Name: tick artificial membrane feeding for ixodes scapularis
Uploaded: 2022-11-30T14:00:00
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1. Vorbereitung der Zeckenmembrankammer
<ol><li>Bereiten Sie eine flache, nicht poröse Oberfläche vor, z. B. eine Ebene aus Glas oder eine keramikbeschichtete Metallbasis eines Armständers, indem Sie sie mit 70% Ethanol abwischen und dann mit einer einzigen Schicht Plastikfolie abdecken, wobei Sie darauf achten, dass die Kunststofffolie flach und ohne Blasen oder Falten ist (siehe Abbildung 1A).</li>
	<li>Kleben Sie 100% Viskoselinsen-Reinigungspapier auf die vorbereite...

<ol>
	<li>Rosenberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vital+signs:+trends+in+reported+vectorborne+disease+cases+-+United+States+and+territories,+2004-2016.">Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and territories, 2004-2016.</a> Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (17), 496-501 (2018).</li><li>Busch, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+movement+of+invasive+cattle+fever+ticks+(Rhipicephalus+microplus)+in+southern+Texas+leads+to+shared+local+infestations+on+cattle+and+deer.">Widespread movement of invasive cattle fever ticks (Rhipicephalus microplus) in southern Texas leads to shared local infestations on cattle and deer.</a> Parasites &amp; Vectors. 7, 188 (2014).</li><li>S&#252;ss, J., Klaus, C., Gerstengarbe, F. W., Werner, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+makes+ticks+tick?+Climate+change,+ticks,+and+tick-borne+diseases.">What makes ticks tick? Climate change, ticks, and tick-borne diseases.</a> Journal of Travel Medicine. 15 (1), 39-45 (2008).</li><li>Gray, J. S., Dautel, H., Estrada-Pe&#241;a, A., Kahl, O., Lindgren, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+climate+change+on+ticks+and+tick-borne+diseases+in+Europe.">Effects of climate change on ticks and tick-borne diseases in Europe.</a> Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases. 2009, 593232 (2009).</li><li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Ticks. , (1991).</li><li>Schwan, T. G., Piesman, J., Golde, W. T., Dolan, M. C., Rosa, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+an+outer+surface+protein+on+Borrelia+burgdorferi+during+tick+feeding.">Induction of an outer surface protein on Borrelia burgdorferi during tick feeding.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (7), 2909-2913 (1995).</li><li>Massung, R. F., Priestley, R. A., Miller, N. J., Mather, T. N., Levin, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inability+of+a+variant+strain+of+Anaplasma+phagocytophilum+to+infect+mice.">Inability of a variant strain of Anaplasma phagocytophilum to infect mice.</a> The Journal of Infectious Diseases. 188 (11), 1757-1763 (2003).</li><li>Koci, J., Bernard, Q., Yang, X., Pal, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Borrelia+burgdorferi+surface+protein+Lmp1+facilitates+pathogen+dissemination+through+ticks+as+studied+by+an+artificial+membrane+feeding+system.">Borrelia burgdorferi surface protein Lmp1 facilitates pathogen dissemination through ticks as studied by an artificial membrane feeding system.</a> Scientific Reports. 8 (1), 1910 (2018).</li><li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory.">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li><li>Hart, T., Yang, X., Pal, U., Lin, Y. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Lyme+borreliae+proteins+promoting+vertebrate+host+blood-specific+spirochete+survival+in+Ixodes+scapularis+nymphs+using+artificial+feeding+chambers.">Identification of Lyme borreliae proteins promoting vertebrate host blood-specific spirochete survival in Ixodes scapularis nymphs using artificial feeding chambers.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 9 (5), 1057-1063 (2018).</li><li>Hart, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+tropism+determination+by+convergent+evolution+of+immunological+evasion+in+the+Lyme+disease+system.">Host tropism determination by convergent evolution of immunological evasion in the Lyme disease system.</a> PLoS Pathogens. 17 (7), (2021).</li><li>Bernard, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasticity+in+early+immune+evasion+strategies+of+a+bacterial+pathogen.">Plasticity in early immune evasion strategies of a bacterial pathogen.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (16), 3788-3797 (2018).