Name: a piglet perinatal asphyxia model to study cardiac injury and hemodynamics after cardiac arrest, resuscitation, and the return of spontaneous circulation
Uploaded: 2023-01-13T13:20:00
Duration: 10 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation at J

Nous tenons à remercier tous les chercheurs et chercheurs qui ont aidé à établir, à développer et à peaufiner ce modèle de porcelet d’asphyxie périnatale et d’arrêt cardiaque dans nos installations. Nous tenons à remercier le personnel des installations de recherche animale de l’Institut de recherche chirurgicale et de l’Institut de médecine comparée de l’Université d’Oslo, en Norvège, et les techniciens de recherche de l’Université de l’Alberta, à Edmonton, au Canada, pour leur collaboration au fil des ans. Nous remercions le programme de recherche des étudiants en médecine de l’Université d’Oslo, le Conseil norvégien de la recherche et la Société norvégienne des SMSN et de la mortinaissance pour le soutien économique apporté à cette publication.

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts pertinent à divulguer dans le cadre de cet article.

Ce modèle de porcelet prend beaucoup de temps et est techniquement difficile, avec plusieurs étapes critiques. Un équilibre délicat dans les médicaments, les interventions chirurgicales et la méthode pour provoquer un arrêt cardiaque est nécessaire pour assurer un taux de survie raisonnable. Comme le protocole est d’une durée relativement longue et comprend plusieurs étapes critiques, la réalisation des expériences nécessite une préparation minutieuse et une équipe dévouée et fonctionnelle, et les expériences doivent être menées dans des installations qui ont de l’expérience dans la recherche sur les grands animaux. Nos équipes de recherche ont réalisé des expériences sur un à trois porcelets en parallèle. Il est recommandé d’avoir au moins deux personnes présentes en tout temps pendant les expériences et au moins trois personnes si les expériences doivent être menées avec trois porcelets en même temps.
Les parties particulièrement critiques et techniquement difficiles des expériences sont les suivantes : 1) s’assurer que tout l’équipement fonctionne et que tous les outils d’échantillonnage des données sont disponibles, fonctionnels et étalonnés; 2) une ventilation mécanique bonne et satisfaisante, en particulier avant l’asphyxie et pendant la RCR; 3) intervention chirurgicale; 4) l’induction de l’asphyxie; 5) vérifier l’arrêt cardiaque; 6) RCR; et 7) l’échantillonnage des échantillons, en particulier à des moments critiques comme l’arrêt cardiaque et les ROSC. Les étapes les plus critiques du protocole sont l’induction de l’asphyxie et la constatation de l’arrêt cardiaque. Dans les premières expériences, du CO2 a été ajouté au gaz d’asphyxie pour imiter étroitement l’acidose respiratoire et métabolique mixte de l’asphyxie périnatale 10,11,13,14,15,16,20. Cependant, dans des expériences ultérieures 7,21,22 où le gaz CO2 n’était pas disponible, la réduction du taux de ventilation mécanique suivie du clampage de l’ETT après 20-30 min a également été observée pour entraîner une acidose respiratoire et métabolique mixte. Des niveaux élevés de CO2 à l’arrêt cardiaque sont non seulement importants pour imiter la situation clinique, mais peuvent également influencer les ROSC. La raison en est peut-être que l’arrêt cardiaque semble se produire à un pH spécifique et que le pH dépend à la fois du lactate et du CO2. Étant donné que l’hypercapnie est plus facilement inversée que l’acidose lactique, l’acidose principalement respiratoire par rapport à l’acidose métabolique peut déterminer la rapidité avec laquelle les porcelets se remettent de l’asphyxie. D’autres modèles d’asphyxie périnatale ou d’EHI chez les porcelets commencent souvent la réoxygénation/réanimation avant l’arrêt cardiaque, généralement en fonction des valeurs MAP ou de la durée de l’asphyxie (p. ex. 45 min d’asphyxie 29, 2h d’asphyxie 30, MAP de 20 mmHg 31, MAP de 30-35 mmHg 30, MAP de 70 % sous la valeur initiale29,32). L’avantage de ce modèle est qu’en induisant un arrêt cardiaque, il est possible d’étudier la RCR néonatale et d’échantillonner des données avant, pendant et juste après l’arrêt cardiaque. Notamment, la découverte fortuite qu’une fraction importante de porcelets ont PEA 7,33 pendant un arrêt cardiaque peut augmenter l’applicabilité du modèle au-delà du domaine de la périnatalogie 34.
