Name: autofluorescence imaging to evaluate red algae physiology
Uploaded: 2023-02-17T13:25:00
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Questa ricerca è stata condotta nell'ambito dei progetti TIN2015-68454-R e 20961/PI/18, finanziati dal Ministero spagnolo dell'Economia e della Competitività e dalla Fondazione Séneca della Regione di Murcia. Irene Hernández Martínez e Francisco Javier Ibáñez López della Sezione di Supporto Statistico dell'Area Scientifica e di Ricerca dell'Università di Murcia (Sección de Apoyo Estadístico (SAE), Área Científica y de Investigación (ACTI), Universidad de Murcia, (Figura 1 sono stati disegnati utilizzando immagini di Servier Medical Art. Servier Medical Art by Servier è sotto licenza Creative Commons Attribuzione 3.0 Unported License (https://creativecommons.org/licenses/by/3.0/)

La specie algale Chroothece mobilis è stata utilizzata per il presente studio. La specie è stata ottenuta dalla collezione di colture Microalgae Edaphic SE Spain, MAESE 20.29. Una panoramica del protocollo è illustrata nella Figura 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64533/64533fig01.jpg"> Figura 1: Panoramica dello studio. Chrooth...

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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+fluorometric+characterization+of+phytoplankton+community+composition+using+the+Algae+Online+Analyser.">Spectral fluorometric characterization of phytoplankton community composition using the Algae Online Analyser.</a> Water Research. 44 (8), 2461-2472 (2010).</li><li>Kieleck, C., Bousquet, B., Le Brun, G., Cariou, J., Lotrian, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+induced+fluorescence+imaging:+application+to+groups+of+macroalgae+identification.">Laser induced fluorescence imaging: application to groups of macroalgae identification.</a> Journal of Physics D: Applied Physics. 34 (16), 2561-2571 (2001).</li><li>Coronado-Parra, T., Rold&#225;n, M., Aboal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Confocal+microscopy+in+ecophysiological+studies+of+algae:+a+door+to+understanding+autofluorescence+in+red+algae.">Confocal microscopy in ecophysiological studies of algae: a door to understanding autofluorescence in red algae.</a> Microscopy and Microanalysis. 28 (1), 218-226 (2022).</li><li>Mulec, J., Kosi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lampenflora+algae+and+methods+of+growth+control.">Lampenflora algae and methods of growth control.</a> Journal of Cave and Karst Studies. 71 (2), 109-115 (2009).</li><li>Nelissen, B., De Baere, R., Wilmotte, A., De Wachter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phylogenetic+relationships+of+nonaxenic+filamentous+cyanobacterial+strains+based+on+16S+rRNA+sequence+analysis.">Phylogenetic relationships of nonaxenic filamentous cyanobacterial strains based on 16S rRNA sequence analysis.</a> Journal of Molecular Evolution. 42 (2), 194-200 (1996).</li><li>Rold&#225;n, M., Oliva, F., G&#243;nzalez Del Valle, M. 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Alcune alghe rosse unicellulari o coloniali, come Chroothece, crescono lentamente in vitro, ma contengono più composti autofluorescenti che possono essere analizzati mediante analisi spettrale al microscopio confocale, dove possono essere rilevate differenze nei picchi di emissione di pigmento. La microscopia a fluorescenza confocale spettrale ha permesso di condurre studi in vivo per valutare l'adattamento o l'acclimatazione di organismi fotosintetici 8,10,17,18,19,20....