</li><li>Pierce, A. E., Pierce, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+note+on+the+cultivation+of+Boophilus+microplus+(Canestrini,+1887)+(Ixodidae:+Acarina)+on+the+embyonated+hen+egg.">A note on the cultivation of Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Ixodidae: Acarina) on the embyonated hen egg.</a> Australian Veterinary Journal. 32 (6), 144-146 (1956).</li><li>Doube, B. M., Kemp, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+temperature,+relative+humidity+and+host+factors+on+the+attachment+and+survival+of+Boophilus+microplus+(Canestrini)+larvae+to+skin+slices.">The influence of temperature, relative humidity and host factors on the attachment and survival of Boophilus microplus (Canestrini) larvae to skin slices.</a> International Journal for Parasitology. 9 (5), 449-454 (1979).</li><li>Kr&#246;ber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+feeding+assay+to+test+acaricides+for+control+of+hard+ticks.">An in vitro feeding assay to test acaricides for control of hard ticks.</a> Pest Management Science. 63 (1), 17-22 (2007).</li><li>Kuhnert, F., Diehl, P. A., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+life-cycle+of+the+bont+tick+Amblyomma+hebraeum+in+vitro.">The life-cycle of the bont tick Amblyomma hebraeum in vitro.</a> International Journal for Parasitology. 25 (8), 887-896 (1995).</li><li>Kr&#246;ber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks.">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li><li>Andrade, J. J., Xu, G., Rich, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+silicone+membrane+for+in+vitro+feeding+of+Ixodes+scapularis+(Ixodida:+Ixodidae).">A silicone membrane for in vitro feeding of Ixodes scapularis (Ixodida: Ixodidae).</a> Journal of Medical Entomology. 51 (4), 878-879 (2014).</li><li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infection+of+immature+Ixodes+scapularis+(Acari:+Ixodidae)+by+membrane+feeding.">Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) by membrane feeding.</a> Journal of Medical Entomology. 53 (2), 409-415 (2016).</li><li>Oliver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+dynamics+and+antibiotic+elimination+of+symbiotic+Rickettsia+buchneri+in+the+tick+Ixodes+scapularis+(Acari:+Ixodidae).">Growth dynamics and antibiotic elimination of symbiotic Rickettsia buchneri in the tick Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae).</a> Applied and Environmental Microbiology. 87 (3), (2021).</li><li>Graham, E. E., Poland, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+Fluon+conditioning+for+capturing+cerambycid+beetles+in+different+trap+designs+and+persistence+on+panel+traps+over+time.">Efficacy of Fluon conditioning for capturing cerambycid beetles in different trap designs and persistence on panel traps over time.</a> Journal of Economic Entomology. 105 (2), 395-401 (2012).</li><li>Munderloh, U. G., Liu, Y., Wang, M., Chen, C., Kurtti, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment,+maintenance+and+description+of+cell+lines+from+the+tick+Ixodes+scapularis.">Establishment, maintenance and description of cell lines from the tick Ixodes scapularis.</a> Journal of Parasitology. 80 (4), 533-543 (1994).</li><li>Lehane, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+single+and+coinfections+of+human+pathogens+in+Ixodes+ticks+from+five+geographical+regions+in+the+United+States,+2013-2019.">Prevalence of single and coinfections of human pathogens in Ixodes ticks from five geographical regions in the United States, 2013-2019.</a> Ticks and Tick-Borne Diseases. 12 (2), (2021).</li><li>Gonz&#225;lez, J., Bickerton, M., Toledo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+artificial+membrane+feeding+for+ixodid+ticks.">Applications of artificial membrane feeding for ixodid ticks.</a> Acta Tropica. 215, (2021).</li><li>Kr&#243;l, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+transmission+paths+for+three+different+Bartonella+spp.+in+Ixodes+ricinus+ticks+using+artificial+feeding.">Evaluating transmission paths for three different Bartonella spp. in Ixodes ricinus ticks using artificial feeding.</a> Microorganisms. 9 (5), 901 (2021).</li><li>Anderson, J. F., Magnarelli, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+of+ticks.">Biology of ticks.</a> Infectious Disease Clinics of North America. 22 (2), 195-215 (2008).</li></ol>

