте потенциал миокарда и проверяйте его вручную каждую неделю путем опроса кардиостимулятора; в меню «Тест» программатора кардиостимулятора на вкладке «Зондирование» измерьте амплитуды униполярного и биполярного потенциала миокарда.</li>
	<li>Регулярно (еженедельно) оценивайте порог темпа путем опроса. Используйте функцию неинвазивного исследования кардиостимуляции (выберите NIPS в меню «Тест») для измерения порога стимуляции с достаточной скоростью стимуляции (рис. 6). Оцените порог стимуляции для различных длительностей стимула (от 0,1 мс до 1,5 мс) и выразите его в вольтах. Используйте внутрисердечные электрограммы или поверхностную ЭКГ для определения потери захвата, когда выходной сигнал стимуляции становится подпороговым.</li>
	<li>Выполняйте все процедуры в соответствии со стандартными ветеринарными конвенциями, приносите животное в жертву в соответствии с институциональными правилами по завершении каждого исследования и выполняйте вскрытие. Эксплантируйте кардиостимулятор и свинец и исследуйте их на предмет воспалительных реакций, образования биопленки и фиброза. ПРИМЕЧАНИЕ: Передозировка калия была дана под глубоким наркозом для эвтаназии животных в этом протоколе.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Power, J. M., Tonkin, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large+animal+models+of+heart+failure.">Large animal models of heart failure.</a> Australian and New Zealand Journal of Medicine. 29 (3), 395-402 (2008).</li><li>H&#225;la, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tachycardia-induced+cardiomyopathy+as+a+chronic+heart+failure+model+in+swine.">Tachycardia-induced cardiomyopathy as a chronic heart failure model in swine.</a> Journal of Visualized Experiments. (132), e57030 (2018).</li><li>Powers, J. C., Recchia, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Canine+model+of+pacing-induced+heart+failure.">Canine model of pacing-induced heart failure.</a> Methods in Molecular Biology. 1816, 309-325 (2018).</li><li>Whipple, G. H., Sheffield, L. T., Woodman, E. G., Theophilis, C., Friedman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversible+congestive+heart+failure+due+to+chronic+rapid+stimulation+of+the+normal+heart.">Reversible congestive heart failure due to chronic rapid stimulation of the normal heart.</a> Proceedings of the New England Cardiovascular Society. 20, 39-40 (1962).</li><li>Laughner, J. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+fully+implantable+pacemaker+for+the+mouse:+From+battery+to+wireless+power.">A fully implantable pacemaker for the mouse: From battery to wireless power.</a> PLoS One. 8 (10), 76291 (2013).</li><li>Yue-Chun, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+a+canine+model+of+cardiac+memory+using+endocardial+pacing+via+internal+jugular+vein.">Establishment of a canine model of cardiac memory using endocardial pacing via internal jugular vein.</a> BMC Cardiovascular Disorders. 10, 30 (2010).</li><li>Gutruf, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless,+battery-free,+fully+implantable+multimodal+and+multisite+pacemakers+for+applications+in+small+animal+models.">Wireless, battery-free, fully implantable multimodal and multisite pacemakers for applications in small animal models.</a> Nature Communications. 10 (1), 5742 (2019).</li><li>Zhou, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+percutaneously+implantable+fetal+pacemaker.">A percutaneously implantable fetal pacemaker.</a> Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2014, 4459-4463 (2014).</li><li>Zhou, L., Chmait, R., Bar-Cohen, Y., Peck, R. A., Loeb, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneously+injectable+fetal+pacemaker:+Electrodes,+mechanical+design+and+implantation.">Percutaneously injectable fetal pacemaker: Electrodes, mechanical design and implantation.