Name: tick artificial membrane feeding for ixodes scapularis
Uploaded: 2022-11-30T14:00:00
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1. Préparation de la chambre à membrane à tiques
<ol><li>Préparez une surface plane et non poreuse telle qu’un plan de verre ou une base métallique recouverte de céramique d’un support de bras en l’essuyant avec de l’éthanol à 70 %, puis recouvrez-la d’une seule couche de pellicule de plastique, en vous assurant que la pellicule de plastique est plate et sans bulles ni rides (voir la figure 1A).</li>
	<li>Collez du papier nettoyant 100% rayonne sur la sur...

<ol>
	<li>Rosenberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vital+signs:+trends+in+reported+vectorborne+disease+cases+-+United+States+and+territories,+2004-2016.">Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and territories, 2004-2016.</a> Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (17), 496-501 (2018).</li><li>Busch, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+movement+of+invasive+cattle+fever+ticks+(Rhipicephalus+microplus)+in+southern+Texas+leads+to+shared+local+infestations+on+cattle+and+deer.">Widespread movement of invasive cattle fever ticks (Rhipicephalus microplus) in southern Texas leads to shared local infestations on cattle and deer.</a> Parasites &amp; Vectors. 7, 188 (2014).</li><li>S&#252;ss, J., Klaus, C., Gerstengarbe, F. W., Werner, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+makes+ticks+tick?+Climate+change,+ticks,+and+tick-borne+diseases.">What makes ticks tick? Climate change, ticks, and tick-borne diseases.</a> Journal of Travel Medicine. 15 (1), 39-45 (2008).</li><li>Gray, J. S., Dautel, H., Estrada-Pe&#241;a, A., Kahl, O., Lindgren, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+climate+change+on+ticks+and+tick-borne+diseases+in+Europe.">Effects of climate change on ticks and tick-borne diseases in Europe.</a> Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases. 2009, 593232 (2009).</li><li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Ticks. , (1991).</li><li>Schwan, T. G., Piesman, J., Golde, W. T., Dolan, M. C., Rosa, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+an+outer+surface+protein+on+Borrelia+burgdorferi+during+tick+feeding.">Induction of an outer surface protein on Borrelia burgdorferi during tick feeding.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (7), 2909-2913 (1995).</li><li>Massung, R. F., Priestley, R. A., Miller, N. J., Mather, T. N., Levin, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inability+of+a+variant+strain+of+Anaplasma+phagocytophilum+to+infect+mice.">Inability of a variant strain of Anaplasma phagocytophilum to infect mice.</a> The Journal of Infectious Diseases. 188 (11), 1757-1763 (2003).</li><li>Koci, J., Bernard, Q., Yang, X., Pal, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Borrelia+burgdorferi+surface+protein+Lmp1+facilitates+pathogen+dissemination+through+ticks+as+studied+by+an+artificial+membrane+feeding+system.">Borrelia burgdorferi surface protein Lmp1 facilitates pathogen dissemination through ticks as studied by an artificial membrane feeding system.</a> Scientific Reports. 8 (1), 1910 (2018).</li><li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory.">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li><li>Hart, T., Yang, X., Pal, U., Lin, Y. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Lyme+borreliae+proteins+promoting+vertebrate+host+blood-specific+spirochete+survival+in+Ixodes+scapularis+nymphs+using+artificial+feeding+chambers.">Identification of Lyme borreliae proteins promoting vertebrate host blood-specific spirochete survival in Ixodes scapularis nymphs using artificial feeding chambers.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 9 (5), 1057-1063 (2018).</li><li>Hart, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+tropism+determination+by+convergent+evolution+of+immunological+evasion+in+the+Lyme+disease+system.">Host tropism determination by convergent evolution of immunological evasion in the Lyme disease system.</a> PLoS Pathogens. 17 (7), (2021).</li><li>Bernard, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasticity+in+early+immune+evasion+strategies+of+a+bacterial+pathogen.">Plasticity in early immune evasion strategies of a bacterial pathogen.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (16), 3788-3797 (2018).