Die künstliche Membranfütterung von Zecken ist ein nützliches Werkzeug für eine Vielzahl von experimentellen Verfahren, wird aber wahrscheinlich nicht für alle Anwendungen die Tierfütterung ersetzen. Die Erhaltung großer Zeckenkolonien in allen Lebensstadien ohne Tierfütterung ist in der Regel unhaltbar. Stattdessen ist das künstliche Fütterungssystem für andere Zwecke wertvoll, wie z. B. die Infektion von Zecken mit Krankheitserregern, die nicht von Modellwirten unterstützt werden, die Bewertung der Auswirku...

Durch Zecken übertragene Krankheiten haben weltweit starke Auswirkungen auf die Gesundheit von Mensch und Tier und waren von 2004 bis 2016 für mehr als zwei Drittel aller vektorassoziierten Erkrankungen in den USA verantwortlich1. Darüber hinaus sind die Fallzahlen in den letzten Jahren gestiegen, wobei immer mehr Menschen und Nutztiere von Zecken und den damit verbundenen Krankheiten betroffen sind 2,3. Während es wahrscheinlich zahlreiche Ursachen für den Aufwärtstrend bei den Fallzahlen gibt, ist der Klimawandel ein wichtiger Faktor 3,4. Der prognostizierte anhaltende Anstieg der Zahl der durch Zecken übertragenen Krankheitsfälle unterstreicht die Notwendigkeit, neue Instrumente zu entwickeln, um die Beziehungen zwischen Zecken und den von ihnen übertragenen Krankheitserregern zu untersuchen.
Es ist bekannt, dass Zecken während der Fütterung Veränderungen in der Physiologie und Genexpression erfahren und dass diese Veränderungen eine Rolle bei der Übertragung von Krankheitserregern spielen 5,6. Es kann schwierig sein, Studien durchzuführen, die die Auswirkungen der vollständigen und teilweisen Fütterung auf die Übertragung und den Erwerb von Krankheitserregern anhand von Tiermodellen untersuchen, insbesondere in Situationen, in denen Nagetiermodelle nicht anfällig für eine Infektion mit einem bestimmten Erreger sind. Zum Beispiel wird der Stamm Anaplasma phagocytophilum Variant-1 auf natürliche Weise zwischen Ixodes scapularis und Hirschen übertragen, ist aber nicht in der Lage, Mäuse zu infizieren, was die Zeckeninfektion im Labor erschwert7. Künstliche Fütterungssysteme können auch eingesetzt werden, um Krankheitserreger wie Borrelia burgdorferi durch den Einsatz transgener Mutanten zu untersuchen, die Gendeletionen aufweisen, die die Übertragung oder Infektion hemmen8. Die Verwendung eines künstlichen Fütterungssystems hilft den Forschern, die Rolle der Gene zu isolieren, indem eine Infektion oder Übertragung nur auf der Seite der Zecke stattfindet und dadurch jede Wirtsreaktion isoliert wird, die solche Studien verwirren könnte.
In ähnlicher Weise können einige Lebensstadien von Zecken, die an der Übertragung von Krankheiten und Tieren beteiligt sind, nicht dazu veranlasst werden, sich von gängigen Labormodellarten zu ernähren. Ixodes scapularis-Weibchen zum Beispiel müssen mit größeren Tieren, typischerweise Kaninchen, gefüttert werden9. Obwohl sie oft für Laborexperimente zugänglich sind, übersteigen die Verwaltungs- und Haltungsanforderungen für die Verwendung von Kaninchen die von kleinen Nagetieren und können für einige Laboratorien unerschwinglich sein. Andere Zeckenarten, insbesondere solche, die tierärztlich bedenklich sind, müssen mit Rindern oder anderen großen Tieren gefüttert werden, die in den meisten Laboratorien nicht praktikabel sind. In-vitro-Fütterungs - und Infektionsmethoden, wie z. B. künstliche Membranfütterung, bieten Alternativen zur Verwendung großer oder exotischer Wirtstiere.
Darüber hinaus ermöglicht die Verwendung eines künstlichen Fütterungssystems bestimmte Analysen, die mit herkömmlichen Tierfütterungsmethoden möglicherweise nicht möglich sind. Ein Beispiel dafür ist, dass durch die Trennung der Blutquelle vom Fütterungsmechanismus die Untersuchung der Rolle, die das Blut verschiedener Wirte bei der Übertragung von B. burgdorferi spielen kann, möglich wird10. Diese Untersuchung des Wirtsblutes und der Rolle, die das Blut selbst in Abwesenheit der Immunantwort des Wirts spielt, ist ein wichtiger Faktor, um die Übertragungszyklen von Krankheitserregern zu verstehen, und einer, den künstliche Fütterungssysteme beantworten können11. Es wird auch möglich, die genauen Übertragungszahlen eines Erregers während einer Fütterung zu quantifizieren, anstatt nur den Übertragungserfolg und die Etablierung in einem Wirtzu untersuchen 8,12.
Einige der ersten künstlichen Futtermembranen für harte Zecken wurden in den 1950er und 1960er Jahren aus Tierhäuten oder tierischen Membranen hergestellt13,14. Aufgrund der biologischen Beschaffenheit dieser Membranen gab es Probleme sowohl bei der Herstellung neuer Membranen als auch bei der Haltbarkeit. In den 1990er Jahren wurden vollständig künstliche Membranen entwickelt, die eine Unterlage aus Netz, Papier oder Gewebe mit Silikonimprägnierung verwendeten15,16. Silikon war ideal, da seine physikalischen Eigenschaften die Dehnbarkeit und leichte Klebrigkeit der Haut sowie seine bioinhärente Natur nachahmen. Darauf aufbauend beschrieben Krober und Guerin, auf deren Arbeit diese Technik basierte, eine silikonimprägnierte Viskosemembran-Fütterungstechnik für die künstliche Ernährung von I. ricinus17.