Le alghe rosse, come il genere Chroothece, possono crescere in habitat estremi, dove spesso devono far fronte a marcati cambiamenti ambientali1. Inondazioni e siccità sono frequenti nelle regioni semi-aride dove questo genere può essere trovato, e alcune specie sono state segnalate in torrenti, scogliere, grotte o persino acque termali2. Tuttavia, la maggior parte delle volte, le variabili biologiche, come la competizione o il pascolo, relegano le specie a condizioni non ottimali per la loro crescita. Poiché questi organismi sono spesso difficili da coltivare e non crescono o crescono molto lentamente in condizioni di laboratorio, una delle principali limitazioni è la dimensione del campione disponibile. Pertanto, è molto importante seguire metodi non distruttivi o metodi che comportano una manipolazione minima del campione 3,4.
Le abilità fisiologiche necessarie per sopravvivere in questi ambienti difficili possono essere monitorate seguendo i cambiamenti nei loro sistemi fotosintetici. I meccanismi metabolici, l'efficienza fotosintetica e la sensibilità alla luce o alle condizioni di coltura possono essere rivelati dai profili di emissione di fluorescenza dei pigmenti, a causa di accurati cambiamenti nel loro trasferimento di energia o intrappolamento 5,6,7,8.
L'autofluorescenza dei composti cellulari può essere utilizzata come marker per la citodiagnosi o come indicatore naturale dello stato cellulare o del metabolismo in risposta a segnali esterni e interni attraverso cambiamenti nell'emissione9. Può anche essere usato per discriminare tassonomicamente diversi gruppi di organismi fotosintetici10. A seconda della posizione filogenetica dei microrganismi fototrofi, si possono trovare diverse caratteristiche di fluorescenza in vivo. Pertanto, un'identificazione tassonomica basata sulle caratteristiche in vivo della fluorescenza fototrofica (compresi gli spettri di assorbimento e di emissione della fluorescenza) è stata tentata in diverse occasioni11,12. A causa della diversità nei pigmenti accessori tra i taxa di fitoplancton, le differenze nelle lunghezze d'onda alle quali viene stimolata la fluorescenza della clorofilla a (Chl a), o le differenze negli spettri di emissione, possono essere utilizzate per dedurre la tassonomia13. Gli spettri di eccitazione ed emissione di fluorescenza in vivo di questi campioni si basano non solo sui phyla delle alghe, ma anche sull'adattamento del fotosistema14. L'efficienza del trasferimento di energia a Chl a, o il rapporto tra Chl a e pigmenti accessori, e il contenuto di pigmenti cellulari sono sensibili alle condizioni di crescita5.
Le alghe rosse, in particolare Chroothece, hanno diversi pigmenti fluorescenti accessori: ficobiliproteine e carotenoidi; I primi si concentrano nei ficobilisomi attaccati ai tilacoidi dei cloroplasti. Le ficobiliproteine (ficocianina, ficoeritrina e alloficocianina) possono catturare la luce a diverse lunghezze d'onda e trasmetterla a Chl a, il che rende possibile la fotosintesi in condizioni di luce e coltura molto diverse15. Ad esempio, le specie di Chroothece possono crescere all'interno di grotte o quasi emergere in torrenti calcarei leggermente salini2.
Le luci monocromatiche influenzano la crescita e la composizione pigmentata degli organismi fotosintetici e sono state studiate per prevenire o controllare la crescita di organismi fotosintetici nelle caverne. Mulec et al. hanno dimostrato che l'illuminazione arricchita di rosso promuove la crescita di cianobatteri, alghe e piante16. Studi precedenti hanno anche riportato che la luce verde influisce sulla composizione del pigmento dei cianobatteri17, mentre altri hanno rivelato che la luce verde impedisce la crescita della maggior parte degli organismi fotosintetici e alcuni cianobatteri mostrano una riduzione dei tilacoidi e un'intensità media di fluorescenza più debole18.
Per comprendere la capacità di Chroothece come organismo modello di superare condizioni difficili, le cellule coltivate sono state esposte a crescenti intensità luminose e luce monocromatica (verde o rossa)15, per vedere come affronta le condizioni di scarsa illuminazione delle grotte (dove predomina la luce rossa). Il protocollo qui presentato riproduce l'effetto delle suddette variabili sulle ficobiliproteine di Chroothece a livello cellulare utilizzando la propria autofluorescenza.
Al giorno d'oggi, la fluorescenza è comunemente usata come strumento per studiare le risposte fisiologiche di piante vascolari, microalghe, macroalghe e cianobatteri13,14,16. La microscopia a fluorescenza confocale spettrale è uno strumento eccellente per gli studi in vivo per valutare la fisiologia dei campioni fotosintetici a livello di singola cellula 10,17,18,19,20, evitando i problemi associati al basso tasso di crescita in laboratorio e le difficoltà di ottenere abbastanza biomassa per i metodi di estrazione e biochimici associati8 . Una volta che le cellule vengono trattate in diverse condizioni di coltura per 2 settimane, il profilo di scansione lambda può essere misurato in vivo. Sebbene ci siano diverse pubblicazioni in cui sono state utilizzate diverse lunghezze d'onda di eccitazione mediante imaging confocale 3,4,10,17, la maggior parte delle ficobiliproteine e Chl a possono essere rilevate utilizzando una linea di eccitazione a lunghezza d'onda di 561 nm e l'emissione rilevata varia da 570 a 760 nm di lunghezza d'onda. Questi criteri sono stati basati su un'analisi precedentemente eseguita 10 con pigmenti puri commerciali (Tabella 1) mediante imaging confocale e sui risultati ottenuti in diverse specie di alghe20,21,22.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td rowspan="2">Pigmenti</td>