Au fil des ans, le modèle a été affiné afin de minimiser l’exposition des porcelets aux sédatifs et aux interventions chirurgicales et d’améliorer l’échantillonnage et l’enregistrement des données. Les protocoles antérieurs 10,11,13,14,15,16,20 incluaient l’induction de l’anesthésie avec le sévoflurane. Cela a maintenant été abandonné, car le protocole actuel consiste à établir directement l’accès IV par une veine de l’oreille et des médicaments intraveineux. Cela est possible car la détresse du porcelet est évitée simplement en emmaillotant le porcelet dans une serviette avant l’insertion du cathéter intraveineux périphérique par un prestataire qualifié. Le midazolam a également été utilisé dans les premiers protocoles expérimentaux; cependant, l’évaluation subjective du chercheur (R.S.) qui a effectué la grande majorité des autopsies était que le cerveau était dans un état pire lors de l’autopsie si le midazolam était utilisé en perfusion continue. Par conséquent, nous n’utilisons plus que le fentanyl IV pour maintenir l’anesthésie. Le midazolam peut être utilisé en bolus si le porcelet présente des signes de détresse et si le fentanyl et/ou le pentobarbital ne montrent aucun effet; Cependant, nous n’avons presque jamais eu à l’administrer.
En termes d’autres raffinements, dans des expériences précédentes, les porcelets ont été trachéotomisés avec un tube endotrachéal étroitement sécurisé placé à travers une incision sous-glottique. Cette procédure fournit une voie respiratoire sans fuite, mais provoque un stress chirurgical pour le porcelet. D’autre part, en raison des voies respiratoires supérieures plus grandes du porcelet, l’intubation endotrachéale est associée à des fuites importantes lors de l’utilisation d’ETT non menottés. Par conséquent, nous avons commencé à utiliser des ETT à menottes, ce qui a entraîné une fuite nulle et des taux ROSC significativement plus élevés, comparables aux expériences avec des porcelets trachéotomisés. En outre, certains ajustements ont été apportés en ce qui concerne l’échantillonnage des données. Certaines des expériences précédentes 7,19,22,33,35,36 impliquaient l’utilisation d’une sonde d’écoulement placée autour de l’artère carotide commune gauche. Cette sonde d’écoulement n’a pas été facilement disponible dans notre institut d’Oslo au cours des dernières années. Notre laboratoire d’Edmonton utilise toujours une sonde d’écoulement carotidien, et son utilisation pourrait fournir des données hémodynamiques supplémentaires précieuses au modèle. Quelques expériences antérieures impliquaient également l’utilisation d’un cathéter pression-volume placé dans le ventricule gauche en le faisant avancer à travers l’une des carotides. L’administration de compressions thoraciques a confondu les enregistrements du cathéter de pression et de volume et, dans certains cas, a même causé une défaillance et une rupture du cathéter. Ainsi, son utilisation a été abandonnée dans le modèle d’arrestation. Récemment, des moniteurs de CO non invasifs ont été ajoutés au protocole, et nous nous concentrons sur l’optimisation des signaux ECG lors d’un arrêt cardiaque et de la RCR, car ils pourraient fournir des informations précieuses sur la morphologie de l’ECG et le PEA. Enfin, le temps d’observation post-ROSC a été prolongé de 4 h à 9,5 h, car 4 h est trop court pour pouvoir détecter les changements histopathologiques, la mort cellulaire et les changements dans certains biomarqueurs.
L’une des limites les plus importantes de ce modèle, et de l’utilisation des porcelets en général comme modèle translationnel, est que, contrairement à la RCR en salle d’accouchement, la transition cardio-pulmonaire postnatale a déjà eu lieu chez les porcelets. Il est improbable que les porcelets aient des shunts cardiovasculaires fœtaux ouverts et des pressions pulmonaires élevées, comme ce serait le cas chez un nouveau-né asphyxié. Bien qu’une étude de Fugelseth et coll.37, qui utilisait une version antérieure de ce modèle d’asphyxie chez les porcelets (et non d’arrêt cardiaque), ait montré que les shunts vasculaires sont susceptibles de se rouvrir chez les porcelets pendant l’asphyxie, leurs réponses à la ventilation et au soutien hémodynamique peuvent différer. Par conséquent, les mesures physiologiques ne sont pas toujours représentatives d’un nouveau-né humain en transition. Certaines différences anatomiques entre les porcelets et les nouveau-nés sont également présentes, telles que les voies respiratoires supérieures plus grandes chez les porcelets, qui provoquent des fuites ETT (ce qui signifie qu’il est important d’utiliser des ETT à menottes) et une température basale plus élevée.
