Name: manipulation of rhythmic food intake in mice using a custom-made feeding system
Uploaded: 2022-12-16T13:55:00
Duration: 7 min 34 s
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Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt durch den Zuschuss R01DK128133 von NIH/NIDDK (an J.S.M) und Startkapital der Texas A&M University.

Alle Tierprobanden werden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee der Texas A&M University (AUP #2022-0050) verwendet. Hier werden sowohl männliche als auch weibliche C57BL/6-Mäuse im Alter zwischen 2 und 4 Monaten verwendet. Das Verfahren zum Bau des Zuführsystems wird im Folgenden beschrieben, und die zum Bau der Vorrichtung erforderlichen Rohstoffe sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Aufbau des Fütterungssystems
<ol><li>Aufbau einer Basis aus Polyvinylchlorid (PVC)<ol><li>Beschaffen Sie vier Stück 0,25-Zoll-PVC-Platten, die nach den folgenden Abmessungen geschnitten sind: 4,875 Zoll x 4,5 Zoll; 4,875 Zoll x 2,125 Zoll; 9,5 Zoll x 2,125 Zoll (zwei Stück). Bohren Sie vier Löcher in die 4,875 Zoll x 4,5 Zoll große Basis, um einen 24-Stunden-Timer mit den in Abbildung 1A angegebenen Maßen anzubringen. Kleben Sie die vier PVC-Stücke, um die Basis wie in Abbildung 1A zu erhalten.</li>
	</ol></li>
	<li>Befestigen des Timers auf dem PVC-Sockel<ol><li>Öffnen Sie den Timer, um den Stecker zu ziehen. Stellen Sie eine Verbindung mit einer Standardverlängerung/einem Stromkabel her (Abbildung 1B).</li>
		<li>Setzen Sie den Timer auf die PVC-Basis, um sie mit den in Schritt 1.1.1 auf der Basis gebohrten Löchern auszurichten. Verwenden Sie 1,5-Zoll-Schrauben, um den Timer an der PVC-Basis zu befestigen. Stellen Sie sicher, dass der Timer flach liegt und stabil auf der PVC-Basis steht.</li>
		<li>Bohren Sie vier Löcher auf die Oberseite des Timers und befestigen Sie 0,75-Zoll-Schrauben, um den Lebensmittelbehälter mit acht Fächern zu halten (Abbildung 1B). Die Basis für das System ist vollständig und sieht wie in Abbildung 1C aus. ACHTUNG: Bohren Sie die Löcher nicht durch den gesamten Timer.</li>
	</ol></li>
	<li>Käfig-Setup<ol><li>Schneiden Sie ein 4-Zoll-PVC-Rohr (Außendurchmesser von 4,5 Zoll) in einer Höhe von 3,125 Zoll. Bohren Sie ein Loch von etwa 0,5 Zoll am Boden des Rohrs, um das Elektrokabel durchzulassen.</li>
		<li>Schleifen Sie die Oberseite des Rohrs (z. B. mit einer Oberfräse oder einem Rotationswerkzeug), damit die Kappe beim Wechseln des Lebensmittelbehälters leicht entfernt werden kann.</li>
		<li>Verwenden Sie einen Mäusekäfig mit einer Breite von mehr als 4,5 Zoll und schneiden Sie mit einer Lochsäge ein 4,5-Zoll-Loch in den Boden des Käfigs. HINWEIS: Die Position des Lochs hängt von der Käfigkonfiguration ab (z. B. Position der Käfigoberseite und der Wasserflasche, Hinzufügen eines Laufrads usw.).</li>
	</ol></li>
	<li>Einrichten des Fütterungsbehälters<ol><li>Stellen Sie einen Lebensmittelspender aus einem 4-Zoll-Schmuckorganizer mit acht Fächern her, wie in Abbildung 1D gezeigt. Schneiden Sie den Rand des Behälters so ab, dass er gut in das Rohr passt.</li>
		<li>Verwenden Sie eine 4-Zoll-PVC-Rohrkappe und schneiden Sie ein Loch, das der Größe eines einzelnen Spenderfachs entspricht (z. B. mit einem Drehwerkzeug), um eine Öffnung zu schaffen, die jeweils nur eines der acht Fächer freilegt. Wenn sich der Timer bewegt, gibt die Öffnung alle 3 Stunden ein neues Fach frei. Die Komponenten des Zuführsystems sind nun einsatzbereit. Sobald alle Käfige eingestellt sind, ähnelt der endgültige Aufbau dem in Abbildung 1E gezeigten.</li>
		<li>Der Transport vieler Lebensmittelbehälter gleichzeitig kann umständlich sein. Um den Transport zu erleichtern, nehmen Sie drei Stücke 0,25-Zoll-PVC-Rohr. Bohren Sie ein 0,625-Zoll-Loch in die Mitte zweier Teile und kleben Sie sie zusammen. Verwenden Sie dann ein schmales 0,625-Zoll-PVC-Rohr, das in das Loch und durch die Mitte der Futterbecher passt, um die Futterbecher zu stapeln, um ihren Transport zu erleichtern, wie in Abbildung 1F gezeigt.</li>
		<li>Testen Sie die Timer, bevor Sie die Mäuse einführen, indem Sie das Setup an Steckdosen anschließen, ein Stück Nestlet zu einem aufgezeichneten Zeitpunkt in ein Fach legen und die Position des Nestlets 12 Stunden später überwachen, um sicherzustellen, dass sich der Timer sofort dreht.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Anwendung des Fütterungssystems