			<td rowspan="2">λflmax (nm)</td>
			<td colspan="8">λ exc (nm)</td>
		</tr><tr><td>351</td>
			<td>364</td>
			<td>458</td>
			<td>476</td>
			<td>488</td>
			<td>514</td>
			<td>543</td>
			<td>633</td>
		</tr><tr><td>Chl a</td>
			<td>660.9-678.1</td>
			<td>43,4 ± 1,8</td>
			<td>11,2 ± 0,2</td>
			<td>1,8 ± 0,05</td>
			<td>2,0 ± 0,08</td>
			<td>12,2 ± 0,7</td>
			<td>6,0 ± 0,3</td>
			<td>4,2 ± 0,16</td>
			<td>80,7 ± 1,5</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">R-PE</td>
			<td>569.2-583.3</td>
			<td>5,9 ± 0,6</td>
			<td>5,9 ± 0,16</td>
			<td>11,1 ± 0,04</td>
			<td>42,2 ± 0,3</td>
			<td>100,0 ± 0</td>
			<td>90,0 ± 0,3</td>
			<td>99,2 ± 0,08</td>
			<td>-</td>
		</tr><tr><td>652.1-668.6</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>1,5 ± 0,01</td>
			<td>3,7 ± 0,04</td>
			<td>26,7 ± 0,5</td>
			<td>8,7 ± 0,16</td>
			<td>11,1 ± 0,16</td>
			<td>11,3 ± 0,2</td>
		</tr><tr><td>C-PC</td>
			<td>636.2-676.4</td>
			<td>2,3 ± 0,04</td>
			<td>1,0 ± 0,01</td>
			<td>0,6 ± 0,004</td>
			<td>0,7 ± 0,008</td>
			<td>2,0 ± 0,08</td>
			<td>2,0 ± 0,04</td>
			<td>3,3 ± 0,16</td>
			<td>33,6 ± 0,9</td>
		</tr><tr><td>APC-XL</td>
			<td>667.3-683.8</td>
			<td>15,1 ± 1,5</td>
			<td>9,6 ± 0,98</td>
			<td>1,0 ± 0,04</td>
			<td>1,2 ± 0,08</td>
			<td>5,9 ± 0,7</td>
			<td>4,1 ± 0,5</td>
			<td>23,2 ± 3,5</td>
			<td>91,4 ± 2,3</td>
		</tr></tbody></table>Tabella 1: Informazioni sui pigmenti puri utilizzate per eseguire l'analisi della scansione lambda. Questa tabella mostra i picchi di emissione e i massimi di banda di spalle/fluorescenza di diversi fluorocromi/pigmenti mediante spettrofotometria di imaging confocale per tutte le lunghezze d'onda di eccitazione e la percentuale di emissione luminosa da parte di pigmenti/fluorocromi. I valori sono stati calcolati con la formula: = MFI*100/255. Ogni valore è la media ± SE (media ± errore standard dalla media). Per calibrare il microscopio laser a scansione confocale sono stati utilizzati pigmenti puri come segue 1,2,10. La clorofilla a è stata ottenuta da Spinacia oleracea, R-phycoerythrin (R-PE) da Porphyra tenera e C-phycocyanin (C-PE) da Spirulina sp. Tutte le specie sono state sciolte in acqua distillata filtrata. L'allophycocyanin-XL (APC-XL) è stata ottenuta da Mastigocladus laminosus, che è stato sciolto in solfato di ammonio (60%) e fosfato di potassio (pH = 7) per raggiungere una concentrazione di 38 mM. Le scansioni sono state eseguite con 400 μL di ciascuna soluzione di pigmento (concentrazione di 1 mg/ml) utilizzando una camera inferiore di vetro coperta a 8 pozzetti.
Lo studio di una singola lunghezza d'onda di eccitazione è una prima approssimazione abbastanza utile. In questo caso, tuttavia, è necessario chiarire il contributo relativo dei diversi complessi nel segnale di fluorescenza, che si raccomanda di eseguire un rapporto di fluorescenza o un'analisi dello spettro a diverse lunghezze d'onda, tra gli altri metodi.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>&#181;-Dish 35 mm, high Glass Bottom</td>
			<td>Ibidi&#160;</td>
			<td>81158</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 black well plate</td>
			<td>Ibidi</td>
			<td>82406</td>
			<td>&#160;flat and clear bottom for high throughput microscopy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Algae Incubator</td>
			<td>Panasonic</td>
			<td>MLR-352-PE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal laser scanning microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>SP8 TCS</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flask</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15380591</td>
			<td>Can be purchased in a local convenience store or online stores.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>green filter</td>
			<td>PNTA, LEE filters</td>
			<td>-</td>
			<td>Can be purchased in a local convenience store or online stores.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HC PL APO 63X/1.30 GLYC CORR CS2</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>506353</td>
			<td>Glycerol immersion lens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image acquisition software. LAS X</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>SP8 TCS</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light source</td>
			<td>Panasonic</td>
			<td>FL40SSENW/37MLR-352-PE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quantum photoradiometer</td>
			<td>DeltaOhm&#160;</td>
			<td>DO 9721</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R software</td>
			<td>R Core Team, 2020</td>
			<td>4.0.2.</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>red filter</td>
			<td>PNTA, LEE filters</td>
			<td>-</td>
			<td>Can be purchased in a local convenience store or online stores.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SWES medium</td>
			<td>University of Murcia</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Type G Immersion liquid</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>11513910</td>
			<td>Glycerol&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