Malgré ces limites, il existe une longue tradition dans la communauté mondiale de recherche d’utiliser les porcelets comme modèle translationnel pour l’asphyxie périnatale. Le porc est semblable à l’homme en termes d’anatomie, de physiologie, d’histologie, de biochimie et d’inflammation38, et à part un poids de naissance inférieur à terme (1,5-2,5 kg), le porcelet nouveau-né a une taille assez similaire à celle du nouveau-né humain. La taille et l’anatomie permettent l’instrumentation, la surveillance, l’imagerie et la collecte de spécimens biologiques comparables au nouveau-né humain. Ce modèle permet également des études de réanimation, car les compressions thoraciques sont relativement faciles à effectuer de la même manière que chez les nouveau-nés humains, et les porcs ont une anatomie et une physiologie cardiaques semblables à celles des humains39, y compris la distribution du sang coronaire, l’apport sanguin au système de conduction, l’aspect histologique du myocarde et les réponses biochimiques et métaboliques aux lésions ischémiques40. Un autre facteur important est que le porcelet nouveau-né a un développement cérébral périnatal comparable à celui du nouveau-né humain41, et l’asphyxie entraîne une réponse biochimique avec hypercapnie et acidose respiratoire et métabolique mixte, qui ressemble à celle du nouveau-né asphyxié.
Pour conclure, ce modèle d’asphyxie périnatale est techniquement difficile et prend beaucoup de temps. Cependant, il fournit des informations précieuses sur les changements physiologiques et hémodynamiques pendant l’asphyxie périnatale, permet des études de réanimation néonatale et fournit des informations précieuses sur les changements physiologiques avant, pendant et après un arrêt cardiaque, qui pourraient également intéresser d’autres domaines de recherche en médecine en dehors de la périnatologie.

L’asphyxie périnatale est causée par un échange gazeux compromis (hypoxémie et hypercapnie) avant, pendant et/ou après la naissance. Il en résulte une réduction du flux sanguin (ischémie) vers les organes vitaux et une acidose respiratoire et métabolique mixte subséquente. L’asphyxie périnatale est une complication congénitale courante qui cause chaque année 580 000 décès infantiles dans le monde1. Il est essentiel de réduire ce nombre pour réduire les décès chez les nouveau-nés et les enfants de moins de 5 ans, comme indiqué dans l’objectif de développement durable numéro 3.2 des Nations Unies (c.-à-d. mortalité néonatale <12 pour 1 000 naissances vivantes et mortalité des moins de 5 ans <25 pour 1 000 naissances vivantes)2.
Cliniquement, l’asphyxie se manifeste par une encéphalopathie hypoxique ischémique (EHI), une dépression respiratoire et une insuffisance circulatoire chez le nouveau-né3 (c.-à-d. symptômes et signes d’hypoxie-ischémie des organes vitaux)4. Par conséquent, un nourrisson asphyxié peut avoir besoin d’un traitement pour l’encéphalopathie, y compris les convulsions, et d’une assistance respiratoire et circulatoire avancée. À l’échelle mondiale, chaque année, jusqu’à 10 millions de nourrissons nécessitent une forme d’intervention, telle qu’une stimulation tactile, et 6 à 7 millions de nourrissons ont besoin d’une ventilation assistée à la naissance5. Ainsi, l’asphyxie périnatale exerce une pression énorme sur le système de soins de santé, avec des implications socio-économiques associées. Pour réduire la charge mondiale de morbidité attribuée à l’asphyxie périnatale, nos groupes de recherche estiment que les domaines d’intervention suivants devraient être étudiés dans les études scientifiques : la prévention, y compris l’amélioration des soins prénatals et obstétriques et du suivi; biomarqueurs pronostiques; et optimisation de la réanimation et de la stabilisation en salled’accouchement 6.
Les porcelets nouveau-nés et les nourrissons humains en gestation à terme ont une anatomie et une physiopathologie similaires7. Bien qu’aucun modèle animal d’asphyxie périnatale et d’arrêt cardiaque ne puisse créer tout l’aspect de l’échec de la transition périnatale menant à l’asphyxie et à l’arrêt cardiaque, les porcelets sont de bons modèles translationnels.
Dès les années 1970, nous avons développé un modèle d’hypoxie chez des porcs adultes8. Il a été affiné avec succès par les groupes de recherche9, fournissant ainsi un modèle de porcelet d’asphyxie périnatale 10,11,12,13,14,15,16,17,18. En 2007, les premières expériences d’arrêt cardiaque chez les porcelets ont été réalisées à l’Institut de recherche chirurgicale de l’hôpital universitaire d’Oslo11,13,15,16. Le modèle d’arrestation a fourni des preuves pour l’élaboration de lignes directrices 10,13,15,16,19,20, ainsi que de vastes possibilités d’études physiologiques et de mise à l’essai d’équipement et d’outils de diagnostic 14,21, protocoles de réanimation (études contrôlées randomisées)13,15,16,22, et les biomarqueurs sanguins et tissulaires 10,12,20. Ainsi, le modèle s’est avéré polyvalent et une seule série expérimentale a traditionnellement été utilisée pour répondre à plusieurs questions de recherche. Ceci est important et en accord avec les trois R (réduction, remplacement et raffinement) de la recherche sur les animaux d’expérimentation23 (c.-à-d. le principe de réduction du nombre d’animaux sacrifiés à des fins scientifiques).