<ol><li>Kontinuierliche Messung der Nahrungsaufnahme bei Mäusen<ol><li>Übertragen Sie die Mäuse in den Versuchsraum und gewöhnen Sie sie mindestens 1 Woche lang an den im Raum eingestellten Hell-Dunkel-Zyklus (LD) und für 2 Wochen, wenn der Hell-Dunkel-Zyklus um mehr als 3 Stunden verschoben ist. Für dieses Experiment werden Daten von männlichen und weiblichen C57BL/6-Mäusen im Alter zwischen 2 und 4 Monaten gesammelt, die LD 12:12 ausgesetzt waren (n = 7 Männchen und 4 Weibchen).</li>
		<li>Zeichnen Sie das Gewicht der Mäuse auf, bevor Sie sie einzeln in den Futterkäfigen unterbringen (die Gewichte wurden um 15:00 Uhr aufgezeichnet, d. h. zum Zeitpunkt des Futterwechsels). Stellen Sie sicher, dass Mäuse ad libitum Zugang zu Wasser und genügend Einstreu und Nestlets haben.</li>
		<li>Geben Sie 1,5 g Lebensmittel (routinemäßig 45 mg staubfreie Präzisionspellets) in alle acht Fächer des Futterbechers. Stellen Sie den Feederbecher auf den Timer. Setzen Sie dann den Deckel so auf den Futterbecher, dass nur ein Fach freiliegt, und notieren Sie sich den Zeitpunkt der Präsentation der Lebensmittel. Vier Fächer stellen Nachtzeitpunkte und die anderen vier Tageszeitpunkte dar. HINWEIS: Aufgrund des Hortenverhaltens, das bei übermäßiger Futterpräsentation beobachtet wurde, wurden 1,5 g als Ausgangsfuttergewicht optimiert. Mäuse neigen dazu, Pellets entweder auf den Deckeln des Futterbechers oder in der Einstreu im Käfig zu horten. Dies verzerrt die Daten, was zu einer Fehlinterpretation führt. Männliche Mäuse horten keine Pellets, wenn sie mit 1,5 g oder weniger pro Kompartiment gefüttert werden. Weibchen neigen dazu, mehr Nahrung zu horten als Männchen, aber dies ist mausspezifisch und kann abgeschwächt werden, wenn 1 g Pellet pro Kompartiment bereitgestellt werden.</li>
		<li>Wechseln Sie das Futter jeden Tag zur gleichen Zeit und zählen Sie die Anzahl der in jedem Fach verbleibenden Pellets, um die Menge der verzehrten Lebensmittel zu berechnen. Überwachen Sie das Fütterungsprofil eine Woche lang, um ein grundlegendes Fütterungsprofil von Mäusen zu erhalten, die ad libitum gefüttert wurden.</li>
		<li>Berechnen Sie auf der Grundlage der in jedem Fach verzehrten Lebensmittel den durchschnittlichen täglichen Nahrungsverzehr für jede Maus (Abbildung 2).</li>
	</ol></li>
	<li>Behandlung mit fettreicher Diät (HFD) HINWEIS: Dieses Fütterungssystem kann auch verwendet werden, um die Wirkung von HFD auf Stoffwechselerkrankungen zu untersuchen und schließlich für zeitlich begrenzte Fütterungspläne verwendet werden. HFD ist nicht als Pellets mit präziser Größe und Gewicht im Handel erhältlich, und die Pellets für die Fütterung werden normalerweise als 0,5-Zoll-Pellets beschafft.<ol><li>Legen Sie die HFD-Pellets auf eine saubere Oberfläche oder eine transparente Folie und schneiden Sie sie mit einer Rasierklinge in 6-7 kleinere Stücke gleicher Größe. Schneiden Sie die Pellets so klein, dass sie normalen Chow-Pellets ähneln, wie sie in Abschnitt 2.1 oben verwendet werden. HINWEIS: Mäuse neigen dazu, größere Pellets in ihren Käfigen zu horten, was zu einer Fehleinschätzung der verzehrten Nahrung führt.</li>
		<li>Wiegen Sie 1,5 g geschnittene HFD-Stücke ab und legen Sie sie in jedes der 8 Lebensmittelfächer. Für den Futterwechsel jeden zweiten Tag sind 1,5 g HFD pro Fach ausreichend.</li>
		<li>Wechseln Sie das Futter jeden Tag oder jeden zweiten Tag je nach experimentellem Bedarf und notieren Sie das Gewicht des verbleibenden Futters.</li>
		<li>Berechnen Sie die Menge der verzehrten Nahrung, indem Sie das verbleibende Gewicht der Nahrung von der anfänglichen Menge der gegebenen Nahrung abziehen. Wiederholen Sie diesen Vorgang über einen Zeitraum von 1 Woche, um einen Ausgangswert für die HFD-Nahrungsaufnahme zu erhalten (Abbildung 2).</li>
	</ol></li>
	<li>Akklimatisierung männlicher Mäuse an eine nächtliche eingeschränkte Diät (NR)<ol><li>Führen Sie die Schritte 2.1.1 bis 2.1.4 aus, um eine Basislinie für die Ad-libitum-Fütterung zu erhalten. Für dieses Experiment werden Daten von männlichen C57BL/6-Mäusen im Alter zwischen 2 und 4 Monaten gesammelt, die LD 12:12 ausgesetzt waren (n = 18 Männchen).</li>