autofluorescence imaging to evaluate red algae physiology

Le alghe rosse (Rhodophyta) contengono ficobiliproteine e colonizzano gli habitat con luce fioca, tuttavia alcune (ad esempio, alcune specie di Chroothece ) possono anche svilupparsi in pieno sole. La maggior parte delle rodofite sono rosse, tuttavia alcune possono apparire bluastre, a seconda della proporzione di biliproteine blu e rosse (ficocianina e ficoeritrina). Diverse ficobiliproteine possono catturare la luce a diverse lunghezze d'onda e trasmetterla alla clorofilla a, il che rende possibile la fotosintesi in condizioni di luce molto diverse. Questi pigmenti rispondono ai cambiamenti dell'habitat nella luce e la loro autofluorescenza può aiutare a studiare i processi biologici. Utilizzando Chroothece mobilis come organismo modello e la modalità di scansione lambda spettrale in un microscopio confocale, è stato studiato l'adattamento dei pigmenti fotosintetici a diverse luci monocromatiche a livello cellulare per indovinare le condizioni di crescita ottimali della specie. I risultati hanno mostrato che, anche quando il ceppo studiato è stato isolato da una grotta, si è adattato sia a intensità luminose fioche che medie. Il metodo presentato è particolarmente utile per studiare gli organismi fotosintetici che non crescono o crescono molto lentamente in condizioni di laboratorio, come di solito accade per coloro che vivono in habitat estremi.

