Name: a simple protocol for mapping the plant root system architecture traits
Uploaded: 2023-02-10T13:10:00
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Nous remercions le département de l’Agriculture des États-Unis (subvention 58-6406-1-017) d’appuyer cette recherche. Nous remercions également le WKU Biotechnology Centre, Western Kentucky University, Bowling Green, KY, États-Unis, et le directeur du CSIR Central Institute of Medicinal and Aromatic Plants, Lucknow, Inde, pour avoir fourni les installations et le soutien de l’instrument (communication manuscrite CIMAP du CSIR n° CIMAP/PUB/2022/103). SS reconnaît le soutien financier de l’Université Saint-Joseph, Philadelphie, États-Unis.

L’ensemble du protocole est résumé schématiquement à la figure 1, montrant toutes les étapes essentielles impliquées dans la révélation de l’architecture du système racinaire (RSA) des plantules. Les étapes du protocole sont données en détail ci-dessous:
1. Stérilisation de la surface des graines d’Arabidopsis
<ol><li>Transférer une petite cuillère (environ 100 graines = environ 2,5 mg) de graines dans un tube à microfuge e...

<ol>
	<li>Shukla, D., Rinehart, C. A., Sahi, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+study+of+excess+phosphate+response+reveals+ethylene+mediated+signaling+that+negatively+regulates+plant+growth+and+development.">Comprehensive study of excess phosphate response reveals ethylene mediated signaling that negatively regulates plant growth and development.</a> Scientific Reports. 7 (1), 3074 (2017).</li><li>Rell&#225;n-&#193;lvarez, R., Lobet, G., Dinneny, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+control+of+root+system+biology.">Environmental control of root system biology.</a> Annual Review of Plant Biology. 67, 619-642 (2016).</li><li>Gruber, B. D., Giehl, R. F. H., Friedel, S., von Wir&#233;n, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasticity+of+the+Arabidopsis+root+system+under+nutrient+deficiencies.">Plasticity of the Arabidopsis root system under nutrient deficiencies.</a> Plant Physiology. 163 (1), 161-179 (2013).</li><li>Shukla, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+expression+analysis+reveals+contrasting+regulation+of+phosphate+starvation+response+(PSR)+in+root+and+shoot+of+Arabidopsis+and+its+association+with+biotic+stress.">Genome-wide expression analysis reveals contrasting regulation of phosphate starvation response (PSR) in root and shoot of Arabidopsis and its association with biotic stress.</a> Environmental and Experimental Botany. , 188 (2021).</li><li>Robbins 2nd, ., E, N., Dinneny, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+is+required+for+perception+of+water+availability+to+pattern+root+branches+in+plants.">Growth is required for perception of water availability to pattern root branches in plants.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (4), E822-E831 (2018).</li><li>Linkohr, B. I., Williamson, L. C., Fitter, A. H., Leyser, H. M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nitrate+and+phosphate+availability+and+distribution+have+different+effects+on+root+system+architecture+of+Arabidopsis.">Nitrate and phosphate availability and distribution have different effects on root system architecture of Arabidopsis.</a> The Plant Journal. 29 (6), 751-760 (2002).</li><li>Lynch, J. P., Brown, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topsoil+foraging:+an+architectural+adaptation+of+plants+to+low+phosphorus+availability.">Topsoil foraging: an architectural adaptation of plants to low phosphorus availability.</a> Plant and Soil. 237 (2), 225-237 (2001).</li><li>L&#243;pez-Bucio, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphate+availability+alters+architecture+and+causes+changes+in+hormone+sensitivity+in+the+Arabidopsis+root+system.">Phosphate availability alters architecture and causes changes in hormone sensitivity in the Arabidopsis root system.</a> Plant Physiology. 129 (1), 244-256 (2002).</li><li>Jain, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+sucrose+and+auxin+on+localized+phosphate+deficiency-induced+modulation+of+different+traits+of+root+system+architecture+in+Arabidopsis.">Differential effects of sucrose and auxin on localized phosphate deficiency-induced modulation of different traits of root system architecture in Arabidopsis.</a> Plant Physiology. 144 (1), 232-247 (2007).