Die Verfeinerung der Methoden für I. scapularis, eine eng verwandte Art, hat zu bemerkenswerten Unterschieden in der Härte von Silikon geführt, das bei der Membranimprägnierung verwendet wird, das Rezept für die Membranherstellung, die Abmessungen der Kammer und das Bindungsstimulans. Während die in dieser Studie berichteten Verfeinerungen zu ähnlichen Membraneigenschaften geführt haben wie die von Andrade et al., die auch eine Membran auf Silikonbasis auf der Basis von Krober und Guerin für den Einsatz in I. scapularis entwickelt haben, gibt es einen Unterschied in den Silikonimprägnierschritten, der die Flexibilität ermöglicht, dieses Protokoll für unreife Lebensstadien von I. scapularis15 zu verwenden. 18. Auflage. Diese Studie beschreibt auch Ergänzungen und technische Änderungen, die auf der wiederholten Anwendung dieser Methode basieren, Best Practices, die zu einem erfolgreichen Feed führen, und die Behebung von Problemen, die auftreten können. Diese Methode wurde verwendet, um alle aktiven Lebensstadien zu füttern, Zecken mit pathogenen Bakterien zu infizieren und Zecken mehreren Dosierungen von Antibiotika auszusetzen19,20. Während die gezeigte künstliche Membranfütterungsmethode für I. scapularis gilt, ist diese Methode mit geringfügigen Änderungen der Membrandicke leicht an andere Zeckenarten anpassbar.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>00-10 Hardness Silicone</td>
			<td>Smooth-On</td>
			<td>Ecoflex 00-10</td>
			<td>Trial size from Smooth-On Store</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>00-50 Hardness Silicone</td>
			<td>Smooth-On</td>
			<td>Ecoflex 00-50</td>
			<td>Trial size from Smooth-On Store</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Hardness Silicone</td>
			<td>Smooth-On</td>
			<td>Mold Star 30</td>
			<td>Trial size from Smooth-On Store</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well cell culture plates</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adenosine triphosphate (ATP)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>A1852-1VL</td>
			<td>Used to make an aqueous solution of 3 mM ATP that has been filter sterlized via 0.2 micometer filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine blood</td>
			<td>HemoStat</td>
			<td>DBB500</td>
			<td>Mechanically defibrinated; 500 mL is usually sufficient for one experiment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clingwrap</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-305654&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Paper</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>09-790-2C</td>
			<td>Autoclave and let cool before using. Can use Fine quality instead of medium too</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluon (aqueous polytetrafluoroethylene)</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>2871</td>
			<td>Available from other sources such as https://canada-ant-colony.com/products/fluon-ptfe-10ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexane</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>139386-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lens paper</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>11-995</td>
			<td>100% rayon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nystatin &#160;</td>
			<td>Gold Biotechnology</td>
			<td>N-750-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>S37440&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/streptomycin/fungizone</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15240-096</td>
			<td>Or equivalent generic with concentration as follows (10,000 units/mL of penicillin, 10,000 &#181;g/mL of streptomycin, and 25 &#181;g/mL of Amphotericin B)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phagostimulant</td>
			<td>Made in House</td>
			<td></td>
			<td>Collected from prior tick feeds</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate Pipe</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>8585K204&#160;</td>
			<td>Cut to 45 mm length, 1.25 inch outer diameter, 1 inch inner diameter. Cutting requires a chop saw grinding wheel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber O-rings</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9452K38&#160;</td>
			<td>5 mm thick, 1.25 inch inner diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft touch forceps</td>
			<td>VWR</td>
			<td>470315-238&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>cyanoacrylate glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unryu paper&#160;</td>
			<td>Art supply stores</td>
			<td></td>
			<td>mulberry fiber 10 g/m2. Purchased at Wet Paint art supply store, St. Paul, MN, USA</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