		<li>Setzen Sie die Mäuse nach 3-7 Tagen Ad-libitum-Diät auf eine Übergangsdiät, indem Sie die Anzahl der Pellets in den Tageskompartimenten schrittweise reduzieren. Um dies zu tun, haben Sie fünf Pellets pro Kompartiment am Tag 1 des Übergangs (0,225 g pro Kompartiment), 3 Pellets am Tag 2 (0,135 g pro Kompartiment), 1 Pellet am Tag 3 (0,045 g pro Kompartiment) und danach keine, um die Mäuse vollständig auf eine nächtliche eingeschränkte Diät umzustellen. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Mäuse nicht kalorienreduziert sind. Berechnen Sie den Durchschnitt der täglichen Nahrungsaufnahme von Mäusen pro Kompartiment auf der Grundlage der Ad-libitum-Baseline und geben Sie ihnen die gleiche Menge an Futter, die nur auf die Vier-Nächte-Kompartimente verteilt wird.</li>
		<li>Überwachen Sie die Nahrungsaufnahme 2 Wochen lang, nachdem sich die Mäuse an das nächtliche eingeschränkte Regime gewöhnt haben. Passen Sie während dieses Zeitraums die Menge an Futter an, die jeder Maus verabreicht wird, um sie besser an ihre Gesamtnahrungsaufnahme anzupassen (Abbildung 3A). Fügen Sie in der Regel Futterpellets hinzu (1 Pellet für jedes der vier Nachtfächer), wenn Mäuse ihr gesamtes Futter für zwei aufeinanderfolgende Nächte essen.</li>
		<li>Wiegen Sie die Mäuse am Ende des 2-wöchigen Zeitraums, um jede Gewichtsveränderung aufgrund des Fütterungsschemas zu überwachen. Am Ende dieses Zeitraums betäuben Sie die Mäuse mit Isofluran und euthanasieren Sie sie durch Enthauptung. Sammeln Sie Gewebe und analysieren Sie sie auf tägliche Veränderungen aufgrund des Fütterungsparadigmas.</li>
	</ol></li>
	<li>Männliche Mäuse an eine arrhythmische (AR) Diät gewöhnen<ol><li>Führen Sie die Schritte 2.1.1 bis 2.1.4 aus, um eine Basislinie für die Ad-libitum-Fütterung zu erhalten. Für dieses Experiment werden Daten von männlichen C57BL/6-Mäusen im Alter zwischen 2 und 4 Monaten gesammelt, die LD 12:12 ausgesetzt waren (n = 18 Männchen).</li>
		<li>Berechnen Sie nach einer Woche Ad-libitum-Diät die durchschnittliche Nahrungsaufnahme pro Tag und teilen Sie diese Zahl durch 8, um die Menge an Nahrung zu erhalten, die in jedem Fach bereitgestellt werden muss. Erreichen Sie eine AR-Fütterung, indem Sie sicherstellen, dass Mäuse den ganzen Tag über in allen acht Kompartimenten die gleiche Menge an Futter erhalten.</li>
		<li>Setzen Sie die Mäuse dann auf eine Übergangsdiät, indem Sie die Futtermenge pro Kompartiment über einen Zeitraum von 3-5 Tagen schrittweise reduzieren, um letztendlich jeglichen Rhythmus der Nahrungsaufnahme aufzuheben (wie in Abbildung 3B gezeigt). Stellen Sie bei einer AR-Diät sicher, dass die Mäuse in jedem der acht Kompartimente Zugang zu 1/8 ihrer täglichen Nahrungsaufnahme und damit alle 3 Stunden Zugang zu Nahrung haben. Stellen Sie sicher, dass Mäuse nicht kalorienreduziert sind.</li>
		<li>Halten Sie die Mäuse 2 Wochen oder länger auf AR-Diät (Abbildung 3B).</li>
		<li>Passen Sie während der AR-Diät das Futter jeden Tag an, um sicherzustellen, dass Mäuse nur wenige Pellets zurücklassen (normalerweise weniger als 5). Dies stellt sicher, dass Mäuse genau die richtige Menge an Nahrung erhalten und nicht kalorienreduziert sind. Nehmen Sie Anpassungen vor, indem Sie entweder in allen acht Fächern Pellets reduzieren oder hinzufügen oder indem Sie Pellets in zwei gegenüberliegenden Fächern reduzieren oder hinzufügen, um keine Rhythmen der Nahrungsaufnahme zu induzieren. HINWEIS: Mäuse, die mit einer AR-Diät gefüttert werden, verlassen das Futter fast ausschließlich zwischen ZT3 und ZT9 (zwischen 3 h und 9 h nach dem Einschalten des Lichts), sind aber nachts hungrig und beißen in den Futterspender, um in das nächste Fach zu gelangen. Nichtsdestotrotz sind AR-gefütterte Mäuse nicht kalorienreduziert und nehmen im Laufe der Zeit tatsächlich mehr an Gewicht zu als mit NR gefütterte Mäuse.</li>
		<li>Wiegen Sie die Mäuse am Ende des 2-wöchigen Zeitraums, um jede Gewichtsveränderung aufgrund des Fütterungsschemas zu überwachen. Am Ende dieses Zeitraums betäuben Sie die Mäuse mit Isofluran und euthanasieren Sie sie durch Enthauptung. Sammeln Sie Gewebe und analysieren Sie sie auf tägliche Veränderungen aufgrund des Fütterungsparadigmas.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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Alle Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