</li><li>Pierce, A. E., Pierce, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+note+on+the+cultivation+of+Boophilus+microplus+(Canestrini,+1887)+(Ixodidae:+Acarina)+on+the+embyonated+hen+egg.">A note on the cultivation of Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Ixodidae: Acarina) on the embyonated hen egg.</a> Australian Veterinary Journal. 32 (6), 144-146 (1956).</li><li>Doube, B. M., Kemp, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+temperature,+relative+humidity+and+host+factors+on+the+attachment+and+survival+of+Boophilus+microplus+(Canestrini)+larvae+to+skin+slices.">The influence of temperature, relative humidity and host factors on the attachment and survival of Boophilus microplus (Canestrini) larvae to skin slices.</a> International Journal for Parasitology. 9 (5), 449-454 (1979).</li><li>Kr&#246;ber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+feeding+assay+to+test+acaricides+for+control+of+hard+ticks.">An in vitro feeding assay to test acaricides for control of hard ticks.</a> Pest Management Science. 63 (1), 17-22 (2007).</li><li>Kuhnert, F., Diehl, P. A., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+life-cycle+of+the+bont+tick+Amblyomma+hebraeum+in+vitro.">The life-cycle of the bont tick Amblyomma hebraeum in vitro.</a> International Journal for Parasitology. 25 (8), 887-896 (1995).</li><li>Kr&#246;ber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks.">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li><li>Andrade, J. J., Xu, G., Rich, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+silicone+membrane+for+in+vitro+feeding+of+Ixodes+scapularis+(Ixodida:+Ixodidae).">A silicone membrane for in vitro feeding of Ixodes scapularis (Ixodida: Ixodidae).</a> Journal of Medical Entomology. 51 (4), 878-879 (2014).</li><li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infection+of+immature+Ixodes+scapularis+(Acari:+Ixodidae)+by+membrane+feeding.">Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) by membrane feeding.</a> Journal of Medical Entomology. 53 (2), 409-415 (2016).</li><li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+dynamics+and+antibiotic+elimination+of+symbiotic+Rickettsia+buchneri+in+the+tick+Ixodes+scapularis+(Acari:+Ixodidae).">Growth dynamics and antibiotic elimination of symbiotic Rickettsia buchneri in the tick Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae).</a> Applied and Environmental Microbiology. 87 (3), (2021).</li><li>Graham, E. E., Poland, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+Fluon+conditioning+for+capturing+cerambycid+beetles+in+different+trap+designs+and+persistence+on+panel+traps+over+time.">Efficacy of Fluon conditioning for capturing cerambycid beetles in different trap designs and persistence on panel traps over time.</a> Journal of Economic Entomology. 105 (2), 395-401 (2012).</li><li>Munderloh, U. G., Liu, Y., Wang, M., Chen, C., Kurtti, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment,+maintenance+and+description+of+cell+lines+from+the+tick+Ixodes+scapularis.">Establishment, maintenance and description of cell lines from the tick Ixodes scapularis.</a> Journal of Parasitology. 80 (4), 533-543 (1994).</li><li>Lehane, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+single+and+coinfections+of+human+pathogens+in+Ixodes+ticks+from+five+geographical+regions+in+the+United+States,+2013-2019.">Prevalence of single and coinfections of human pathogens in Ixodes ticks from five geographical regions in the United States, 2013-2019.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 12 (2), (2021).</li><li>Gonz&#225;lez, J., Bickerton, M., Toledo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+artificial+membrane+feeding+for+ixodid+ticks.">Applications of artificial membrane feeding for ixodid ticks.</a> Acta Tropica. 215, (2021).</li><li>Kr&#243;l, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+transmission+paths+for+three+different+Bartonella+spp.+in+Ixodes+ricinus+ticks+using+artificial+feeding.">Evaluating transmission paths for three different Bartonella spp. in Ixodes ricinus ticks using artificial feeding.</a> Microorganisms. 9 (5), 901 (2021).</li><li>Anderson, J. F., Magnarelli, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+of+ticks.">Biology of ticks.</a> Infectious Disease Clinics of North America. 22 (2), 195-215 (2008).</li></ol>