Dans le protocole suivant, le modèle de porcelet de l’asphyxie périnatale est décrit en détail, y compris comment induire, définir et vérifier l’arrêt cardiaque. Le modèle a été affiné pour minimiser l’exposition aux sédatifs et aux interventions chirurgicales et comprend la ventilation mécanique, l’asphyxie, la réanimation, l’observation post-réanimation et le prélèvement d’échantillons de sang, d’urine et de liquide céphalorachidien. Nos groupes collectent aussi traditionnellement des tissus d’organes vitaux post-mortem, mais la procédure de prélèvement de tissus n’est pas décrite en détail dans ce protocole. Le modèle simule une agression hypoxique avec une acidose respiratoire et métabolique mixte, qui reflète la biochimie des nouveau-nés humains asphyxiés. Grâce à la surveillance étroite des porcelets avec des évaluations invasives de la pression artérielle (PA) et de la fréquence cardiaque (FC), de l’oxymétrie de pouls (PO), de l’électrocardiogramme (ECG), de la cardiographie d’impédance (ICG) et de la spectroscopie proche infrarouge (NIRS), la physiologie de l’asphyxie périnatale, avec un accent particulier sur le cœur, peut être étudiée en détail.
Le modèle est techniquement difficile, car un équilibre très fin dans les médicaments, les interventions chirurgicales et la méthode pour provoquer un arrêt cardiaque est nécessaire pour assurer un taux de survie raisonnable. La conduite des expériences nécessite une préparation minutieuse et une équipe dévouée et performante. La sélection des animaux de laboratoire semble également jouer un rôle important dans la réussite des expériences. Dans cet article, nous décrivons le protocole en détail et nos expériences avec celui-ci.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Acid-base machine (ABL 800 Flex)</td>
			<td>Radiometer Medical ApS, Br&#248;nsh&#248;j, Denmark</td>
			<td>989-963</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AcqKnowledge 4.0 software for PC</td>
			<td>Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA</td>
			<td>ACK100W</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive aperture drape</td>
			<td>OneMed Group Oy, Helsinki, Finland</td>
			<td>1505-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline (1 mg/mL)</td>
			<td>Takeda AS, Asker, Norway</td>
			<td>Vnr 00 58 50</td>
			<td>Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm</td>
			<td>Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden</td>
			<td>682245</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arterial forceps</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen</td>
			<td>Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway</td>
			<td>110093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benelyte, 500 mL</td>
			<td>Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway</td>
			<td>79011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150</td>
			<td>Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA</td>
			<td>ECG100C, MP150WSW</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Box of cardboard for sample storage</td>
			<td>Syhehuspartner HF, Oslo, Norway</td>
			<td>2000076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cannula , 23G x 1 1/4&#34;- Nr.14</td>
			<td>Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain</td>
			<td>300700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cannula, 18G x 2&#34;</td>
			<td>Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain</td>
			<td>301900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cannula, 21G x 1 1/2&#34;- Nr.2</td>
			<td>Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain</td>
			<td>304432</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge (Megafuge 1.0R)&#160;</td>
			<td>Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany</td>
			<td>75003060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidin colored 5 mg/mL</td>
			<td>Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway</td>
			<td>00 73 24</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Combi-Stopper</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>4495101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CRF form</td>
			<td>Self-made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Thermometer ama-digit ad 15 th</td>
			<td>Amarell, Kreuzwertheim, Germany</td>
			<td>9243101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECG electrodes, Skintact</td>
			<td>Leonhard Lang, Innsbruck, Austria</td>
			<td>FS-TC1 /10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric heating mattress</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extension set</td>
			<td>Codan Medizinische Ger&#228;te GmbH &#38; Co KG, Lensahn, Germany</td>
			<td>71.4021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl (50 &#181;g/mL)</td>
			<td>Hameln, Saksa, Germany</td>
			<td>00 70 16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine wood chips</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Finnpipette F1, 100-1000 &#181;L</td>
			<td>VWR, PA, USA</td>
			<td>613-5550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fully equipped surgical room</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas hose</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze swabs 5 cm x 5 cm</td>
			<td>Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL</td>
			<td>LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark</td>
			<td>46 43 27</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm</td>
			<td>Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland</td>
			<td>223003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICON&#160;</td>
			<td>Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany</td>
			<td></td>
			<td>Portable non-invasive cardiometer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25</td>
			<td>Ambu A/S, Ballerup, Denmark</td>
			<td>WsP25-00-S/50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infusomat Space medical pump</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>8713050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Invasive blood pressure monitoring system</td>
			<td>Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany</td>
			<td>74.6604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2&#160;</td>
			<td>KaWe Medical, Asperg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leoni plus mechanical ventilator&#160;</td>
			<td>L&#246;wenstein Medical SE &#38; Co. KG, Bad Ems, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid nitrogen 230 L</td>
			<td>Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway</td>
			<td>102730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tubes, 1.5 ml</td>
			<td>Forsyningssenteret, Trondheim, Norway</td>
			<td>72.690.001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcuff endotracheal tube, size 3.5</td>
			<td>Avanos, GA, USA</td>
			<td>35162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm</td>
			<td>Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden</td>
			<td>391350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neonatal piglets 12-36 h of age</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>As young as possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIRS electrodes,&#160;FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small</td>
			<td>Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA</td>
			<td>01-07-2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter&#160;FORE-SIGHT</td>