</a> Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 6600-6603 (2012).</li><li>Jordan, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minimally+invasive+resynchronization+pacemaker:+A+pediatric+animal+model.">Minimally invasive resynchronization pacemaker: A pediatric animal model.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 96 (6), 2210-2213 (2013).</li><li>Freeman, G. L., Colston, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+depression+produced+by+sustained+tachycardia+in+rabbits.">Myocardial depression produced by sustained tachycardia in rabbits.</a> American Journal of Physiology. 262, 63-67 (1992).</li><li>Ryu, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Force-frequency+relations+in+the+failing+rabbit+heart+and+responses+to+adrenergic+stimulation.">Force-frequency relations in the failing rabbit heart and responses to adrenergic stimulation.</a> Journal of Cardiac Failure. 3 (1), 27-39 (1997).</li><li>Hulsmans, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniaturized,+programmable+pacemaker+for+long-term+studies+in+the+mouse.">A miniaturized, programmable pacemaker for long-term studies in the mouse.</a> Circulation Research. 123 (11), 1208-1219 (2018).</li><li>Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+atrial+fibrillation:+Clinical+insights+and+scientific+opportunities.">Animal models for atrial fibrillation: Clinical insights and scientific opportunities.</a> Europace. 12 (2), 160-172 (2010).</li><li>Clementy, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pacemaker+complications+and+costs:+A+nationwide+economic+study.">Pacemaker complications and costs: A nationwide economic study.</a> Journal of Medical Economics. 22 (11), 1171-1178 (2019).</li><li>Armoundas, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+and+molecular+determinants+of+altered+Ca2++handling+in+the+failing+rabbit+heart:+primary+defects+in+SR+Ca2++uptake+and+release+mechanisms.">Cellular and molecular determinants of altered Ca2+ handling in the failing rabbit heart: primary defects in SR Ca2+ uptake and release mechanisms.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (3), 1607-1618 (2007).</li><li>Giraldo, A., Talavera L&#243;pez, J., Brooks, G., Fern&#225;ndez-Del-Palacio, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transthoracic+echocardiographic+examination+in+the+rabbit+model.">Transthoracic echocardiographic examination in the rabbit model.</a> Journal of Visualized Experiments. (148), e59457 (2019).</li><li>Spannbauer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large+animal+models+of+heart+failure+with+reduced+ejection+fraction+(HFrEF).">Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF).</a> Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).</li><li>Byrne, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+ovine+model+of+tachycardia-induced+degenerative+dilated+cardiomyopathy+and+heart+failure+with+prolonged+onset.">An ovine model of tachycardia-induced degenerative dilated cardiomyopathy and heart failure with prolonged onset.</a> Journal of Cardiac Failure. 8 (2), 108-115 (2002).</li><li>H&#225;la, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increasing+venoarterial+extracorporeal+membrane+oxygenation+flow+puts+higher+demands+on+left+ventricular+work+in+a+porcine+model+of+chronic+heart+failure.">Increasing venoarterial extracorporeal membrane oxygenation flow puts higher demands on left ventricular work in a porcine model of chronic heart failure.</a> Journal of Translational Medicine. 18 (1), 75 (2020).</li><li>Riehle, C., Bauersachs, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+models+of+heart+failure.">Small animal models of heart failure.</a> Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).</li></ol>