L’alimentation par membrane artificielle des tiques fournit un outil utile pour une variété de procédures expérimentales, mais n’est pas susceptible de remplacer l’alimentation animale pour toutes les applications. Le maintien de grandes colonies de tiques à tous les stades de la vie sans nourrir les animaux est généralement intenable. Au lieu de cela, le système d’alimentation artificiel est utile à d’autres fins, telles que l’infection des tiques avec des agents pathogènes non pris en charge par d...

Les maladies transmises par les tiques ont un impact important sur la santé des humains et des animaux dans le monde, étant responsables de plus des deux tiers de toutes les maladies associées aux vecteurs aux États-Unis entre 2004 et 20161. En outre, le nombre de cas a augmenté ces dernières années, de plus en plus de personnes et de bétail étant touchées par les tiques etles maladies qui leur sont associées2,3. Bien qu’il y ait probablement de nombreuses causes à la tendance à la hausse du nombre de cas, le changement climatique est un facteur important 3,4. L’augmentation continue prévue du nombre de cas de maladies transmises par les tiques souligne la nécessité de développer de nouveaux outils pour étudier les relations entre les tiques et les agents pathogènes qu’elles transmettent.
On sait que les tiques subissent des changements physiologiques et d’expression génique pendant l’alimentation et que ces changements jouent un rôle dans la transmission des agents pathogènes 5,6. Il peut être difficile d’effectuer des études qui examinent les effets de l’alimentation complète et partielle sur la transmission et l’acquisition d’agents pathogènes à l’aide de modèles animaux, en particulier dans les situations où les modèles de rongeurs ne sont pas sensibles à l’infection par un agent pathogène particulier. Par exemple, la souche Anaplasma phagocytophilum Variant-1 est naturellement transmise entre Ixodes scapularis et les cerfs, mais est incapable d’infecter les souris, ce qui complique l’infection des tiques en laboratoire7. Les systèmes d’alimentation artificiels peuvent également être appliqués pour aider à étudier des agents pathogènes tels que Borrelia burgdorferi via l’utilisation de mutants transgéniques qui ont des délétions de gènes qui inhibent la transmission ou l’infection8. L’utilisation d’un système d’alimentation artificiel aide les chercheurs à isoler le rôle des gènes en permettant à l’infection ou à la transmission de se produire uniquement du côté de la tique, isolant ainsi toute réponse de l’hôte qui pourrait confondre de telles études.
De même, certains stades de vie des tiques impliquées dans la transmission de maladies et d’animaux peuvent ne pas être incités à se nourrir d’espèces modèles de laboratoire communes. Les femelles d’Ixodes scapularis , par exemple, doivent être nourries avec des animaux plus gros, généralement des lapins9. Bien que souvent accessibles pour l’expérimentation en laboratoire, les exigences administratives et d’élevage liées à l’utilisation de lapins dépassent celles des petits rongeurs et peuvent être prohibitives pour certains laboratoires. Les autres espèces de tiques, en particulier celles qui suscitent des préoccupations vétérinaires, doivent être nourries avec du bétail ou d’autres gros animaux qui ne sont pas pratiques à utiliser dans la plupart des laboratoires. Les méthodes d’alimentation in vitro et d’infection, telles que l’alimentation par membrane artificielle, offrent des alternatives à l’utilisation d’animaux hôtes de grande taille ou exotiques.
De plus, l’utilisation d’un système d’alimentation artificiel permet certaines analyses qui peuvent ne pas être possibles avec les méthodes traditionnelles d’alimentation animale. Un exemple est que, en séparant la source sanguine du mécanisme d’alimentation, l’examen du rôle que le sang de différents hôtes peut avoir dans la transmission de B. burgdorferi devient possible10. Cet examen du sang de l’hôte et du rôle que joue le sang lui-même en l’absence de réponse immunitaire de l’hôte est un facteur important pour comprendre les cycles de transmission des agents pathogènes et un facteur auquel les systèmes d’alimentation artificiels sont en mesure d’aider à répondre11. Il devient également possible de quantifier le nombre exact de transmissions d’un agent pathogène au cours d’une alimentation plutôt que de simplement examiner le succès de la transmission et l’établissement chez un hôte 8,12.
Certaines des premières membranes d’alimentation artificielles fabriquées pour les tiques dures ont été fabriquées à partir de peaux d’animaux ou de membranes d’origine animale dans les années 1950 et 196013,14. En raison de la nature biologique de ces membranes, il y avait des problèmes à la fois avec la production de nouvelles membranes et la durée de conservation. Dans les années 1990, des membranes entièrement artificielles ont été développées qui utilisaient un support de filet, de papier ou de tissu imprégné de silicone15,16. Le silicone était idéal car ses propriétés physiques imitent l’élasticité et le léger collant de la peau, ainsi que sa nature bio-inhérente. Sur cette base, Krober et Guerin, dont cette technique était basée sur les travaux, ont décrit une technique d’alimentation par membrane de rayonne imprégnée de silicone pour l’alimentation artificielle d’I. ricinus17.