</li><li>Jain, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variations+in+the+composition+of+gelling+agents+affect+morphophysiological+and+molecular+responses+to+deficiencies+of+phosphate+and+other+nutrients.">Variations in the composition of gelling agents affect morphophysiological and molecular responses to deficiencies of phosphate and other nutrients.</a> Plant Physiology. 150 (2), 1033-1049 (2009).</li><li>Jain, A., Sinilal, B., Dhandapani, G., Meagher, R. B., Sahi, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+deficiency+and+excess+of+zinc+on+morphophysiological+traits+and+spatiotemporal+regulation+of+zinc-responsive+genes+reveal+incidence+of+cross+talk+between+micro-+and+macronutrients.">Effects of deficiency and excess of zinc on morphophysiological traits and spatiotemporal regulation of zinc-responsive genes reveal incidence of cross talk between micro- and macronutrients.</a> Environmental Science and Technology. 47 (10), 5327-5335 (2013).</li><li>Jain, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+Fe-responsive+genes+in+bioreduction+and+transport+of+ionic+gold+to+roots+of+Arabidopsis+thaliana+during+synthesis+of+gold+nanoparticles.">Role of Fe-responsive genes in bioreduction and transport of ionic gold to roots of Arabidopsis thaliana during synthesis of gold nanoparticles.</a> Plant Physiology and Biochemistry. 84, 189-196 (2014).</li><li>Williamson, L. C., Ribrioux, S. P., Fitter, A. H., Leyser, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphate+availability+regulates+root+system+architecture+in+Arabidopsis.">Phosphate availability regulates root system architecture in Arabidopsis.</a> Plant Physiology. 126 (2), 875-882 (2001).</li><li>Yang, T. J. W., Lin, W. D., Schmidt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+the+Arabidopsis+iron+deficiency+response+reveals+conserved+transition+metal+homeostasis+networks.">Transcriptional profiling of the Arabidopsis iron deficiency response reveals conserved transition metal homeostasis networks.</a> Plant Physiology. 152 (4), 2130 (2010).</li><li>Kobae, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zinc+transporter+of+Arabidopsis+thaliana+AtMTP1+is+localized+to+vacuolar+membranes+and+implicated+in+zinc+homeostasis.">Zinc transporter of Arabidopsis thaliana AtMTP1 is localized to vacuolar membranes and implicated in zinc homeostasis.</a> Plant Cell and Physiology. 45 (12), (2004).</li><li>Al-Ghazi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+responses+of+Arabidopsis+root+architecture+to+phosphate+starvation:+evidence+for+the+involvement+of+auxin+signalling.">Temporal responses of Arabidopsis root architecture to phosphate starvation: evidence for the involvement of auxin signalling.</a> Plant, Cell and Environment. 26 (7), 1053-1066 (2003).</li><li>S, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> National Institutes of Health. , 1997-2007 (1997).</li><li>Dubrovsky, J. G., Forde, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+analysis+of+lateral+root+development:+pitfalls+and+how+to+avoid+them.">Quantitative analysis of lateral root development: pitfalls and how to avoid them.</a> The Plant Cell. 24 (1), 4-14 (2012).</li><li>Weeks, J. T., Ye, J., Rommens, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+an+in+planta+method+for+transformation+of+Alfalfa+(Medicago+sativa).">Development of an in planta method for transformation of Alfalfa (Medicago sativa).</a> Transgenic Research. 17 (4), 587-597 (2008).</li><li>Shukla, D., Krishnamurthy, S., Sahi, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microarray+analysis+of+Arabidopsis+under+gold+exposure+to+identify+putative+genes+involved+in+the+synthesis+of+gold+nanoparticles+(AuNPs).Genomics+Data.">Microarray analysis of Arabidopsis under gold exposure to identify putative genes involved in the synthesis of gold nanoparticles (AuNPs).Genomics Data.</a> 3, 100-102 (2015).</li></ol>

Ce travail a démontré la cartographie de RSA à l’aide d’un équipement de laboratoire simple. En utilisant cette méthode, les altérations phénotypiques sont enregistrées au niveau raffiné. L’avantage de cette stratégie est que la portion de pousses n’entre jamais en contact avec les milieux, de sorte que le phénotype des plantules est original. Cette méthode consiste à mettre en place un système hydroponique pour faire pousser des plantules comme décrit dans le protocole. Ensuite, chaque plantule es...