In den letzten Jahrzehnten wurden umfangreiche Forschungen zur Manipulation von Fressrhythmen und deren Auswirkungen auf die Physiologie durchgeführt. Der Aufbau und die Nutzung des hier beschriebenen Fütterungssystems kann als effiziente Methode zur Manipulation der Nahrungsaufnahme verwendet werden. Das Protokoll verwendet einen gemeinsamen 24-Stunden-Timer und einen Essensbecher, der als Acht-Kammer-Organizer als Schlüsselkomponenten des Systems konzipiert ist. Die Käfige lassen sich mit wenigen leicht zugänglichen Werkzeugen einfach konstruieren und die Handhabung des Systems ist benutzerfreundlich. Zu den wichtigsten Aspekten des Protokolls zur Anpassung des Systems zur Manipulation der rhythmischen Nahrungsaufnahme gehören das tägliche Wechseln der Futterbecher, da sich der Timer über einen Zeitraum von 24 Stunden dreht, das manuelle Zählen oder Wiegen der verbleibenden Lebensmittel und die tägliche Anpassung der Anzahl der Pellets für die AR-Fütterung. Typischerweise werden Plastikspäne gesehen, wenn Mäuse hungrig sind und keine ausreichende Nahrung bekommen. Dieses Problem kann behoben werden, indem ein paar weitere Futterpellets hinzugefügt werden, die sich an das Fütterungsschema halten, bis keine Plastikspäne mehr zu sehen sind. Bei der AR-Fütterung, bei der die tägliche Nahrung angepasst werden muss, sollte darauf geachtet werden, dass der Rhythmus der Nahrungsaufnahme nicht induziert wird (Abbildung 3B). Daher ist es vorzuziehen, Pellets in gegenüberliegenden Kompartimenten entweder hinzuzufügen oder zu subtrahieren, um Mäuse arrhythmisch zu ernähren.
Dieses System kann weiter verbessert werden, indem die Futterbecher mit einer Epoxidschicht beschichtet werden, um zu verhindern, dass die Mäuse in den Kunststoff beißen, und so die Lebensdauer der Futterbecher zu verlängern. Die Oberfläche des Timers für die Platzierung des Futterbechers kann auch so modifiziert werden, dass der Futterbecher flach und stabil auf dem Timer sitzt. Dies könnte das versehentliche Stoppen des Timers verhindern, das durch einen ungleichmäßig platzierten Timer verursacht wird. Einige der Käfigkomponenten, wie z. B. Futterbecher, können auch in 3D gedruckt werden, um die Kosten zu senken, und nach den Wünschen des Forschers angefertigt werden. Dies kann Futterbecher mit mehr als acht Fächern umfassen, die eine bessere Zeitauflösung als das aktuelle 3-Stunden-Fenster bieten können.
Obwohl dieses System sehr effizient ist, hat es einige Einschränkungen, wie z. B. die Arbeitsintensität, da der Forscher die Futterbecher immer noch alle 24 Stunden wechseln und die verbleibenden Lebensmittel manuell zählen/wiegen muss. Darüber hinaus müssen die Timer von Zeit zu Zeit überwacht werden, um potenzielle Probleme zu erkennen und/oder wenn sie nicht mehr funktionieren. Dies kann erreicht werden, indem die nach der Fütterung verbleibenden Futterpellets gezählt werden (z. B. indem festgestellt wird, ob einige Mäuse nur in wenigen Kompartimenten Futter gefressen und einige Kompartimente unberührt gelassen haben). Eine weitere Einschränkung dieses Systems besteht darin, dass es bei weiblichen Mäusen möglicherweise nicht so gut funktioniert, da die wenigen Experimente, die mit weiblichen Mäusen durchgeführt wurden, zeigten, dass sie dazu neigen, Nahrung zu horten und das Plastik mehr zu kauen als männliche Mäuse.
Nichtsdestotrotz ist dieses Fütterungssystem sehr effektiv bei der Manipulation der Nahrungsaufnahme, ist einfach zu konstruieren, zu bedienen, zu warten und im Vergleich zu den teuren automatisierten Futterautomaten, die auf dem Markt existieren, kostengünstig. Es kann leicht an die Anforderungen des Forschers angepasst und modifiziert werden und erfordert keine spezielle Schulung für die Bedienung des Systems. Wichtig ist, dass Timer nur eine geringe Menge an konstantem weißem Rauschen erzeugen, was verhindert, dass Mäuse Geräusche mit der Verfügbarkeit von Nahrung in Verbindung bringen.
Zusammenfassend beschreibt dieses Papier ein innovatives Fütterungssystem, das zur Überwachung der täglichen Nahrungsaufnahme bei Mäusen verwendet werden kann und angepasst werden kann, um Mäuse nach verschiedenen Paradigmen wie zeitlich begrenzter Fütterung, arrhythmischer Fütterung und fettreicher Ernährung zu füttern. Dieses System ergänzt die Liste der Werkzeuge, mit denen wichtige Fragen im Bereich der rhythmischen Nahrungsaufnahme und ihrer Auswirkungen auf die Physiologie beantwortet werden können.