tick artificial membrane feeding for ixodes scapularis

Zecken und die damit verbundenen Krankheiten sind aufgrund ihrer Belastung für die öffentliche Gesundheit und die Veterinärmedizin ein wichtiges Studienthema. Der Fütterungsbedarf von Zecken sowohl während der Studie als auch während der Aufzucht kann jedoch experimentelle Fragen oder die Fähigkeit von Laboren, Zecken und die damit verbundenen Krankheitserreger zu erforschen, einschränken. Ein künstliches Membranfütterungssystem kann diese Probleme reduzieren und neue Forschungswege eröffnen, die mit herkömmlichen Tierfütterungssystemen möglicherweise nicht möglich gewesen wären. Diese Studie beschreibt ein künstliches Membranfütterungssystem, das für den Fütterungs- und Schwellungserfolg für alle Lebensstadien von Ixodes scapularis verfeinert wurde. Darüber hinaus kann das in dieser Studie beschriebene künstliche Membranfütterungssystem durch einfache Verfeinerung der gewünschten Membrandicke für die Verwendung mit anderen Zeckenarten modifiziert werden. Die Vorteile eines künstlichen Membranfütterungssystems werden durch die Arbeitsintensität des Systems, die zusätzlichen Umweltfaktoren, die sich auf den Fütterungserfolg auswirken können, und die Notwendigkeit, die Technik für jede neue Art und jedes neue Lebensstadium von Zecken zu verfeinern, aufgewogen.

Eine erfolgreiche Fütterung hängt davon ab, ob eine Teil- oder Vollverstopfung gewünscht wird. Erfolgreich gefütterte I. scapularis färben sich für Erwachsene grau und lösen sich von selbst von der Membran. Wenn sie jedoch mindestens erbsengroß sind, können sie sich nach Beendigung der Fütterung von der Membran lösen. Bei unreifen Stadien von I. scapularis variiert die Größe für vollständig geschwollene Zecken, und da sie im Gegensatz zu Erwachsenen keine Farbänderung aufweisen, ist die ...

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Tick Artificial Membrane Feeding for Ixodes scapularis

Hier wird eine Methode vorgestellt, um Zecken in vitro über ein künstliches Membransystem zu ernähren, um eine teilweise oder vollständige Überfüllung einer Vielzahl von Zeckenlebensstadien zu ermöglichen.