			<td>Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA</td>
			<td>01-06-2020</td>
			<td>May also use INVOS, Covidien</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.</td>
			<td>Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway</td>
			<td>Vare nr. 141387</td>
			<td>Unmixed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.</td>
			<td>Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway</td>
			<td>141388</td>
			<td>For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL</td>
			<td>VWR, PA, USA</td>
			<td>479-6847</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Original Perfusor Line, I Standard PE</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>8723060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5</td>
			<td>Masimo, Neuch&#226;tel, Switzerland</td>
			<td>9196</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65</td>
			<td>Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA</td>
			<td>N65-PDN1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital (100 mg/mL)</td>
			<td>Norges Apotekerforening, Oslo, Norway</td>
			<td>Pnr 811602</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tips</td>
			<td>VWR, PA, USA</td>
			<td>732-2383</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic container with holes</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>Has to allow for circulation of air</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels</td>
			<td>VWR, PA, USA</td>
			<td>BRDY805911</td>
			<td>For nunc tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor, single use disposable</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber gloves</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber hot water bottles</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml</td>
			<td>Laerdal Medical, Stavanger, Norway</td>
			<td>86005000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smallbore T-Port Extension Set</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>471954</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme</td>
			<td>Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria</td>
			<td>size 7: 822751701</td>
			<td>Different sizes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stethoscope&#160;</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stopcocks, 3-way, Discofix</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>16494C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stylet size 3.5&#160;</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2&#160;</td>
			<td>KaWe Medical, Asperg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical blade, size 15</td>
			<td>Swann Morton LTD, Sheffield England</td>
			<td>205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical forceps</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical sponges, sterile</td>
			<td>M&#246;lnlycke Health Care, G&#246;teborg, Sweden</td>
			<td>C0130-3025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical swabs</td>
			<td>M&#246;lnlycke Health Care, G&#246;teborg, Sweden</td>
			<td>159860-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m&#160;</td>
			<td>3M Norge AS, Lillestr&#248;m, Norway</td>
			<td>153.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0</td>
			<td>Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA</td>
			<td>SN653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture, Polysorb Braided Absorbable</td>
			<td>Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA</td>
			<td>GL884</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>9161406V</td>
			<td>Used for acid base blood sampling. Flush with heparin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>4616103V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 2.5 mL BD Plastipak</td>
			<td>Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain</td>
			<td>300185</td>
			<td>Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>4617207V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>4616200V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>4616057V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>4617509F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG,&#160; Melsungen, Germany</td>
			<td>4616502F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Table drape sheet, asap drytop</td>
			<td>Asap Norway AS, Skien, Norway</td>
			<td>83010705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m&#160;</td>
			<td>BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA</td>
			<td>66005305, 72067-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Towels</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transparent IV-fixation</td>
			<td>Mediplast AB, Malm&#246;, Sweden</td>
			<td>60902106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound gel</td>
			<td>Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK</td>
			<td>1157</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound machine, LOGIQ e</td>
			<td>GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA</td>
			<td>5417728-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Utility drape, sterile</td>
			<td>OneMed Group Oy, Helsinki, Finland</td>
			<td>1415-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuette K3E K3EEDTA 2mL</td>
			<td>Greiner Bio-One GmbH, Kremsm&#252;nster, Austria</td>
			<td>454222</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm</td>
			<td>Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden</td>
			<td>393222</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>Typically cone shaped</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weight</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a piglet perinatal asphyxia model to study cardiac injury and hemodynamics after cardiac arrest, resuscitation, and the return of spontaneous circulation

Les porcelets néonatals ont été largement utilisés comme modèles translationnels pour l’asphyxie périnatale. En 2007, nous avons adapté un modèle d’asphyxie de porcelet bien établi en introduisant l’arrêt cardiaque. Cela nous a permis d’étudier l’impact de l’asphyxie sévère sur les principaux critères de jugement, y compris le temps nécessaire au retour de la circulation spontanée (ROSC), ainsi que l’effet des compressions thoraciques selon des protocoles alternatifs de réanimation cardiorespiratoire. En raison des similitudes anatomiques et physiologiques entre les porcelets et les nouveau-nés humains, les porcelets servent de bons modèles dans les études de réanimation cardiorespiratoire et de surveillance hémodynamique. En fait, ce modèle d’arrêt cardiaque a fourni des preuves pour l’élaboration de lignes directrices grâce à la recherche sur les protocoles de réanimation, la physiopathologie, les biomarqueurs et les nouvelles méthodes de surveillance hémodynamique. Notamment, la découverte fortuite qu’une fraction importante des porcelets ont une activité électrique sans pouls (EEP) pendant un arrêt cardiaque peut accroître l’applicabilité du modèle (c.-à-d. qu’il peut être utilisé pour étudier la physiopathologie au-delà de la période périnatale). Cependant, la génération de modèles est techniquement difficile et nécessite divers ensembles de compétences, un personnel dévoué et un équilibre délicat des mesures, y compris les protocoles chirurgicaux et l’utilisation de sédatifs / analgésiques, pour assurer un taux de survie raisonnable. Dans le présent document, le protocole est décrit en détail, ainsi que les expériences d’adaptation au protocole au fil des ans.