Die zirkadiane Uhr ist bei allen Arten allgegenwärtig und bietet einen Zeitmessmechanismus, der Organismen hilft, sich an ihre rhythmisch verändernde Umgebung anzupassen. Der zirkadiane Herzschrittmacher befindet sich im suprachiasmatischen Kern (SCN) des Hypothalamus. Das SCN wird in erster Linie durch den Hell-Dunkel-Zyklus der Umgebung mitgerissen und synchronisiert periphere Uhren, die in fast jeder Zelle des Körpers vorhanden sind, über mehrere Hinweise, einschließlich neuronaler und hormoneller Signale, Fütterung und Körpertemperatur 1,2,3,4,5,6,7,8 . Bei Säugetieren beruht die molekulare zirkadiane Uhr auf dem heterodimeren Transkriptionsfaktor CLOCK: BMAL1 9,10, der die Expression der Kernuhrgene Periode (Per1, Per2 und Per3) und Cryptochrom (Cry1 und Cry2) steuert, um eine transkriptionelle Rückkopplungsschleife zu initiieren, die für die Erzeugung zirkadianer Rhythmen entscheidend ist 9,11,12 . Die molekulare Uhr reguliert auch die rhythmische Transkription von Tausenden von Genen, die die Rhythmizität praktisch jeder biologischen Funktion steuern13,14,15. Mehr als 50% des Genoms bei Säugetieren wird rhythmisch in mindestens einem Gewebetyp exprimiert 16,17,18, und Gewebe wie die Leber bei Mäusen haben etwa 25%-30% ihres Transkriptoms rhythmischexprimiert 18,19. Die rhythmische Genexpression ist entscheidend, um wichtige biologische Prozesse wie die Zellzykluskontrolle20, die Glukosehomöostase21 und den Aminosäurestoffwechsel22 zur richtigen Tageszeit zu aktivieren, um die Fitness des Organismus zu erhöhen.
In den letzten Jahrzehnten gab es immer mehr Hinweise darauf, dass die Nahrungsaufnahme als starker Synchronisierungshinweis für die Mitnahme von Rhythmen in der Genexpression in mehreren Geweben, einschließlich der Leber, wirken kann23,24. Wichtig ist, dass gezeigt wurde, dass die Fütterung unabhängig vom SCN oder vom Hell-Dunkel-Zyklus25 Rhythmen in der Leber mitreißt, und rhythmische Fütterung kann die rhythmische Genexpression steuern, ohne die molekulare Uhr 26,27,28,29,30,31 einzubeziehen. Eine auf die inaktive Periode von Mäusen (tagsüber) beschränkte Fütterung kehrt die Expressionsphase der Kernuhrgene und vieler rhythmischer Gene um31. Es hat sich gezeigt, dass die zeitlich begrenzte Fütterung (TRF), bei der es sich um eine Ernährungsintervention handelt, bei der die tägliche Kalorienzufuhr auf einen Zeitraum von 8-10 Stunden beschränkt ist, vor Fettleibigkeit, Hyperinsulinämie, Lebersteatose und metabolischem Syndrom schützt32,33. Alle oben genannten Experimente, bei denen die Nahrungsaufnahme manipuliert wird, erfordern, dass der Experimentator wirksame Methoden anwendet, um Nahrung zur richtigen Tageszeit zu liefern.
Es wurden verschiedene Methoden der Lebensmittellieferung entwickelt, die mehrere Vor- und Nachteile mit sich bringen 29,34,35,36,37,38,39 (Tabelle 1). Einige automatisierte Futterautomaten wurden so konzipiert, dass sie auf der Grundlage einer Software arbeiten, die die Menge, Dauer und den Zeitpunkt der Nahrungsverfügbarkeit steuert, während sie die Fütterung und die freiwillige Radlaufaktivität bei Mäusen34 aufzeichnet. Bei einigen anderen Methoden werden Mäuse für unterschiedliche Fütterungsbedingungen in verschiedene Käfige gesetzt, wobei der Experimentator zum Voraussetzungszeitpunkt38,39 manuell Futterpellets hinzufügt. Ein anderes System verwendet ein automatisiertes Zuführsystem, das von einem Computer gesteuert wird, bei dem eine pneumatisch angetriebene Abschirmung den Zugang zu Lebensmitteln verhindert und das entweder durch Zeitintervalle oder durch die Masse der Lebensmittel35 gesteuert werden kann. Alle diese Methoden erfordern entweder die Verwendung und Einrichtung einer computergestützten Software, die teuer sein kann und eine gewisse Schulung für den ordnungsgemäßen Betrieb des Instruments erfordert, oder sie sind arbeitsintensiv, da der Experimentator zu bestimmten Zeiten anwesend sein muss, um die Fütterungsbedingungen manuell zu ändern. Computergestützte Systeme haben auch ihren Anteil an Problemen, darunter Fehlfunktionen von Hebeln oder Türen, die das Essen herauslassen, Lebensmittelpellets, die in den Steckdosen stecken bleiben, und Softwareausfälle. Darüber hinaus birgt das Geräusch, das beim Öffnen von Türen oder Hebeln erzeugt werden kann, das Risiko, dass Mäuse so konditioniert werden, dass sie diese mit der Nahrungsabgabe in Verbindung bringen, wodurch die Interpretation der Auswirkungen der Lebensmittelmanipulation als ausschließlich auf den Zugang zu Nahrungsmitteln oder auf Auswirkungen auf andere Verhaltensrhythmen wie den Schlaf-Wach-Zyklus zurückzuführen ist. Das übergeordnete Ziel dieser Studie war es, ein erschwingliches und effizientes System zur Manipulation der langfristigen rhythmischen Nahrungsaufnahme zu entwickeln, das dazu beitragen würde, viele dieser oben genannten Probleme zu lindern. In erster Linie kann die Fütterungsvorrichtung, die entwickelt wurde und im Folgenden beschrieben wird, im Vergleich zu den automatisierten Maschinen (Tabelle 2) mit sehr geringen Kosten konstruiert werden und erfordert keine aufwändige Schulung für Handhabung, Bedienung und Wartung. Zweitens erzeugt das Fütterungssystem während der Essenslieferung nur ein weißes Hintergrundrauschen und keine lauten Geräusche, wodurch eine pawlowsche Konditionierung verhindert wird. Insgesamt ist dieses Fütterungssystem für Forscher wirtschaftlich, zugänglicher und zuverlässiger und gleichzeitig effizient bei der Manipulation der rhythmischen Nahrungsaufnahme.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#6 x 0.75 inch Phillips Pan Head Stainless Steel Sheet Metal Screw (50-Pack)</td>
			<td>Everbilt</td>
			<td>#800172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#8 x 1.5 inch Phillips Pan Head Zinc Plated Sheet Metal Screw (100-Pack)</td>
			<td>Everbilt&#160;</td>
			<td>#801622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25 inch gray PVC sheet (24 inch x 48 inch)</td>
			<td>USPlastic</td>
			<td>#45088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 inch PVC pipe (10 ft)</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>#531103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>45 mg dustless precision pellets</td>
			<td>Bio-Serv</td>
			<td>#F0165</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 ft. Extension Cord</td>
			<td>HDX</td>
			<td>HD#145-017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Food container (eight-compartment jewelry organizer)&#160;</td>
			<td>JewelrySupply</td>
			<td>#PB8301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Indoor Basic Timer</td>
			<td>General Electric</td>
			<td>#15119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oatey 4 inch ABS Pipe Test Cap with Knockout</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>#39103D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Diet with 45 kcal% fat (with red dye)</td>
			<td>Research Diets</td>
			<td>#D12451</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