Zecken-Fütterung mit künstlicher Membran für Ixodes scapularis

Ticks and their associated diseases are an important topic of study due to their public health and veterinary burden. However, the feeding requirements of ...

Während die künstliche Membranfütterung bereits früher durchgeführt wurde, ist unser Protokoll einfacher einzurichten und mit einigen Modifikationen an andere Zeckenarten anpassbar. Der Hauptvorteil der künstlichen Membranfütterung besteht darin, dass sie eine Exposition gegenüber Krankheitserregern und Behandlungen ermöglicht, die möglicherweise nicht durch Tierfütterung durchführbar sind. Dieses künstliche Membranfütterungssystem kann auf andere Arthropodenarten angewendet werden, wobei einige Tests auf ideale Phagostimulanzien und Modifikationen der idealen Membrandicke durchgeführt werden.Die Herstellung der richtigen Membrandicke erfordert etwas Übung. Achten Sie darauf, ein Mikrometer zu verwenden, um die Dicke an mehreren Stellen auf der Membran zu messen. Benjamin Cull, Postdoc in unserem Labor, wird mir helfen, das Verfahren zu demonstrieren.Wischen Sie zunächst eine flache, nicht poröse Oberfläche wie eine Glasscheibe oder eine keramikbeschichtete Metallbasis eines Armständers mit 70% Ethanol ab und bedecken Sie sie dann mit einer einzigen Schicht Plastikfolie. Stellen Sie sicher, dass die Plastikfolie flach und ohne Blasen oder Falten ist. Kleben Sie 100%iges Rayon-Linsenreinigungspapier auf die vorbereitete Oberfläche.Stellen Sie sicher, dass es flach und leicht gespannt ist, mit Klebeband auf allen vier Seiten des Papiers. Bereiten Sie die 0010-Silikonmischung vor, indem Sie fünf Milliliter jedes Teils des Silikonkits in einen Einwegbehälter abmessen. Mischen Sie die beiden Flüssigkeiten leicht und fügen Sie 1,5 Milliliter Hexan hinzu.Mischen Sie weiter, bis die Mischung homogen und gründlich gemischt ist. Verteilen Sie die Silikonmischung mit einem kleinen Rakel auf dem Linsenpapier und lassen Sie sie eine Minute stehen, um sicherzustellen, dass das Silikon in das Linsenpapier eingedrungen ist. Kratzen Sie das überschüssige Silikon mit dem Rakel mit etwas Druck nach unten zur Seite.Führen Sie einen zweiten Durchgang mit dem Rakel durch, ohne den Druck nach unten auszuüben, um Silikonlinien zu entfernen und eine glatte Schicht zu erzeugen. Tauchen Sie nur für Larven die Oberseite der Fütterungskammer mehrmals in Fluon-Fluorpolymerharz, damit sie zwischen den Anwendungen trocknen kann, um eine gleichmäßige Schicht zu erzeugen. Lassen Sie die Membran mindestens 24 Stunden in einer staubfreien Umgebung aushärten, z. B. in einer geschlossenen Chemikalien- oder Biosicherheitswerkbank.Als nächstes mischen Sie gleiche Teile der Silikonmischung A und B, um die Silikonmischung mit 30 Härten vorzubereiten, um die Kammern an der Membran zu befestigen. Tauchen Sie die Polycarbonatkammern etwa einen Viertelzoll in die Silikonmischung ein und legen Sie sie dann auf die Membranfolie, wobei Sie darauf achten, dass sich keines der Bänder überlappt. Lassen Sie das anhaftende Silikon mindestens 24 Stunden aushärten.Schneiden Sie die Membran vorsichtig mit einem Skalpell um jede der angebrachten Kammern herum und schneiden Sie die Kanten so ab, dass sie problemlos in eine Vertiefung der Sechs-Well-Platte passt, ohne dass die Seiten stark abgekratzt werden. Lassen Sie genügend Material außerhalb der Kammer, um die Zugabe der Membran zu maximieren. Schneiden Sie ein kleines Stück der übrig gebliebenen Membran aus jeder Ecke und der Mitte der Membranfolie.Entfernen Sie die Plastikfolie von jedem Stück und messen Sie die Stücke mit einem Mikrometer, um die durchschnittliche Membrandicke zu bestimmen. Legen Sie die Fütterungskammern zusammen mit einem O-Ring pro Kammer in ein Glasbecherglas und werden mindestens 20 Minuten lang bei 121 Grad Celsius sterilisiert. Lassen Sie die Kammern abkühlen, bevor Sie sie verwenden.Nachdem Sie die vorbereiteten, autoklavierten Membrankammern herausgenommen und den O-Ring um sie herum platziert haben, füllen Sie jede Kammer mit genügend 70% Ethanol, um die Membran zu bedecken. Lassen Sie es fünf Minuten lang in einer Platte mit sechs Vertiefungen stehen und suchen Sie dann nach Leckagen zwischen der Kammer