Конфликт интересов у авторов отсутствует.

В исследованиях сердечной недостаточности и разработке кардиостимуляции трансляционные модели часто требуются для доклинических испытаний1. Кроме того, новые устройства, материалы и усовершенствования свинца должны быть проверены на предмет их потенциальных осложнений перед их клиническим использованием. Таким образом, модели кардиостимуляции имеют широкий спектр применения, включая анализ искусственно ритмизированных сердечных ритмов и изучение их патофизиологического влияния на сердечную функцию 2,3. В экспериментах по кардиомиопатии, вызванной кардиостимуляцией или тахикардией, могут использоваться модели различных размеров животных с развитием сердечной недостаточности в течение нескольких недель после высокоскоростной стимуляции 1,3,4,5.
В предыдущих исследованиях сообщалось об использовании моделей крупных животных — свиней, собак и овец — в таких приложениях 2,3,6. Однако доступность этих моделей ограничена, и они требуют обширных ресурсов для хирургии и обработки животных. Напротив, использование мелких млекопитающих может решить вышеупомянутые проблемы и, следовательно, послужить оптимальной и доступной моделью исследования. Тем не менее, об исследованиях кардиостимуляции на мелких млекопитающих сообщалось редко, и это может быть связано с их тонкой анатомией, хрупкостью тканей и более высокой скоростью стимуляции, требуемой 7,8,9,10,11,12.
Только хирургические модели частично имплантированных кардиостимуляторов с внешними кардиостимуляторами11,12 или беспроводными микроскопическими кардиостимуляторами 5,7,8,9 использовались в исследованиях кардиостимуляторов мелких млекопитающих, но, насколько нам известно, до настоящего времени не сообщалось об использовании полностью имплантированных трансвенозных кардиостимуляторов размером с человека. Предыдущие данные на моделях лепорина показывают, что стимуляция с учащенным сердцебиением в течение нескольких недель приводит к депрессии миокарда11,12. В данной работе представлена первая практически жизнеспособная модель мелких млекопитающих, демонстрирующая успешную имплантацию кардиостимулятора размером с человека кроликам. Описанная методология направлена на представление клинически значимой модели кардиостимуляции и может быть тесно переведена на исследования кардиомиопатии, вызванной тахикардией или кардиостимуляцией, и последующей патофизиологии сердечной недостаточности 2,11,12.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Medication</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>atipamezole</td>
			<td>Eurovet Animal Health, B.V.</td>
			<td>Atipam</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>buprenorphine</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td>Bupaq</td>
			<td>analgetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>enrofloxacin</td>
			<td>Krka</td>
			<td>Enroxil</td>
			<td>antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>Aerrane</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine hydrochloride</td>
			<td>Richter Gedeon</td>
			<td>Calypsol</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>medetomidine</td>
			<td>Orion Corp.</td>
			<td>Domitor</td>
			<td>anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>meloxicam</td>
			<td>Cymedica</td>
			<td>Melovem</td>
			<td>analgetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>povidone iodine</td>
			<td>Egis Praha</td>
			<td>Betadine</td>
			<td>disinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver Aluminium Aerosol</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>9003273</td>
			<td>tincture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Perma-Hand Silk</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>A185H</td>
			<td>silk tie suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>V323H</td>
			<td>absorbable braided suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Monocryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MCP494G</td>
			<td>monofilament</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BearHugger</td>
			<td>3M</td>
			<td>BearHugger</td>
			<td>heating pad</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cauterizer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>basic surgical equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile drapes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diagnostic devices</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acuson VF10-5</td>
			<td>Siemens Healthcare</td>
			<td></td>
			<td>sonographic vascular probe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acuson x300</td>
			<td>Siemens Healthcare</td>
			<td></td>
			<td>ultrasound system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ESP C-arm</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>ESP</td>
			<td>X-ray fluoro C-arm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacing devices</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>400</td>
			<td>Medico</td>
			<td>CAT400</td>
			<td>bipolar pacing lead</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Effecta DR</td>
			<td>Biotronic</td>
			<td>371199</td>
			<td>implantable pacemaker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ERA 3000</td>
			<td>Biotronic</td>
			<td>128828</td>
			<td>external pacemaker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICS 3000</td>
			<td>Biotronic</td>
			<td>349528</td>
			<td>pacemaker programmer</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

translational rabbit model of chronic cardiac pacing

Животные модели кардиостимуляции полезны для тестирования новых устройств, изучения патофизиологии искусственно изменяемых сердечных ритмов и изучения кардиомиопатий, вызванных аритмией, и последующей сердечной недостаточности. В настоящее время доступно всего несколько таких моделей, и они в основном требуют обширных ресурсов. Мы сообщаем о новой экспериментальной модели кардиостимуляции у мелких млекопитающих с потенциалом для изучения сердечной недостаточности, вызванной аритмией.
У шести новозеландских белых кроликов (средний вес: 3,5 кг) под общей ингаляционной анестезией яремная область была рассечена, и через правую наружную яремную вену был введен один кардиостимулятор. С помощью рентгеноскопического контроля отведение было продвинуто к верхушке правого желудочка, где оно было стабилизировано с помощью пассивной фиксации. Затем был подключен кардиостимулятор и закопан в подкожный карман.
Имплантация кардиостимулятора прошла успешно с хорошим заживлением; Анатомия кролика благоприятна для размещения поводка. В течение 6 месяцев наблюдения с прерывистой стимуляцией средний воспринимаемый потенциал миокарда составлял 6,3 мВ (мин.: 2,8 мВ, макс.: 12 мВ), а измеренный средний импеданс отведения составлял 744 Ω (мин.: 370 Ω, макс.: 1014 Ω). Порог стимуляции первоначально составлял 0,8 В ± 0,2 В и оставался стабильным во время наблюдения.
Настоящее исследование является первым, в котором представлена успешная трансвенозная кардиостимуляция на модели мелких млекопитающих. Несмотря на размер и хрупкость тканей, приборы размером с человека с регулировкой могут безопасно использоваться для хронической кардиостимуляции, и, таким образом, эта инновационная модель подходит для изучения развития кардиомиопатии, вызванной аритмией, и последующей патофизиологии сердечной недостаточности.