manipulation of rhythmic food intake in mice using a custom-made feeding system

Die rhythmische Genexpression ist ein Kennzeichen des circadianen Rhythmus und essentiell für die Steuerung der Rhythmik biologischer Funktionen zur richtigen Tageszeit. Studien der letzten Jahrzehnte haben gezeigt, dass die rhythmische Nahrungsaufnahme (d.h. die Zeit, zu der Organismen während des 24-Stunden-Tages Nahrung zu sich nehmen) wesentlich zur rhythmischen Regulation der Genexpression in verschiedenen Organen und Geweben im ganzen Körper beiträgt. Die Auswirkungen der rhythmischen Nahrungsaufnahme auf Gesundheit und Physiologie wurden seitdem umfassend untersucht und haben gezeigt, dass die Einschränkung der Nahrungsaufnahme für 8 Stunden während der aktiven Phase Stoffwechselerkrankungen abschwächt, die sich aus einer Vielzahl von fettleibigen Diäten ergeben. Diese Studien erfordern oft den Einsatz kontrollierter Methoden zur zeitlichen Planung der Futterabgabe an Tiere. Dieses Manuskript beschreibt das Design und die Verwendung eines kostengünstigen und effizienten Systems, das im eigenen Haus entwickelt wurde, um die tägliche Nahrungsaufnahme zu messen und die rhythmische Nahrungsaufnahme bei Mäusen zu manipulieren. Dieses System beinhaltet die Verwendung erschwinglicher Rohstoffe, um Käfige zu bauen, die für die Lieferung von Lebensmitteln geeignet sind, nach einem benutzerfreundlichen Handhabungsverfahren. Dieses System kann effizient verwendet werden, um Mäuse nach verschiedenen Fütterungsschemata wie ad libitum, zeitlich begrenzten oder arrhythmischen Zeitplänen zu füttern, und kann eine fettreiche Diät beinhalten, um ihre Auswirkungen auf Verhalten, Physiologie und Fettleibigkeit zu untersuchen. Es wird beschrieben, wie sich Wildtyp-Mäuse (WT) an die unterschiedlichen Fütterungsschemata anpassen.