Le perfectionnement des méthodes pour I. scapularis, une espèce étroitement apparentée, a conduit à des différences notables dans la dureté du silicone utilisé dans l’imprégnation membranaire, la recette pour la production de membrane, les dimensions de la chambre et le stimulant de fixation. Bien que les améliorations rapportées dans cette étude aient abouti à des caractéristiques membranaires similaires à celles rapportées par Andrade et al., qui ont également développé une membrane à base de silicone basée sur Krober et Guerin pour une utilisation chez I. scapularis, il existe une différence dans les étapes d’imprégnation de silicone, ce qui permet la flexibilité d’utiliser ce protocole pour les stades de vie immatures de I. scapularis15, 18. Cette étude décrit également les ajouts et les modifications techniques basés sur l’utilisation répétée de cette méthode, les meilleures pratiques qui aboutissent à un flux réussi et le dépannage des problèmes qui peuvent survenir. Cette méthode a été utilisée pour nourrir tous les stades de vie actifs, infecter les tiques avec des bactéries pathogènes et exposer les tiques à de multiples doses d’antibiotiques19,20. Bien que la méthode d’alimentation par membrane artificielle présentée soit pour I. scapularis, cette méthode est facilement adaptable à d’autres espèces de tiques avec des modifications mineures de l’épaisseur de la membrane.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>00-10 Hardness Silicone</td>
			<td>Smooth-On</td>
			<td>Ecoflex 00-10</td>
			<td>Trial size from Smooth-On Store</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>00-50 Hardness Silicone</td>
			<td>Smooth-On</td>
			<td>Ecoflex 00-50</td>
			<td>Trial size from Smooth-On Store</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Hardness Silicone</td>
			<td>Smooth-On</td>
			<td>Mold Star 30</td>
			<td>Trial size from Smooth-On Store</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well cell culture plates</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adenosine triphosphate (ATP)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>A1852-1VL</td>
			<td>Used to make an aqueous solution of 3 mM ATP that has been filter sterlized via 0.2 micometer filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine blood</td>
			<td>HemoStat</td>
			<td>DBB500</td>
			<td>Mechanically defibrinated; 500 mL is usually sufficient for one experiment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clingwrap</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-305654&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Paper</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>09-790-2C</td>
			<td>Autoclave and let cool before using. Can use Fine quality instead of medium too</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluon (aqueous polytetrafluoroethylene)</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>2871</td>
			<td>Available from other sources such as https://canada-ant-colony.com/products/fluon-ptfe-10ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexane</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>139386-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lens paper</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>11-995</td>
			<td>100% rayon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nystatin &#160;</td>
			<td>Gold Biotechnology</td>
			<td>N-750-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>S37440&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/streptomycin/fungizone</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15240-096</td>
			<td>Or equivalent generic with concentration as follows (10,000 units/mL of penicillin, 10,000 &#181;g/mL of streptomycin, and 25 &#181;g/mL of Amphotericin B)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phagostimulant</td>
			<td>Made in House</td>
			<td></td>
			<td>Collected from prior tick feeds</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate Pipe</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>8585K204&#160;</td>
			<td>Cut to 45 mm length, 1.25 inch outer diameter, 1 inch inner diameter. Cutting requires a chop saw grinding wheel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber O-rings</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9452K38&#160;</td>
			<td>5 mm thick, 1.25 inch inner diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft touch forceps</td>
			<td>VWR</td>
			<td>470315-238&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>cyanoacrylate glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unryu paper&#160;</td>
			<td>Art supply stores</td>
			<td></td>
			<td>mulberry fiber 10 g/m2. Purchased at Wet Paint art supply store, St. Paul, MN, USA</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