La clorofilla a generalmente assorbe le lunghezze d'onda blu e rosse della luce visibile, mentre le ficobiliproteine usano lunghezze d'onda verdi, gialle e arancioni7. L'autofluorescenza di questi pigmenti rende possibile il primo approccio per studiare le ficobiliproteine e il comportamento della clorofilla in condizioni sperimentali e di campo.
Confrontando i dati ottenuti e tracciando su grafici diversi, è possibile distinguere cambiamenti significativi nell'intensi...

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Autofluorescence Imaging to Evaluate Red Algae Physiology

Il presente protocollo descrive l'imaging autofluorescenza passo-passo e la valutazione dei cambiamenti ficobiliproteici nelle alghe rosse sulla base dell'analisi spettrale. Questo è un metodo privo di etichette e non distruttivo per valutare l'adattamento cellulare ad habitat estremi, quando è disponibile solo materiale scarso e le cellule crescono lentamente, o per niente, in condizioni di laboratorio.

Autofluorescenza per valutare la fisiologia delle alghe rosse

Red algae (Rhodophyta) contain phycobiliproteins and colonize habitats with dim light, however some (e.g., some Chroothece species) can also develop in ...

Questo protocollo microscopico confocale permetterà l'interpretazione del comportamento ecologico e degli adattamenti delle microalghe da ambienti estremi con crescita lenta in laboratorio utilizzando l'autofluorescenza dei loro pigmenti. Questa tecnica non è invasiva e riduce al minimo gli artefatti in quanto non vengono utilizzati composti chimici. Conoscere le prestazioni dei pigmenti degli autotrofi e la corrispondente crescita permetterà la progettazione dei metodi di controllo che è il più grande interesse per le grotte turistiche e i monumenti architettonici.Iniziare a preparare l'inoculo di Chroothece mobilis trasferendolo dalla coltura di agar al mezzo di acqua di mare o al mezzo liquido SWES. Mantenere tutte le colture per due settimane con un periodo di foto scure da 16 a 8 a 20 gradi Celsius sotto una bassa intensità di luce bianca e senza agitare fino ad ottenere la densità cellulare desiderata. Utilizzare un millilitro della coltura di fase esponenziale con cinque volte 10 alla terza cella per millilitro di densità cellulare da inoculare in una piastra a 24 pozzetti per diversi esperimenti.Per riprodurre l'effetto di luce monocromatica, utilizzare il filtro verde che consente alla luce verde di passare da 470 a 570 nanometri con un picco alla lunghezza d'onda di 506 nanometri e alla luce rossa regolata utilizzando un filtro tra 590 e 720 nanometri e picchi a 678 nanometri. Esporre le colture cellulari a questa luce per due settimane. Accendere tutti i componenti del microscopio a scansione laser confocale invertito, incluso il laser.Montare le celle nel mezzo di crescita SWES da ciascun pozzetto sperimentale della piastra a 24 pozzetti su un piatto di vetro da 35 millimetri per l'imaging. Scegli l'obiettivo ad immersione numerica 63X o 1,30 o NA glicerolo e posiziona il glicerolo sull'obiettivo. Quindi, posizionare la piastra del pozzetto sul palco del microscopio assicurandosi che il campione non si muova durante l'acquisizione dell'immagine.Centrare il campione nel percorso della luce e concentrarsi sul centro della cella selezionando il piano con la più alta intensità di fluorescenza. Una volta fatto, apri il software di acquisizione delle immagini e scegli XY lambda dall'elenco a discesa nella modalità di acquisizione. Selezionare la linea di eccitazione del laser 561 nanometri, otto bit di gamma dinamica e 1024 per 1024 pixel.Raccogli gli spettri di emissione di fluorescenza nella larghezza di banda di 10 nanometri e la dimensione del passo lambda di quattro nanometri nell'intervallo da 570 a 760 nanometri. Impostare il foro stenopeico su un'unità d'aria ed eseguire l'acquisizione della scansione lambda. Dopo aver ripetuto questo processo in diversi campi visivi e nelle diverse condizioni di luci rosse e verdi, salvare tutti i dati.Una volta acquisita la scansione lambda, fare clic sulla finestra di quantificazione nella parte superiore del software per valutare gli spettri di emissione di fluorescenza raccolti. Vai alla finestra aperta del progetto e seleziona un file lambda XY. Selezionare l'analisi del profilo impilato nel software di imaging e definire una regione di interesse di quattro micrometri quadrati al centro di una cella per analizzare l'intensità media della fluorescenza.Esporta i dati e il CSV prima di ripetere il processo con celle diverse in condizioni diverse. Successivamente, aprire i file CSV per selezionare i diversi picchi di emissione di fluorescenza di tutte le regioni di interesse misurate selezionando i dati di massima fluorescenza di ficoeritrina ficocianina, C.phycocyanin, allophycocyanin e clorofilla A rispettivamente nel file CSV. Una volta fatto, creare una nuova tabella con tutti i valori massimi di fluorescenza ottenuti da ciascun picco di ficobiliproteine e clorofilla e tracciare i dati su un grafico.Sono state osservate differenze significative nell'intensità media della fluorescenza. L'intensità media di fluorescenza della ficoeritrina ficocianobilina è diminuita significativamente quando le cellule sono state esposte a luce verde monocromatica. Al contrario, non è stata osservata alcuna differenza nella luce rossa rispetto al controllo.La luce verde ha avuto l'effetto opposto sull'alloficocianina e sulla clorofilla A in cui l'intensità media della fluorescenza è aumentata significativamente a causa dell'adattamento dei complessi di antenne a causa dell'aumento della quantità o della migliore connettività dei complessi di antenne, tra gli altri. La luce rossa ha prodotto un aumento non significativo della fluorescenza dell'alloficocianina e della clorofilla. Per studiare l'effetto delle diverse condizioni di crescita sulle cellule in coltura, è fondamentale eseguire le misurazioni esattamente con le stesse impostazioni del microscopio.E' possibile analizzare altri parametri ambientali rilevanti per la coltura di organismi di autofluorescenza, nonché il segnale di fluorescenza all'interno dello spettro visibile. Questa tecnica è un approccio molto potente per studiare organismi viventi con diversi pigmenti di autofluorescenza.