Das oben beschriebene Fütterungssystem kann zur langfristigen Manipulation der rhythmischen Nahrungsaufnahme bei Mäusen verwendet werden. Dieses System legt der Maus im Wesentlichen alle 3 Stunden ein neues Futterfach zur Verfügung, so dass der Forscher die Nahrung in jedem Fach gezielt manipulieren kann. Eine Anwendung bestand darin, das Profil der Nahrungsaufnahme über den Zeitraum von 24 Stunden zu analysieren. Die Daten deuten darauf hin, dass WT-Mäuse, die ad libitum mit normalem Futter gefüttert wurden, während der Nacht etwa 75% ihrer Nahrung zu sich nehmen (Abbildung 2A). Darüber hinaus erfolgt der größte Teil der Nahrung, die während des Tages gegessen wird, innerhalb von 3 Stunden vor dem Ausschalten des Lichts.
Mäuse, die ad libitum mit HFD gefüttert wurden, aßen in den ersten 2 Tagen der Exposition mehr Nahrung, wahrscheinlich aufgrund der Neuheit von HFD (Abbildung 2A). Nach 2 Tagen blieb die HFD-Aufnahme rhythmisch, jedoch mit einer verringerten Amplitude im Vergleich zur Fütterung mit normalem Chow ad libitum. Während sowohl männliche als auch weibliche WT-Mäuse mit HFD gefüttert wurden, wurde festgestellt, dass weibliche Mäuse eine große Menge an Futter auf dem Deckel des Fütterungsgeräts und im Käfig horteten, während Männchen kein merkliches Horten zeigten. Wie bereits erwähnt, kann das Horten von Lebensmitteln zu einer Fehleinschätzung des Lebensmittelkonsums und zu einer Fehlinterpretation der Daten führen. Außerdem bissen weibliche Mäuse häufiger in die Plastikränder der Futterbecher, vor allem in den Nachtfächern. Männliche Mäuse zeigten eine signifikante Gewichtszunahme nach 1 Woche normalem Ad-libitum-Futter und nach 1 Woche HFD (Abbildung 2E). Ein ähnlicher Trend wurde bei weiblichen Mäusen beobachtet, erreichte jedoch keine signifikanten p-Werte, was wahrscheinlich zum Teil auf die geringere Anzahl von Weibchen im Vergleich zu Männern zurückzuführen ist.
Mäuse, die auf eine NR-Diät umgestellt wurden, essen ihre täglichen Gesamtkalorien nur nachts, ohne dass die Kalorienaufnahme in den ersten 3-5 Wochen signifikant abnahm (Abbildung 3A). Eine längere Exposition gegenüber dem NR-Zeitplan verringert die tägliche durchschnittliche Kalorienaufnahme um 10%-15% im Vergleich zu Mäusen, die ad libitum gefüttert werden, wie an anderer Stelle beschrieben34. Mäuse, die auf eine AR-Diät umgestellt wurden, konsumierten ihre täglichen Gesamtkalorien in gleichen Mengen über den Tag verteilt, was zu einer dramatischen Dämpfung des täglichen Rhythmus der Nahrungsaufnahme führte (Abbildung 3B). Was den NR-Fütterungsplan betrifft, so wird der tägliche Durchschnitt der Kalorienaufnahme in den ersten 3-5 Wochen der Exposition nicht durch den AR-Fütterungsplan beeinflusst, sondern nimmt bei längerer Exposition ab. Die Mäuse zeigten eine Gewichtszunahme nach den NR- (Abbildung 3C) und AR-Zeitplänen (Abbildung 3C).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64624/64624fig01.jpg"> Abbildung 1: Konstruktion und Aufbau des Zuführapparatesystems . (A) Die Abmessungen des PVC-Bodens für das Zuführsystem und die Beschreibung, wo Löcher für die Befestigung der Zeitschaltuhr angebracht werden müssen. (B) Ein 24-Stunden-Timer vor und nach der Wiederverwendung des Drahtes und dem Bohren mit Schrauben für die Platzierung des Lebensmittelbechers. (C) Die zusammengebaute graue Basis und der Timer zusammen mit einem 4-Zoll-PVC-Rohr. (D) Der Futterbecher mit acht Fächern nach dem Abschneiden der Außenkanten. (E) Die endgültige Einrichtung von Käfigen, bei denen der Futterbecher mit einer 4-Zoll-Kappe abgedeckt ist, so dass jeweils nur ein Fach zugänglich ist. (F) Der Transport mehrerer Futterbecher während eines Experiments. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/64624fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64624/64624fig02.jpg"> Abbildung 2: Fütterungsprofile unter verschiedenen Ernährungsregimen . (A) Das Fütterungsprofil männlicher WT-Mäuse, die 7 Tage lang ad libitum mit normalem Futter (NC) und weiteren 7 Tagen mit fettreicher Diät (HFD) gefüttert wurden. Farbige Linien stellen einzelne Mausprofile dar (n = 7) und die schwarze Linie zeigt die durchschnittliche ± SEM von sieben Mäusen an. (B) Die fettreiche Diät vor und nach dem Schneiden. (C) Der Tagesdurchschnitt der Nahrungsaufnahme alle 3 h ± REM (n = 7). Der Durchschnitt wurde über die letzten 5 Tage entweder des NC- oder des HFD-Fütterungsplans berechnet. (D) Der Durchschnitt (links) und der Prozentsatz (rechts) der Nahrungsaufnahme während des Tages und der Nacht für Mäuse, die mit NC oder HFD gefüttert wurden. Die Werte repräsentieren den Durchschnitt von sieben Mäusen ± REM und wurden unter Verwendung der Nahrungsaufnahmedaten der letzten 5 Tage von NC- oder HFD-Fütterungsplänen berechnet. * p < 0,05 zwischen den beiden Gruppen ( gepaarter t-Test). (E) Das durchschnittliche Körpergewicht der im Experiment verwendeten Mäuse nach 1 Woche NC und 1 Woche HFD. Die Daten für Männchen (links) und Weibchen (rechts) sind mit * p < 0,05 zwischen den beiden Gruppen dargestellt (gepaarter t-Test). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/64624fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64624/64624fig03.jpg"> Abbildung 3: Manipulation des Tagesrhythmus der Nahrungsaufnahme. (A) Das Fütterungsprofil männlicher WT-Mäuse, die 2 Tage lang mit normalem Chow ad libitum gefüttert wurden, 3 Tage lang in ein nachteingeschränktes (NR) Fütterungsregime übergingen und 8 Nächte lang unter NR-Fütterung gehalten wurden. Die farbigen Linien stellen einzelne Mausprofile dar (n = 18) und die schwarze Linie zeigt die durchschnittliche ± SEM von 18 Mäusen an. Das graue Sternchen zeigt eine Fehlfunktion des Timers für diese Maus an dem einen Tag an, an dem sich der Timer nicht mehr dreht. (B) Fütterungsprofil von männlichen WT-Mäusen, die 2 Tage lang mit normalem Chow ad libitum gefüttert wurden, 1 Tag lang in ein arrhythmisches (AR) Fütterungsregime übergingen und 8 Nächte lang unter AR-Fütterung gehalten wurden. Die farbigen Linien stellen einzelne Mausprofile dar (n = 18) und die schwarze Linie zeigt den durchschnittlichen ± SEM der 18 Mäuse an. (C) Das durchschnittliche Körpergewicht der Mäuse, die im Experiment verwendet wurden, nach 2-wöchiger Exposition gegenüber NR- und AR-Diäten. Die Daten werden mit * p < 0,05 zwischen den beiden Gruppen angezeigt (gepaarter t-Test). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/64624fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
Tabelle 1: Vor- und Nachteile der bestehenden Fütterungssysteme. Eine Tabelle, in der verschiedene Fütterungssysteme aufgeführt sind, die zur Manipulation der Nahrungsaufnahme verwendet werden, mit einer kurzen Beschreibung der Vor- und Nachteile jedes Systems. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/Table1_JoVE_Sahasrabudhe%20et%20al_R1_RE.xlsx" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.</a>
Tabelle 2: Materialaufwand für den Bau des Zuführsystems. Eine Tabelle, in der die Kosten für den Bau des in diesem Dokument beschriebenen Fütterungssystems zusammen mit einer Schätzung der Baukosten pro Käfig aufgeführt sind. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/Table2_JoVE_Sahasrabudhe%20et%20al_RE.xls" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.</a>