Всего в исследование было включено шесть животных. У всех животных стимуляционный провод был успешно имплантирован через наружную яремную вену в верхушку правого желудочка (дополнительный рисунок S1). Положение проверялось с помощью рентгеноскопии, и свинец пришивался к соседним тканям поверх резинового рукава. Согласно рентгеновской визуализации, отведение сохраняло свое положение в течение всего периода протокола стимуляции. Прикрепленный кардиостимулятор прощупывался в боковой области шеи, не вызывая явных проблем у животного. Все раны зажили полностью и без местных осложнений.
Свинцовый наконечник был оснащен двумя титаново-платиновыми электродами — дистальным полусферическим кольцом и проксимальным цилиндрическим кольцевым электродом — с межэлектродным расстоянием 25 мм (рис. 2). Провода свободно продвигались в вершину и пассивно прикреплялись там своими силиконовыми фиксирующими зубьями. Это позволило обеспечить униполярную стимуляцию от наконечника электрода и биполярную стимуляцию между обоими электродами, расположенными в правом желудочке.
Репрезентативный сигнал, воспринимаемый потенциалом миокарда, показан на рисунке 3, а измеренные параметры стимуляции подробно приведены в таблице 1 и на рисунке 7. Во время процедуры средний воспринимаемый потенциал миокарда составлял 5,6 В ± 0,8 мВ (мин.: 2,8 мВ, макс.: 8 мВ), импеданс отведения составлял 675 Ω ± 74 Ω (мин.: 468 Ω, макс.: 951 Ω), а порог стимуляции составлял 0,8 В ± 0,26 В (мин.: 0,2 В, макс.: 2,2 В), при этом длительность стимула была установлена на стандартную 0,4 мс.
После наблюдения в течение 3 месяцев и 6 месяцев с прерывистой стимуляцией средний сенсорный потенциал миокарда составлял 7,4 мВ ± 1,2 мВ (мин.: 4.0 мВ, макс.: 12.0 мВ) и 6.3 мВ ± 1.0 мВ (мин.: 4.2 мВ, макс.: 10.3 мВ) соответственно. Измеренное среднее сопротивление провода составило 869 Ω ± 32 Ω (мин.: 760 Ω, макс.: 975 Ω) и 725 Ω ± 96 Ω (мин.: 370 Ω, макс.: 1014 Ω), соответственно, а порог стимуляции изменился на 1,2 В ± 0,3 В (мин.: 0.2 В, макс.: 2.2 В) и на 1.4 В ± 0.3 В (мин.: 0.5 В, макс.: 2.3 В), соответственно. Все изменения параметров за этот период не были статистически значимыми (P > 0,05), а биполярные и униполярные параметры следовали сопоставимым тенденциям (рис. 7 и табл. 1).
Один случай был прекращен досрочно из-за частичного проникновения свинца, что привело к резкому падению импеданса, наблюдавшемуся на второй день после имплантации. Позже, в течение второго месяца наблюдения, было замечено постепенное повышение порога, и стимуляция на высокой мощности вызвала мышечную фасцикуляцию. Животное оставалось бессимптомным, но во время вскрытия было обнаружено, что кончик ходового провода проник через нижнюю стенку миокарда в перикард на длину примерно на 3 мм. Кровотечения и признаков инфекции не наблюдалось.
До процедуры, на 1-й день после процедуры и на 7-й день после процедуры, среднее количество лейкоцитов составляло 5,9 × 10 9 / л, 7,37 × 10 9 / л и 7,42 × 10 9 / л, соответственно, средние уровни гемоглобина составляли 105 г / л, 113 г / л и 110 г / л соответственно, а среднее количество тромбоцитов составляло 317 × 10 9 / л, 274 × 109/л и 219 × 109/л соответственно. Лабораторные показатели не продемонстрировали существенных изменений в течение первой недели после процедуры (P > 0,05 для всех). При микроскопической оценке поверхность свинцового кремния была покрыта волокнистой тканью (с приблизительной толщиной 100 мкм), но клеток обнаружено не было (рис. 8).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig01.jpg"> Рисунок 1: Хирургическая диссекция яремной вены. После разрезания кожи образуется подкожный карман, и яремная вена обнажается, лигируется дистально и поддерживается синей резинкой проксимально. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig01large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig02.jpg"> Рисунок 2: Рентгеноскопия во время имплантации отведения кардиостимулятора. Через наружную яремную вену вводится стимуляционный отведение, и с помощью предварительно сформированного стилета отведение продвигается к верхушке правого желудочка, где оно закрепляется пассивной фиксацией силиконовыми зубцами. Прикрепленный кардиостимулятор закапывается в подкожный карман в области шеи. Стрелка указывает на дистальное полусферическое кольцо (зеленый) и проксимальный цилиндрический кольцевой (красный) электроды. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig02large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig03.jpg"> Рисунок 3: Репрезентативные измерения зондируемых потенциалов миокарда желудочков. Желудочковое зондирование и измерения его амплитуды показаны во время острой фазы после стимуляции позиционирования отведения (слева) и после имплантации кардиостимулятора (справа). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig03large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig04.jpg"> Рисунок 4: Закрепление ведущего темпа. Фиксация провода двумя нерассасывающимися швами через резиновый рукав (стрелку) к подлежащей ткани фиксирует его в нужном положении и предотвращает его вывих. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig04large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig05.jpg"> Рисунок 5: Размещение кардиостимулятора. Кардиостимулятор закапывают в подкожный карман и промывают повидон-йодом. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig05large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig06.jpg"> Рисунок 6: Измерение порога темпа. Используя функцию исследования неинвазивной стимуляции кардиостимулятора, проводится стимуляция с более высокой, чем нативная частота сердечных сокращений. Стимулы стимуляции помечаются буквой P. Порог стимуляции оценивается с помощью различных выходов стимула. (A) Репрезентативный пример эндокардиального потенциала захвата желудочков показан для выходного напряжения 0,8 В при 0,4 мс, (B) но потеря захвата наблюдается при снижении выходного напряжения до 0,6 В при 0,4 мс. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig06large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig07.jpg"> Рисунок 7: Наблюдение за параметрами стимуляции модели кардиостимуляции лепорина. Построены тренды порога (A) стимуляции, (B) импеданса стимуляции и (C) зондирования миокарда для всех субъектов. Средние униполярные (полная линия) и биполярные значения (пунктирная линия) выделены жирным шрифтом. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig07large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig08.jpg"> Рисунок 8: Эксплантированный образец свинца. Желудочковая часть разрезается эксплантированным кардиостимулятором. (А) Макроскопическое изображение и (Б) микроскопическое изображение, окрашенное толуидиновым синим, показывают поверхность кремния, покрытую слоем волокнистой ткани. Масштабные линейки = (А ) 1 см, (В) 10 мкм. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig08large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig09.jpg"> Рисунок 9: Тенденции желудочкового зондирования и импеданса свинца. Репрезентативный пример (А) непрерывного и стабильного желудочкового зондирования миокарда и (Б) тенденций импеданса желудочкового отведения в течение 236 дней наблюдения. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig09large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig10.jpg"> Рисунок 10: Желудочковые эндомиокардиальные электрограммы. Желудочковые потенциалы, воспринимаемые кардиостимулятором, изображены с (А) униполярными и (В) биполярными соединениями. Потенциал Т-волны более отчетлив при униполярном соединении, но не вызывает сверхчувствительности. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig10large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td rowspan="2">Однополюсный</td>
			<td colspan="3" rowspan="2">перипроцедурный</td>
			<td colspan="6">Последующая деятельность</td>
		</tr><tr><td colspan="3">3 месяца</td>
			<td colspan="3">6 месяцев</td>
		</tr><tr><td>Ощущаемый потенциал миокарда [мВ]</td>
			<td colspan="3">5.6 ± 0.8</td>
			<td colspan="3">7.4 ± 1.2</td>
			<td colspan="3">6.3 ± 1.0</td>
		</tr><tr><td>Порог темпа [V при 0,4 мс]</td>
			<td colspan="3">0,8 ± 0,3</td>
			<td colspan="3">1.2 ± 0.3</td>
			<td colspan="3">1.4 ± 0.3</td>
		</tr><tr><td>Импеданс свинца [Ω]</td>
			<td colspan="3">675 ±74</td>
			<td colspan="3">869 ±32</td>
			<td colspan="3">725 ± 96</td>
		</tr></tbody></table>Таблица 1: Последующее наблюдение за параметрами кардиостимуляции модели сердечной стимуляции лепорина. Значения воспринимаемого потенциала миокарда, порога стимуляции и импеданса отведения выражаются как среднее значение ± SEM за 3 месяца и 6 месяцев наблюдения.
Дополнительный рисунок S1: Схема имплантированной системы трансвенозной стимуляции размером с человека у кролика. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512_Figure-schematic.pdf" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing at JoVE.com

Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing

Мы представляем минимально инвазивную лепориновую модель долгосрочной кардиостимуляции, которая может быть использована для искусственного электрокардиостимуляции и развития сердечной недостаточности в доклинических исследованиях.

Трансляционная кроличья модель хронической кардиостимуляции

Animal models of cardiac pacing are beneficial for testing novel devices, studying the pathophysiology of artificially paced heart rhythms, and studying ...

Этот метод может помочь ответить на критические вопросы в области сердечно-сосудистой системы, такие как последствия хронической кардиостимуляции. Это также может помочь в разработке новых методов и внедрении их в практику. Основным преимуществом данной модели является малоинвазивный подход к имплантации трансвенозного отведения.В этой модели используются простые хирургические методы, и результаты легко воспроизводимы. Для начала найдите наружную яремную вену и отметьте ее положение на коже обезболиваемого животного. Стерилизуйте всю операционную область с помощью повидон-йода и поместите стерильную простыню, чтобы закрыть операционное место отверстием над отмеченной яремной областью.Сделайте разрез на коже параллельно отмеченной яремной вене. Найдите наружную яремную вену и изолируйте длиной в один сантиметр от прилегающей фиброзной ткани и сосудистого пучка. Найдите сонную артерию для ориентации и предотвращения ее травмирования.Создайте карман в подкожной клетчатке для размещения кардиостимулятора. Используйте ножницы для тупого рассечения, чтобы предотвратить чрезмерное кровотечение и повреждение тканей. Закрепите сосуд с помощью резиновой стяжки на обоих концах изолированного сегмента сосуда и закройте кровоток.Используя стандартную технику вырубки, отрежьте стерильным лезвием примерно одну треть окружности стенки сосуда. Используйте кирку для сосудов, чтобы широко открыть разрез, и введите в просвет один пассивный провод для стимуляции. Под рентгеноскопическим контролем продвигайте кончик отведения к вершине правого желудочка.Придайте стилету форму кривой и используйте его, чтобы направить отведение, чтобы пройти трехстворчатое кольцо к вершине правого желудочка. Следите за тем, чтобы кончик провода не поддерживался стилетом, чтобы поводок оставался гибким и атравматичным при прикосновении к ткани. Затем проверьте параметры темпа.Сигнал и импеданс, воспринимаемые желудочковым отведением, должны быть стабильными, а порог стимуляции должен быть низким. Не должно быть фасцикуляции соседних мышц. Закрепите ведущее положение, сшив его через защитный резиновый рукав к нижележащей фиброзной ткани.Снимите резиновые стяжки и загерметизируйте просвет сосуда вокруг провода и дистально с помощью шелковых стяжек. Подсоедините кардиостимулятор к проводу стимуляции и закрепите разъем IS-1 с помощью винта. Закопайте кардиостимулятор и дополнительную длину провода в предварительно сформированный подкожный карман.Промойте карман повидон-йодом. Зашивают кожу раны с помощью монофиламентной нити. Установите желаемую программу темпа и выполните окончательную проверку параметров темпа.После выполнения послеоперационной процедуры опросите кардиостимулятор и установите резервный режим стимуляции, выбрав минимальную базовую ставку в меню «Параметры». Непрерывно записывайте импеданс кардиостимулятора, начав сбор данных в меню диагностики программатора кардиостимулятора. В программаторе кардиостимулятора выберите «Тестовое меню» и на вкладке «Зондирование» запишите потенциал миокарда, измерив амплитуду желудочкового чувства.Измеряйте как униполярные, так и биполярные потенциалы миокарда. Используйте функцию исследования неинвазивной стимуляции для измерения порога стимуляции. Оцените порог стимуляции для различных длительностей стимула и выразите его в вольтах.