Une fois les porcelets instrumentés et stabilisés, les mesures ECG et PA sont collectées en continu à l’aide d’un logiciel d’acquisition et d’analyse de données. Les changements hémodynamiques pendant l’asphyxie peuvent facilement être vus dans le logiciel (Figure 5). La PA diminue progressivement pendant l’asphyxie jusqu’à l’arrêt cardiaque lorsque la PA = 0. Une fois le ROSC atteint, la PA augmente, puis après un certain temps, elle se normalise à nouveau. Les données de PA et d’ECG peuvent être utilisées pour différents types d’analyses, par exemple, le calcul de la pression de perfusion coronaire pendant la RCP et les changements du rythme et de la morphologie de la PA et de l’ECG avant, pendant et/ou après l’asphyxie.
Le volume et l’indice cardiaque de l’AVC sont surveillés en permanence à l’aide de la cardiographie d’impédance (une mesure non invasive du débit cardiaque)21. Pour étudier les lésions cardiaques, les marqueurs myocardiques du stress oxydatif et du métabolisme anaérobie sont mesurés19. De plus, les enzymes cardiaques, y compris la troponine T cardiaque, peuvent être mesurées dans le plasma (résultats non encore publiés).
L’asphyxie modifie la physiologie du porcelet. La figure 6 montre un exemple de la façon dont HR (Figure 6A), MAP (Figure 6B), pH (Figure 6C), pCO2 (Figure 6D), excès de base (Figure 6E) et lactate (Figure 6F) changent tout au long de l’expérience. Comme prévu, le MAP, le pH et l’excès de base diminuent pendant l’asphyxie, tandis que le pCO2 et le lactate augmentent (acidose respiratoire et métabolique mixte). Vers la fin de l’expérience, les valeurs se normalisent.
Historiquement, les expériences ont été réalisées avec des porcelets trachéotomisés 11,13,15,16,19 (c.-à-d. avec des voies respiratoires sans fuite). Pour limiter le stress chirurgical, les porcelets ont été intubés par endotrachéale avec des ETT non menottés dans des expériences à partir de 2019. Dans ces expériences,21, des taux de ROSC nettement plus faibles ont été observés. Ainsi, dans des expériences récentes, nous avons comparé les taux de ROSC en utilisant des ETT non menottés par rapport aux ETT menottés. Lors de l’utilisation d’ETT non menottés, 7 porcelets sur 19 ont atteint un ROSC, et lors de l’utilisation d’ETT menottés, 5/5 porcelets ont atteint ROSC (p = 0,012) (résultats non publiés). Cette constatation confirme l’importance d’une voie respiratoire sans fuite dans ce modèle.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64788/64788fig05.jpg"> Figure 5 : Échantillonnage continu des données à l’aide du logiciel d’acquisition et d’analyse des données. Un exemple de l’aspect de l’échantillonnage continu des données dans le logiciel d’acquisition et d’analyse de données. (A) PA pour l’ensemble de l’expérience. (B) Complexes battement à battement de BP et ECG. Différentes parties de l’expérience sont indiquées dans le panneau (A): 1) début de l’asphyxie, 2) arrêt cardiaque et RCR, 3) ROSC. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64788/64788fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64788/64788fig06.jpg"> Figure 6 : Changements dans les variables cardiovasculaires et métaboliques tout au long de l’expérience. Une démonstration de la façon dont les différentes variables changent tout au long de l’expérience. Les six points temporels indiqués sont les suivants : juste avant le début de l’hypoxie (ligne de base), 10 min d’hypoxie, arrêt cardiaque, ROSC, 120 min après ROSC et la fin de l’étude (570 min après ROSC). (A) fréquence cardiaque (FC), (B) pression artérielle moyenne (MAP), (C) pH, (D) pression partielle de CO 2 (pCO2), (E) excès de base et (F) lactate. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64788/64788fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation

Ce modèle de porcelet implique l’instrumentation chirurgicale, l’asphyxie jusqu’à l’arrêt cardiaque, la réanimation et l’observation post-réanimation. Le modèle permet des prélèvements multiples par animal et, en utilisant la pression artérielle invasive continue, l’ECG et la surveillance non invasive du débit cardiaque, il fournit des connaissances sur l’hémodynamique et la physiopathologie cardiaque dans l’asphyxie périnatale et la réanimation cardiorespiratoire néonatale.