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Manipulation of Rhythmic Food Intake in Mice Using a Custom-Made Feeding System

Die zeitliche Beschränkung der Nahrungsaufnahme hat sich als vielversprechende Intervention zur Abschwächung ernährungsbedingter Stoffwechselerkrankungen herausgestellt. Dieses Manuskript beschreibt den Aufbau und die Verwendung eines effizienten, selbst entwickelten Systems zur Messung und Manipulation der rhythmischen Nahrungsaufnahme bei Mäusen.

Manipulation der rhythmischen Nahrungsaufnahme bei Mäusen mit einem maßgeschneiderten Fütterungssystem

Rhythmic gene expression is a hallmark of the circadian rhythm and is essential for driving the rhythmicity of biological functions at the appropriate ...

Die zeitliche Beschränkung der Nahrungsaufnahme hat sich als vielversprechende Intervention zur Abschwächung ernährungsbedingter Stoffwechselerkrankungen herausgestellt. Dieses Protokoll beschreibt den Aufbau und die Verwendung eines effizienten, im eigenen Haus entwickelten Systems zur Messung und Manipulation der rhythmischen Nahrungsaufnahme bei Mäusen. Der Hauptvorteil des Systems besteht darin, dass es sich um ein kostengünstiges und effizientes System handelt, das mit erschwinglichen Materialien gebaut werden kann und gleichzeitig benutzerfreundlich ist.Dieses System kann verwendet werden, um Mäuse nach verschiedenen Fütterungsschemata zu füttern, wie z. B. ad libitum, zeitlich begrenzt oder arrhythmisch, und kann eine fettreiche Diät beinhalten, um ihre Auswirkungen auf die Physiologie zu untersuchen. Beschaffen Sie zunächst vier Stück 0,25-Zoll-PVC-Platten. Schneiden und kleben Sie die vier PVC-Stücke, um die Basis zu erhalten.Öffnen Sie als Nächstes den Timer, um den Stecker zu entfernen, und stellen Sie eine Verbindung mit einer Standardverlängerung oder einem Stromkabel her. Setzen Sie den Timer auf die PVC-Basis, um ihn mit den darin gebohrten Löchern auszurichten, und befestigen Sie ihn mit 1,5-Zoll-Schrauben. Bohren Sie vier Löcher auf die Oberseite des Timers und befestigen Sie 0,75-Zoll-Schrauben, um den Lebensmittelbehälter mit acht Fächern zu halten.Verwenden Sie einen Mäusekäfig mit einer Breite von mehr als 4,5 Zoll und schneiden Sie mit einer Lochsäge ein 4,5-Zoll-Loch in den Boden des Käfigs. Stellen Sie dann einen Lebensmittelspender mit einem vier Zoll großen Schmuck-Organizer mit acht Fächern her. Schneiden Sie den Rand des Behälters so ab, dass er gut in das Rohr passt.Verwenden Sie eine vier Zoll große PVC-Rohrkappe und schneiden Sie ein Loch, das der Größe eines einzelnen Spenderfachs entspricht, um eine Öffnung zu schaffen, die jeweils nur eines der acht Fächer freilegt. Sobald alle Käfige eingestellt sind, ist das endgültige Setup fertig. Um den Transport zu erleichtern, nehmen Sie drei Stücke 0,25-Zoll-PVC-Rohr, bohren Sie ein 0,625-Zoll-Loch in die Mitte von zwei Stücken und kleben Sie sie zusammen.Führen Sie dann ein 0,625-Zoll-PVC-Rohr durch sie. Auf dieser Baugruppe können dann Lebensmittelbecher gestapelt werden. Bewerten Sie die Timer, bevor Sie die Mäuse einführen, indem Sie das Setup an Steckdosen anschließen.Legen Sie ein Stück Nestlet zu einem aufgezeichneten Zeitpunkt in ein Fach und überwachen Sie die Position des Nestlets sechs Stunden später, um sicherzustellen, dass sich der Timer sofort dreht. Bringen Sie die Maus in den Experimentierraum und gewöhnen Sie sie an den Hell-Dunkel-Zyklus, wie im Manuskript beschrieben. Notieren Sie das Gewicht der Maus, bevor Sie sie einzeln in den Futterkäfigen unterbringen, und stellen Sie sicher, dass die Maus ad libitum Zugang zu Wasser, Einstreu und Nestlets hat.Geben Sie 1,5 Gramm Futter in alle acht Fächer des Futterbechers und stellen Sie den Futterbecher auf den Timer. Setzen Sie dann den Deckel auf den Futterbecher, so dass nur ein Fach freigelegt wird. Vier Fächer repräsentieren Tagespunkte und die anderen vier stellen Nachtpunkte dar.Wechseln Sie das Futter jeden Tag zur gleichen Zeit und zählen Sie die Anzahl der Pellets, die in jedem Fach verbleiben, um die Menge der verzehrten Lebensmittel zu berechnen. Überwachen Sie das Fütterungsprofil eine Woche lang, um ein grundlegendes Fütterungsprofil von Mäusen zu erhalten, die ad libitum gefüttert wurden, und für die nächtliche Diät. Setzen Sie die Maus nach drei bis sieben Tagen Ad-libitum-Diät auf eine Übergangsdiät, indem Sie die Anzahl der Pellets in den Tageskompartimenten schrittweise reduzieren.Überwachen Sie die Nahrungsaufnahme zwei Wochen lang, nachdem sich die Maus an das nächtliche Regime angepasst hat. Passen Sie während dieser Zeit die Menge an Futter an, die jeder Maus verabreicht wird, um sie besser an ihren gesamten Nahrungsverzehr anzupassen. Wiegen Sie die Maus am Ende der zwei Wochen, um jede Gewichtsveränderung aufgrund des Fütterungsschemas zu überwachen.Berechnen Sie nach einer Woche Ad-libitum-Diät die durchschnittliche tägliche Nahrungsaufnahme und die Menge an Lebensmitteln, die in jedem Fach bereitgestellt werden müssen, wie im Manuskript beschrieben. Erreichen Sie eine arrhythmische Fütterung, indem Sie sicherstellen, dass Mäuse den ganzen Tag über in allen acht Kompartimenten die gleiche Menge an Nahrung erhalten. Dann setzen Sie die Mäuse auf eine Übergangsdiät, indem Sie die Menge der pro Kompartiment verabreichten Nahrung über drei bis fünf Tage schrittweise reduzieren, um jeglichen Rhythmus der Nahrungsaufnahme aufzuheben.Passen Sie während der arrhythmischen Diät das Futter täglich an, um sicherzustellen, dass Mäuse nur wenige Pellets zurücklassen und die richtige Menge an Futter erhalten. Nehmen Sie Anpassungen vor, wie im Manuskript beschrieben. Um eine Gewichtsveränderung aufgrund des Fütterungsschemas zu überwachen, wiegen Sie die Maus am Ende der zwei Wochen.Das Fütterungsprofil zeigt, dass Wildtyp-Mäuse, die ad libitum mit normalem Chow gefüttert werden, während der Nacht etwa 75% ihrer Nahrung fressen. Mäuse, die ad libitum mit fettreicher Diät gefüttert wurden, aßen an den ersten beiden Expositionstagen mehr Nahrung, wahrscheinlich aufgrund der Neuheit der fettreichen Diät. Die tägliche durchschnittliche Nahrungsaufnahme alle drei Stunden.Der Durchschnitt und der Prozentsatz der Nahrungsaufnahme während des Tages und der Nacht für Mäuse, die mit normalem Futter oder fettreicher Diät gefüttert wurden, waren vergleichbar. Männliche Mäuse zeigten eine signifikante Gewichtszunahme nach einer Woche ad libitum normalem Futter und fettreicher Diät. Mäuse, die auf eine nächtliche Diät umstellten, aßen ihre gesamten täglichen Kalorien nur nachts, ohne die Kalorienaufnahme in den ersten drei bis fünf Wochen signifikant zu verringern.Mäuse, die auf eine arrhythmische Diät umstellten, konsumierten ihre gesamten täglichen Kalorien in gleichen Mengen über den Tag verteilt, was ihren täglichen Nahrungsaufnahmerhythmus dramatisch dämpfte. Die Mäuse zeigten eine Gewichtszunahme nach dem nächtlichen und arrhythmischen Fütterungsregime. Das Wichtigste, was Sie bei der Verwendung dieses Fütterungssystems beachten sollten, ist sicherzustellen, dass die Timer während des gesamten Experiments ordnungsgemäß funktionieren.Mit diesem Fütterungssystem können Forscher die Lebensmittellieferung an ihre Bedürfnisse anpassen, was ihnen schließlich helfen könnte, Fragen zu den Auswirkungen unterschiedlicher Mahlzeitenzeiten auf Gesundheit und Krankheit zu beantworten.

Research

JoVE Journal

Biology

Visualization of Caenorhabditis elegans Cuticular Structures Using the Lipophilic Vital Dye DiI

Visualization of Caenorhabditis elegans Cuticular Structures Using the Lipophilic Vital Dye DiI

Visualisierung von Caenorhabditis elegans Cuticle Strukturen mit der lipophilen Vital Dye, DiI

The cuticle of C. elegans is a highly resistant structure that surrounds the exterior of the animal1-4. The cuticle not only protects the animal from the ...

Forschung

Biologie

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) System

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We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein ...

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Very intriguing questions arise with our advancing knowledge on gut microbiota composition and the relationship with health, particularly relating to the ...

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