und der Membran sowie in der Membran selbst. Entleeren Sie das Ethanol aus den Kammern und lassen Sie es dann in einer Biosicherheitswerkbank oder einer Laminar-Flow-Haube an der Luft trocknen.Um das Komplement im Blut zu erhitzen und zu aktivieren, erhitzen Sie es 40 Minuten lang bei 56 Grad Celsius und ergänzen Sie mechanisch defibrilliertes Rinderblut mit zwei Gramm pro Liter Glukose. Sobald die Membran trocken ist, tragen Sie etwa 20 Mikroliter Phagostimulans auf das Innere der Kammer auf und kippen Sie die Kammer, um sie auf der Oberfläche zu verteilen. Wenn das Phagostimulans trocken ist, fügen Sie die Zecken schnell mit einer Bürste oder einer Pinzette in die Kammer hinzu.Versiegeln Sie die Oberseite mit Parafilm, da die Hitze des Wasserbades dazu führen kann, dass sie reißt. Dann fünf Milliliter der Hitze und des aktivierten Blutes pro Vertiefung oder Kammer in ein konisches Röhrchen geben und in das bei 36 Grad Celsius eingestellte Wasserbad geben. Fügen Sie fünf Mikroliter drei Millimolar ATP und 50 Mikroliter 100X Penicillin-Streptomycin-Fungizone pro fünf Milliliter Blut in das Röhrchen hinzu und übertragen Sie 4,5 Milliliter des Blutes in eine Vertiefung einer Sechs-Well-Platte.Legen Sie die Kammer vorsichtig in die Vertiefung und stellen Sie die Höhe des O-Rings auf der Kammer so ein, dass die Membran im Blut sitzt, aber der Blutspiegel an der Seite die Vertiefung nicht übersteigt. Legen Sie dann den Brunnen in einem Winkel in das Blut, um eine Luftblasenbildung zwischen dem Blut und der Membran zu vermeiden. Setzen Sie den Deckel der sechs Well-Platten auf die Fütterungskammern.Legen Sie die Sechs-Well-Platte mit den Kammern in das vorbereitete 34 Grad Celsius warme Wasserbad und den Deckel. Fügen Sie fünf Mikroliter drei Millimolar ATP und 50 Mikroliter 100X Vorrat an Penicillin Streptomycin Fungizon pro Vertiefung in die Blutröhre hinzu und übertragen Sie 4,5 Milliliter Blut in eine Vertiefung einer frischen Sechs-Well-Platte, wie zuvor gezeigt. Nehmen Sie die Sechs-Well-Platte mit der Zeckenkammer aus dem Wasserbad und entfernen Sie die Kammer aus dem Brunnen.Spülen Sie die Außenseite der Kammer und der Membran mit 10 Milliliter sterilisiertem 1X PBS, um das Blut zu entfernen. Tupfen Sie die Membran und die Kammer mit autoklaviertem Filterpapier vorsichtig trocken, um das überschüssige PBS zu entfernen. Wenn sich in der Kammer viel Kondenswasser befindet, tupfen Sie die nassen Stellen mit autoklaviertem Filterpapier ab, bevor Sie es mit frischem Parafilm versiegeln.Setzen Sie dann den Parafilm auf der Oberseite der Kammer ein. Legen Sie die Zeckenkammer in die neue Sechs-Well-Platte mit frischem Blut und passen Sie bei Bedarf die Höhe des O-Rings an. Wiederholen Sie diese Schritte für jede Kammer auf der Platte.Zum Schluss legen Sie den Deckel der Sechs-Well-Platte über die Oberseite der Kammern und schieben Sie die neue Sechs-Well-Platte zurück in das 34 Grad Celsius warme Wasserbad. Eine laufende Fütterung mit teilweise verstopften Nymphen von ixodes scapularis ist hier zu sehen. Die schwarzen oder braunen Punkte um die Befestigungsstellen sind der Frost, der während und nach der Fütterung gesammelt werden kann, um das Phagostimulans herzustellen.Teilweise verstopfte Ixodes scapularis-Nymphen sind an der Membran befestigt. Auch eine Schale des verstopften Larvenschimmelpilzes ist hier zu sehen. Die Zeckenschwellungszahlen und die Gewichte der Eiermasse sind in dieser Tabelle dargestellt.Bei der Larven- und Nymphenverstopfung wurde zusätzlich zu den in dieser Technik verwendeten Ergänzungen dem Blut ein Hirschorganhomogenat zugesetzt. Hier wurde eine erfolgreiche Verstopfung entweder als geschwollene Zecken definiert, die sich erfolgreich zum nächsten lebenden Stadium häuteten, oder als verstopfte Weibchen, die erfolgreich Eier legten. Es braucht Übung, um eine akzeptable Dicke zu erhalten, wenn Silikon auf das Linsenpapier aufgetragen wird, daher ist es immer wichtig, die Dicke der Membran vor dem Gebrauch zu messen.Die Membranfütterung kann Zecken Krankheitserregern oder Antibiotika aussetzen. Die Auswirkungen auf Aspekte der Zeckenbiologie wie Häutungserfolg, Eiablage und Überleben können nach der Fütterung beurteilt werden.