tick artificial membrane feeding for ixodes scapularis

Les tiques et les maladies qui leur sont associées sont un sujet d’étude important en raison de leur charge de santé publique et vétérinaire. Cependant, les besoins alimentaires des tiques pendant l’étude et l’élevage peuvent limiter les questions expérimentales ou la capacité des laboratoires à faire des recherches sur les tiques et leurs agents pathogènes associés. Un système d’alimentation par membrane artificielle peut réduire ces problèmes et ouvrir de nouvelles voies de recherche qui n’auraient peut-être pas été possibles avec les systèmes d’alimentation animale traditionnels. Cette étude décrit un système d’alimentation par membrane artificielle qui a été affiné pour le succès de l’alimentation et de l’engorgement pour tous les stades de vie d’Ixodes scapularis . De plus, le système d’alimentation par membrane artificielle décrit dans cette étude peut être modifié pour être utilisé avec d’autres espèces de tiques par simple raffinement de l’épaisseur de membrane souhaitée. Les avantages d’un système d’alimentation par membrane artificielle sont contrebalancés par l’intensité de travail du système, les facteurs environnementaux supplémentaires qui peuvent avoir une incidence sur le succès de l’alimentation et la nécessité d’affiner la technique pour chaque nouvelle espèce et stade de vie des tiques.

Une alimentation réussie dépend du fait qu’un engorgement partiel ou complet soit souhaité. Nourris avec succès I. scapularis prend une teinte de gris canon pour les adultes et se détache seul de la membrane. Cependant, s’ils sont au moins de la taille d’un pois, ils peuvent être détachés de la membrane lors de la fin de l’alimentation. Pour les stades immatures d’I. scapularis , la taille des tiques complètement engorgées varie, et parce que, contrairement aux adultes, elles ne pré...

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Tick Artificial Membrane Feeding for Ixodes scapularis

Présenté ici est une méthode pour nourrir les tiques en sang in vitro via un système de membrane artificielle pour permettre l’engorgement partiel ou complet d’une variété de stades de vie des tiques.

Alimentation par membrane artificielle de tiques pour Ixodes scapularis

Ticks and their associated diseases are an important topic of study due to their public health and veterinary burden. However, the feeding requirements of ...