L’architecture du système racinaire (RSA), qui est souterraine, est un organe vital pour la croissance et la productivitédes plantes 1,2,3. Après le stade embryonnaire, les plantes subissent leurs changements morphologiques les plus importants. La façon dont les racines poussent dans le sol affecte grandement la croissance des parties de la plante au-dessus du sol. La croissance racinaire est la première étape de la germination. C’est un trait informatif car il répond de manière unique aux différents nutriments disponibles 1,2,3,4. Le RSA présente un degré élevé de plasticité développementale, ce qui signifie que l’environnement est toujours utilisé pour prendre des décisions concernant le développement 2,5. Les changements dans l’environnement ont rendu la production agricole plus difficile dans le scénario actuel. Sur une base continue, le RSA intègre les signaux environnementaux dans les choix de développement5. Par conséquent, une compréhension approfondie des principes qui sous-tendent le développement racinaire est essentielle pour apprendre comment les plantes réagissent aux environnements changeants 2,5.
Le RSA détecte les concentrations variables de nutriments et rend les altérations phénotypiques 4,6,7,8,9,10,11,12. Des études suggèrent que la morphologie racinaire/RSA est très plastique par rapport à la morphologiedes pousses 1,3. La cartographie des caractères RSA est très efficace pour enregistrer l’effet de la modification de l’environnement du sol environnant 1,11,12.
En général, des divergences dans l’effet de diverses carences nutritionnelles sur le phénotype racinaire ont été signalées dans de nombreuses études antérieures 3,11,13,14,15. Par exemple, il existe plusieurs rapports contrastés sur les changements induits par la famine de phosphate (Pi) dans le nombre, la longueur et la densité des racines latérales (LR). Une augmentation de la densité LR a été signalée dans l’état de carence en Pi 6,8. En revanche, une diminution de la densité LR dans des conditions déficientes en Pi a également été rapportée par d’autres auteurs 3,13,16. L’une des principales causes de ces incohérences est l’utilisation du milieu gélifiant élémentaire sujet à la contamination, dont la gélose en contient souvent10. Les chercheurs cultivent généralement leurs plantes expérimentales sur un système de plaques à base d’agar et enregistrent les traits racinaires. De nombreux traits RSA sont souvent dissimulés ou incrustés dans la gélose et ne peuvent pas être documentés. Les expériences liées à l’induction d’une carence en nutriments, dans lesquelles les utilisateurs excluent souvent totalement un composant du milieu, ne peuvent pas être réalisées dans un milieu gélifiant élémentaire sujet à la contamination11,14,15. De nombreux nutriments sont fréquemment présents en quantités importantes dans les milieux gélosé, y compris P, Zn, Fe et bien d’autres11,14,15. En outre, la croissance du RSA est plus lente dans les milieux liquides à base d’agar que dans les milieux liquides non à base d’agar. Par conséquent, il est nécessaire d’établir une autre approche non fondée sur la gélose pour quantifier et enregistrer qualitativement le phénotype de l’ASR. Par conséquent, la méthode actuelle a été développée, dans laquelle les plantules sont élevées dans un système hydroponique à base de boîte magenta sur un treillis de polypropylène soutenu par des coins en polycarbonate 1,10,11.
Cette étude présente une version improvisée détaillée de la méthode antérieure décrite par Jain et al.10. Cette stratégie a été adaptée aux demandes actuelles en biologie des racines des plantes et peut également être utilisée pour des plantes comme la luzerne, autres que les plantes modèles. Le protocole est le principal moyen de mesurer les changements dans RSA, et il ne nécessite qu’un équipement simple. Le présent protocole illustre comment phénotyper plusieurs caractéristiques racinaires, telles que les racines primaires et latérales en milieu normal et modifié (Pi déficient). Des instructions étape par étape et d’autres conseils utiles tirés des expériences de l’auteur sont fournis pour aider les chercheurs à suivre les méthodologies offertes dans cette méthode. La présente étude vise à fournir une méthode simple et efficace pour révéler l’ensemble du système racinaire des plantes, y compris les LR d’ordre supérieur. Cette méthode consiste à étaler manuellement le système racinaire avec un pinceau rond d’aquarelle, permettant un contrôle précis de l’exposition des racines 1,10,11,12. Il ne nécessite pas d’équipement coûteux ou de logiciel compliqué. Cette méthode a amélioré l’absorption des nutriments et le taux de croissance; Les plantes ont une solution riche en nutriments facilement absorbée par leurs racines. La méthode actuelle convient aux chercheurs qui souhaitent cartographier en détail les caractéristiques du système racinaire d’une plante, en particulier au début du développement (10-15 jours après la germination). Il convient aux petits systèmes racinaires, aux plantes modèles comme Arabidopsis et le tabac, et aux plantes non conventionnelles comme la luzerne jusqu’à ce que leur système racinaire rentre dans les boîtes magenta.