Research

JoVE Journal

Biology

Tick Artificial Membrane Feeding for Ixodes scapularis

Testing Nicotine Tolerance in Aphids Using an Artificial Diet Experiment

Testen Nikotin Toleranz in Blattläuse mit einer künstlichen Diät Experiment

Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well ...

Forschung

Biologie

Preparation of Artificial Bilayers for Electrophysiology Experiments

Herstellung künstlicher Doppelschichten für Elektrophysiologie Experimente

Planar lipid bilayers, also called artificial lipid bilayers, allow you to study ion-conducting channels in a well-defined environment. These bilayers can ...

Crystallizing Membrane Proteins for Structure Determination using Lipidic Mesophases

Crystallizing Membranproteinen zur Strukturaufklärung mittels Lipidische Mesophasen

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the ...

Use of a Robot for High-throughput Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Einsatz eines Roboters für High-Throughput-Kristallisation von Membranproteinen in Lipidische Mesophasen

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through ...

Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

Ernte-und Cryo-Kühlung Kristalle von Membranproteinen in Lipidische Mesophasen zur Strukturaufklärung von Makromolekulare Kristallographie Grown

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at ...

Microperfusion Technique to Investigate Regulation of Microvessel Permeability in Rat Mesentery

Mikroperfusion Technik zur Untersuchung von Mikrogefäßdurchlässigkeit Verordnung in Rattengekröse

Experiments to measure the permeability properties of individually perfused microvessels provide a bridge between investigation of molecular and cellular ...

High-fat Feeding Paradigm for Larval Zebrafish: Feeding, Live Imaging, and Quantification of Food Intake

High-fat Feeding Paradigm für Larval Zebrabärbling: Füttern, Live-Imaging und Quantifizierung der Nahrungsaufnahme

Zebrafish are emerging as a model of dietary lipid processing and metabolic disease. This protocol describes how to feed larval zebrafish a lipid-rich ...

Ground State Depletion Super-resolution Imaging in Mammalian Cells

Grundzustand Erschöpfung Super-Resolution Imaging in Säugerzellen

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to ...