Bien que l’alimentation par membrane artificielle ait déjà été pratiquée, notre protocole est plus simple à mettre en place et adaptable à d’autres espèces de tiques avec quelques modifications. Le principal avantage de l’alimentation par membrane artificielle est qu’elle permet une exposition à des agents pathogènes et à des traitements qui peuvent ne pas être réalisables par l’alimentation animale. Ce système d’alimentation par membrane artificielle peut être appliqué à d’autres espèces d’arthropodes avec quelques tests pour les phagostimulants idéaux et des modifications sur l’épaisseur idéale de la membrane.Produire la bonne épaisseur de membrane nécessite une certaine pratique. Assurez-vous d’utiliser un micromètre pour mesurer l’épaisseur à plusieurs endroits sur la membrane. Benjamin Cull, postdoc dans notre laboratoire m’aidera à démontrer la procédure.Pour commencer, essuyez une surface plane et non poreuse telle qu’une vitre ou une base métallique revêtue de céramique d’un support de bras avec de l’éthanol à 70%, puis recouvrez-la d’une seule couche de pellicule de plastique. Assurez-vous que la pellicule de plastique est plate et sans bulles ni rides. Collez du papier nettoyant 100% rayonne sur la surface préparée.Assurez-vous qu’il est plat et légèrement tendu avec du ruban adhésif sur les quatre côtés du papier. Préparez le mélange de silicone de dureté 0010 en mesurant cinq millilitres de chaque partie du kit de silicone dans un récipient jetable. Mélangez légèrement les deux liquides et ajoutez 1,5 millilitre d’hexane.Continuer à mélanger jusqu’à ce que le mélange soit homogène et bien mélangé. Utilisez une petite raclette pour répartir le mélange de silicone sur le papier pour lentilles et laissez-le reposer pendant une minute pour vous assurer que le silicone a trempé dans le papier pour lentilles. Régulièrement, grattez l’excès de silicone sur le côté avec la raclette en utilisant une petite quantité de pression vers le bas.Effectuez un deuxième passage avec la raclette sans exercer la pression vers le bas pour enlever les lignes de silicone et produire une couche lisse. Pour les larves seulement, trempez le haut de la chambre d’alimentation dans la résine fluoropolymère Fluon plusieurs fois, ce qui lui permet de sécher entre les applications pour produire une couche cohérente. Laissez durcir la membrane pendant au moins 24 heures dans un environnement exempt de poussière, comme une enceinte chimique ou de biosécurité fermée.Ensuite, mélangez des parties égales de mélange de silicone A et B pour préparer le mélange de silicone de 30 dureté pour fixer les chambres à la membrane. Trempez les chambres en polycarbonate d’environ un quart de pouce dans le mélange de silicone, puis placez-les sur la feuille de membrane, en prenant soin de ne pas chevaucher les bandes. Laissez durcir le silicone de fixation pendant au moins 24 heures.À l’aide d’un scalpel, coupez soigneusement la membrane autour de chacune des chambres attachées, en coupant les bords afin qu’elle puisse s’insérer en douceur dans un puits des six plaques de puits sans trop gratter sur les côtés. Laisser suffisamment de matériau à l’extérieur de la chambre pour maximiser l’ajout de la membrane. Coupez un petit morceau de la membrane restante de chaque coin et du centre de la feuille de membrane.Retirez la pellicule de plastique de chaque pièce et mesurez les pièces avec un micromètre pour déterminer l’épaisseur moyenne de la membrane. Placez les chambres d’alimentation avec un joint torique par chambre dans un bécher en verre à autoclaver à 121 degrés Celsius pendant au moins 20 minutes pour stériliser. Laissez les chambres refroidir avant de les utiliser.Après avoir retiré les chambres à membrane autoclavées pré-préparées et placé le joint torique autour d’elles, remplissez chaque chambre avec suffisamment d’éthanol à 70% pour couvrir la membrane. Laissez-le reposer dans une plaque de six puits pendant cinq minutes, puis recherchez toute fuite entre la chambre et la membrane et dans la membrane elle-même. Videz l’éthanol des chambres, puis laissez-le sécher à l’air libre à l’intérieur d’une armoire de biosécurité ou d’une hotte à flux laminaire.Pour chauffer et activer le complément dans le sang, chauffez-le à 56 degrés Celsius pendant 40 minutes et complétez le sang bovin défibrillé mécaniquement avec deux grammes par litre de glucose. Une fois la membrane sèche, appliquez environ 20 microlitres de phagostimulant à l’intérieur de la chambre et inclinez la chambre pour l’étaler sur la