Un modèle d’asphyxie périnatale chez le porcelet pour étudier les lésions cardiaques et l’hémodynamique après un arrêt cardiaque, la réanimation et le retour de la circulation spontanée

Neonatal piglets have been extensively used as translational models for perinatal asphyxia. In 2007, we adapted a well-established piglet asphyxia model ...

Ce protocole est important car il permet d’étudier les changements hémodynamiques et physiologiques avant, pendant et après l’asphyxie périnatale et l’arrêt cardiaque. Parce que ce modèle inclut l’arrêt cardiaque, il nous permet d’étudier les facteurs liés à la réanimation cardiorespiratoire néonatale et comment ils affectent la physiologie et l’hémodynamique. Ce modèle fournit des informations précieuses sur les nouveau-nés asphyxiés.Les observations ont mis en lumière la physiopathologie de l’arrêt cardiaque, y compris l’activité électrique sans pouls. Cela étend son applicabilité à d’autres groupes de patients. Ce modèle est techniquement difficile et les expériences devraient être effectuées dans des installations expérimentées avec des recherches de grande et longue envergure, de préférence de gros sous-granulés.Le protocole doit être étudié en détail. Ronnaug Solberg, Anne Lee Solevag et Sera Sebastian, infirmière de salle d’opération, de nos installations de recherche à l’Université d’Oslo, se joindront à moi pour faire la démonstration de cette procédure. Avant de commencer l’intervention chirurgicale, préparez tout le matériel nécessaire et remplissez tous les cathéters avec une solution saline normale.Notez l’heure à laquelle la chirurgie commence sur le formulaire d’inscription de cas ou CRF. Stérilisez la peau du porcelet anesthésié avec cinq milligrammes par millilitre de chlorhexidine colorée à l’aide de trois à cinq éponges chirurgicales et recouvrez d’un champ d’ouverture adhésif. Faites une incision cutanée de 2,5 centimètres de long sur le côté droit du cou du porcelet et rétractez la peau des deux côtés de l’incision à l’aide de rétracteurs de paupières.Ensuite, à l’aide d’une pince artérielle, disséquez et exposez la veine jugulaire interne et placez deux fils de suture en nylon à trois zéros sous la veine jugulaire pour la maintenir stable. En tenant l’une des sutures dans une main et le cathéter veineux central dans l’autre, insérez le cathéter et retirez l’aiguille. Rincer avec un millilitre de solution saline normale pour confirmer le placement correct du cathéter.Maintenant, attachez l’un des fils de suture qui a été utilisé pour maintenir la veine autour de la veine et le cathéter dans la zone où le cathéter est à l’intérieur de la veine. Fermez la peau avec des sutures résorbables à quatre zéros et connectez le fentanyl IV et une solution équilibrée d’électrolytes glucidiques au cathéter veineux central. À l’aide d’un scalpel, faites une incision cutanée de 2,5 centimètres de long sur le côté gauche du cou du porcelet, légèrement plus médiale que l’incision précédente du côté droit.Ensuite, rétractez la peau des deux côtés de l’incision à l’aide de rétracteurs de paupières. À l’aide d’une pince artérielle, disséquez et exposez l’artère carotide médiale commune au muscle sternocléidomastoïdien. Stabilisez l’artère carotide commune en plaçant une paire de fils de suture à trois zéros en nylon en dessous.En tenant l’une des sutures dans une main et le cathéter artériel central dans l’autre, insérez le cathéter artériel central et retirez l’aiguille. Ensuite, attachez l’un des fils de suture maintenant l’artère autour de l’artère et le cathéter dans la zone où le cathéter est à l’intérieur de l’artère. Après avoir confirmé le placement correct du cathéter en le rinçant avec un millilitre de solution saline normale, fixez les ailes du cathéter à la peau avec des sutures résorbables à quatre zéro et fermez la peau.Ensuite, connectez le porcelet au système invasif de surveillance de la pression artérielle. Couvrez le cathéter avec un pansement transparent et commencez l’acquisition des données. Une fois que le cathéter artériel central est en place, notez l’heure de fin de la chirurgie sur le CRF.Notez l’heure de début de l’asphyxie sur le CRF ainsi que les mesures physiologiques du porcelet. Immédiatement avant de commencer l’asphyxie, prélever des échantillons de sang sur le porcelet et arrêter l’administration de fentanyl IV. Pour commencer l’asphyxie, tournez