Research

JoVE Journal

Biology

Imaging Exocytosis in Retinal Bipolar Cells with TIRF Microscopy

Esocitosi imaging in cellule bipolari della retina con microscopia TIRF

Total internal reflectance fluorescence (TIRF) microscopy is a technique that allows the study of events happening at the cell membrane, by selective ...

Ricerca

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Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Basato sulla fluorescenza Misura Store-Entry operato di calcio in cellule vive: dal Cancer Cell coltura per fibra muscolare scheletrica

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

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Giant Preparazione liposomi per Immagini e di patch-clamp elettrofisiologia

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In Vitro Reconstitution of Light-harvesting Complexes of Plants and Green Algae

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In Vitro Ricostituzione di Complessi Light-raccolta di piante e alghe verdi

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Fisiologia Lab Dimostrazione: filtrazione glomerulare in un ratto

Measurements of glomerular filtration rate (GFR), and the fractional excretion of sodium (Na) and potassium (K) are critical in assessing renal function ...

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Registrazione di pressione intracavernosa per valutare la funzione erettile in roditori

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Quantification of Lipid Abundance and Evaluation of Lipid Distribution in Caenorhabditis elegans by Nile Red and Oil Red O Staining

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Quantificazione dell'abbondanza del lipido e valutazione della distribuzione del lipido in Caenorhabditis elegans Nilo rosso e macchie di olio rosso O

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Isolation of Retinal Arterioles for Ex Vivo Cell Physiology Studies

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