Используйте внутрисердечные электрограммы или поверхностную ЭКГ для определения потери захвата до того, как выходной сигнал стимуляции станет подпороговым. Повторяйте это регулярно с еженедельными допросами. В общей сложности шесть животных были включены в исследование с успешной имплантацией системы стимуляции с наконечником проводящего провода, расположенным в верхушке правого желудочка.На момент имплантации средний воспринимаемый потенциал миокарда составлял 5,6 вольт. Импеданс свинца составлял 675 Ом, а измеренный порог стимуляции составлял 0,8 вольта при длительности стимула, установленной на 0,4 миллисекунды. После наблюдения в три раза в шесть месяцев с прерывистой стимуляцией средний воспринимаемый потенциал миокарда составлял приблизительно 7,4 милливольта и 6,3 милливольта соответственно.Измеренное среднее сопротивление провода составляло около 869 Ом и 725 Ом соответственно. В то время как порог стимуляции изменился на 1,2 и 1,4 вольта соответственно / Все изменения параметров не были статистически значимыми за этот период, а биполярные и униполярные параметры следовали аналогичным тенденциям. В течение первой недели после процедуры существенных изменений в лейкоцитах, гемоглобине и количестве тромбоцитов не наблюдалось.При микроскопической оценке поверхность свинцового кремния была покрыта волокнистой тканью, но никаких клеток обнаружено не было. После тренировки операцию можно сделать за 30 минут. Во время процедуры необходимо бережное обращение с тканями, а при манипуляциях с проводом необходимо обеспечить рентгеноскопический контроль, чтобы избежать травм.Процедура дает хорошее понимание имплантации системы стимуляции. Разработанная модель затем оптимально подходит для изучения хронического сердечного ритма и исследования результирующей кардиомиопатии.

Research

JoVE Journal

Medicine

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Мочевой пузырь Вздутие Вызванные висцеромоторный Ответы в качестве модели для мочевого пузыря боли у мышей

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve (IoN-CCI) to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Хронический Сужение Травма крысы подглазничного нерва (ION-ТПП) для изучения невралгия тройничного нейропатической боли

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Хроническая сердечная ишемия модель в свиней, с помощью Ameroid удав

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Development of Recombinant Proteins to Treat Chronic Pain

Разработка рекомбинантных белков для лечения хронической боли

Chronic pain is difficult to treat and new approaches to resolve persistent pain are urgently needed. Anti-inflammatory cytokines are promising candidates ...

Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery

Хирургическое свиной модель хронической ишемии сердца, лечили-насос аортокоронарное шунтирование трансплантата

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

Изометрические сократимости измерение верхней брыжеечной артерии мыши, с помощью проволоки миография

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Трансторакальная эхокардиографическая экспертиза в модели кролика

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...

Isolation and Purification of Murine Cardiac Pericytes

Изоляция и очищение моринских кардиологических перицитов

Pericytes, perivascular cells of microvessels and capillaries, are known to play a part in angiogenesis, vessel stabilization, and endothelial barrier ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Кролик Венозное взаимодействие Модель имитация реваскуляризации хирургии с использованием вены трансплантатов для оценки интимальной гиперплазии под артериальным давлением крови

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

Интактная модель ишемического грызуна перикарда

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...