le cadran à oxygène du ventilateur mécanique à 100% et réduisez le taux de ventilation de 10 gonflages par minute.Tout en remplaçant le tuyau d’oxygène du ventilateur par le gaz d’asphyxie, assurez-vous que la saturation en oxygène du porcelet est réduite pour s’assurer que l’induction de l’asphyxie est réussie. Après avoir poursuivi l’asphyxie pendant 10 minutes, réduisez le taux de ventilation de 10 gonflements supplémentaires par minute. À partir de ce moment, après 10 minutes et par la suite toutes les cinq minutes jusqu’à l’arrêt cardiaque.Suivez l’état à base d’acide et notez les mesures physiologiques du porcelet le long du CRF. Poursuivre l’asphyxie jusqu’à l’arrêt cardiaque. Réduisez le taux de ventilation de 10 gonflements par minute toutes les 10 minutes et serrez le tube endotrachéal ou l’ETT avec une pince artérielle après 30 minutes d’asphyxie.Lorsque la pression artérielle moyenne tombe en dessous de 20 millimètres de mercure, commencez l’auscultation continue du cœur. Auscultez le cœur et informez l’équipe lorsque le rythme cardiaque devient inaudible. Ensuite, retirez la pince ETT s’il y a lieu et réglez la fraction appropriée d’oxygène inspiré et les réglages du ventilateur conformément au protocole.Dans le même temps, retournez le tuyau de gaz d’asphyxie du ventilateur à la sortie d’oxygène. Enfin, prélevez des échantillons de sang correspondant au point temporel d’arrêt cardiaque tout en vous préparant à la réanimation cardiorespiratoire. Si le Comité international de liaison sur la réanimation recommande trois à une RCR, ventilez mécaniquement le porcelet pendant 30 secondes après l’arrêt cardiaque.Ensuite, commencez les compressions thoraciques et visez un rapport compression thoracique / ventilation de trois pour un. Utilisez la technique des deux pouces et des mains circulaires pour comprimer la poitrine à une profondeur d’un tiers du diamètre thoracique et postérieur et permettre un recul complet de la poitrine. Viser à générer une pression artérielle systolique supérieure à 20 millimètres de mercure.Après 30 secondes de compressions thoraciques, administrez de l’adrénaline IV et répétez-la toutes les trois minutes de RCR pour un maximum de quatre doses. Rincez le cathéter avec un millilitre de solution saline normale après chaque administration d’adrénaline. Déterminer le retour de la circulation spontanée ou ROSC en observant les tracés de pression artérielle et l’ECG et le confirmer par auscultation cardiaque.Poursuivre les efforts de réanimation jusqu’au ROSC ou pour un maximum de 15 minutes. Si la réanimation réussit, notez le temps de ROSC, la durée de la RCR en secondes et le nombre de doses d’adrénaline administrées dans le CRF. Si la RCR ne réussit pas dans les 15 minutes, arrêtez les efforts de réanimation et notez l’heure du décès.Enfin, après ROSC, prélever des échantillons de sang et des enregistrements CRF dès que possible et poursuivre les enregistrements décrits dans le manuscrit pendant 9,5 heures supplémentaires. La tension artérielle du porcelet a chuté progressivement depuis le début de l’asphyxie et est devenue nulle lorsque l’arrêt cardiaque s’est produit. La PB a augmenté une fois que le ROSC a été atteint avant de prendre un certain temps pour se normaliser à nouveau.Les changements dans la physiologie du porcelet pendant l’asphyxie ont été clairement indiqués par les changements de la fréquence cardiaque, de la pression artérielle moyenne, du pH, de la pression partielle du dioxyde de carbone, de l’excès de base et du lactate. Comme prévu, la pression artérielle moyenne, le pH et l’excès de base ont diminué pendant l’asphyxie, tandis que la pression partielle de dioxyde de carbone et de lactate signifiant l’acidose respiratoire et métabolique mixte a augmenté. Cependant, les valeurs se sont normalisées vers la fin de l’expérience.Le maintien d’une bonne ventilation pendant la réanimation cardiorespiratoire et l’échantillonnage correct des données sont des éléments particulièrement critiques de ce protocole. Ce modèle nouveau-né a fourni des preuves pour l’élaboration de lignes directrices grâce à la recherche sur l’utilisation d’oxygène supplémentaire et les protocoles de réanimation. En outre, la physiopathologie, les biomarqueurs et de nouvelles méthodes de surveillance hémodynamique ont été étudiés.

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