surface. Lorsque le phagostimulant est sec, ajoutez rapidement les tiques dans la chambre avec une brosse ou une pince.Scellez le dessus avec du parafilm car la chaleur du bain-marie peut le déchirer. Ensuite, ajoutez cinq millilitres de chaleur et de sang activé par puits ou chambre dans un tube conique et placez-le dans le bain-marie réglé à 36 degrés Celsius. Ajouter cinq microlitres de trois millimolaires d’ATP et 50 microlitres de 100X stock de pénicilline streptomycine fonzone par cinq millilitres de sang dans le tube et transférer 4,5 millilitres de sang dans un puits d’une plaque à six puits.Placez doucement la chambre dans le puits, en ajustant la hauteur du joint torique sur la chambre de sorte que la membrane reste dans le sang, mais que le taux sanguin autour du côté ne dépasse pas le puits. Ensuite, placez le puits dans le sang à un angle pour éviter la formation de bulles d’air entre le sang et la membrane. Placez le couvercle de la plaque des six puits au-dessus des chambres d’alimentation.Placez la plaque à six puits avec les chambres dans le bain-marie préparé à 34 degrés Celsius et le couvercle. Ajouter cinq microlitres de trois millimolaires d’ATP et 50 microlitres de 100X stock de pénicilline streptomycine fonzone par puits dans le tube de sang et transférer 4,5 millilitres de sang dans un puits d’une nouvelle plaque de six puits comme indiqué précédemment. Retirez la plaque à six puits avec la chambre à tiques du bain-marie et retirez la chambre du puits.Rincez l’extérieur de la chambre et de la membrane avec 10 millilitres de PBS 1X stérilisé pour éliminer le sang. À l’aide de papier filtre autoclavé, sécher doucement la membrane et la chambre pour éliminer l’excès de PBS. S’il y a beaucoup de condensation à l’intérieur de la chambre, séchez les taches humides avec du papier filtre autoclavé avant de le sceller avec un nouveau parafilm.Replacez ensuite le parafilm sur le dessus de la chambre. Placez la chambre à tiques dans la nouvelle plaque à six puits avec du sang frais, en ajustant la hauteur du joint torique si nécessaire. Répétez ces étapes pour chaque chambre de la plaque.Enfin, placez le couvercle de la plaque à six puits au-dessus des chambres et replacez la nouvelle plaque à six puits dans le bain-marie de 34 degrés Celsius. Un aliment continu avec des nymphes ixodes scapularis partiellement engorgées est montré ici. Les points noirs ou bruns autour des sites de fixation sont le gel qui peut être recueilli pendant et après l’alimentation pour fabriquer le phagostimulant.Des nymphes ixodes scapularis partiellement engorgées sont visibles attachées à la membrane. Une enveloppe de la moisissure des larves engorgées peut également être vue ici. Les nombres d’engorgement des tiques et les poids massiques des œufs sont présentés dans ce tableau.Les conditions expérimentales d’engorgement larvaire et nymphal avaient un homogénat d’organe de cerf ajouté au sang en plus des suppléments utilisés dans cette technique. Ici, l’engorgement réussi a été défini comme des tiques engorgées qui ont mué avec succès au stade vivant suivant ou des femelles engorgées qui ont réussi à pondre des œufs. Il faut de la pratique pour obtenir une épaisseur acceptable lors de l’application de silicone sur le papier pour lentilles, il est donc toujours important de mesurer l’épaisseur de la membrane avant utilisation.L’alimentation par membrane peut exposer les tiques à des agents pathogènes ou à des antibiotiques. Les effets de ceux-ci sur des aspects de la biologie des tiques tels que le succès de la mue, la ponte et la survie peuvent être évalués après l’alimentation.

Research

JoVE Journal

Biology

Tick Artificial Membrane Feeding for Ixodes scapularis

Testing Nicotine Tolerance in Aphids Using an Artificial Diet Experiment

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Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well ...

Recherche

Biologie

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A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the ...

Use of a Robot for High-throughput Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

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Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through ...

Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

Cristaux de récolte et de Cryo-refroidissement de protéines membranaires cultivées dans des mésophases lipidiques pour la détermination de la structure par cristallographie macromoléculaire

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