Les étapes de l’analyse phénotypique du développement du RSA chez Arabidopsis sont décrites dans ce protocole comme suit: (1) la méthode de stérilisation de la surface des semences pour les plantes (Arabidopsis), (2) les étapes de mise en place du système hydroponique, suivie du semis des graines sur un milieu, (3) la procédure de prélèvement des semis complets et d’épandage sur la plaque de Petri pour l’analyse RSA, (4) comment enregistrer les images pour RSA, et (5) calculer les paramètres RSA importants à l’aide du logiciel ImageJ.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Arabidospsis thaliana (Col 0)</td>
			<td>Lehle Seeds</td>
			<td>WT-02</td>
			<td>Columbia (Col-0**, no markers)*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Art brushes</td>
			<td>Amazon or any other vendor</td>
			<td></td>
			<td>Water color round brush size no. 14 (8 mm), 16 (9.5 mm), 18 (12 mm), and 20 (14.2 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Automated Microscope with digital camera</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td></td>
			<td>LAS version 4.12.0, Leica Microsystems</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging Software</td>
			<td>ImageJ</td>
			<td></td>
			<td>ImageJ V 
			&#160;1.8.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magenta box GA-7</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>50-255-176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medicago sativa</td>
			<td>Johnny&#39;s Seeds</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri-plate (150 mm x 15 mm)</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>8609-0215</td>
			<td>150 mm x 15 mm PS Petri Dish (https://www.usascientific.com)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photo camera</td>
			<td>Cannon or Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Any high mega pixel (atleast 12 mega pixel per inch) camera on macro mode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plant-Agar</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A3301</td>
			<td>Agargel&#160; Suitable for plant tissue culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate Sheets</td>
			<td>Amazon</td>
			<td></td>
			<td>1 mm&#160; thick</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene Mesh</td>
			<td>Amazon</td>
			<td></td>
			<td>Pore size 250 &#181;m, 500 &#181;m and 1000 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scanner</td>
			<td>Epson</td>
			<td></td>
			<td>Epson Perfection V700 Photo (Scan at 600 dpi)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple protocol for mapping the plant root system architecture traits

Une connaissance approfondie de l’élaboration de l’architecture du système racinaire des plantes (ASF) est essentielle pour améliorer l’efficacité de l’utilisation des éléments nutritifs et accroître la tolérance des cultivars aux défis environnementaux. Un protocole expérimental est présenté pour la mise en place du système hydroponique, la croissance des plantules, l’épandage RSA et l’imagerie. L’approche a utilisé un système hydroponique à base de boîte magenta contenant un treillis en polypropylène soutenu par des cales en polycarbonate. Les contextes expérimentaux sont illustrés par l’évaluation de l’ARS des plantules sous divers apports en éléments nutritifs (phosphate [Pi]). Le système a été établi pour examiner le RSA d’Arabidopsis, mais il est facilement adaptable pour étudier d’autres plantes comme Medicago sativa (luzerne). Les plantules d’Arabidopsis thaliana (Col-0) sont utilisées dans cette étude comme exemple pour comprendre le RSA de la plante. Les graines sont stérilisées en surface en traitant à l’éthanol et à l’eau de Javel commerciale diluée, et conservées à 4 °C pour la stratification. Les graines sont germées et cultivées sur un milieu liquide demi-MS sur un treillis de polypropylène soutenu par des coins en polycarbonate. Les plantules sont cultivées dans des conditions de croissance standard pendant le nombre de jours souhaité, délicatement choisies dans le maillage et immergées dans des plaques de gélose contenant de l’eau. Chaque système racinaire des plantules est étalé doucement sur la plaque remplie d’eau à l’aide d’un pinceau d’art rond. Ces plaques de Petri sont photographiées ou scannées à haute résolution pour documenter les traits RSA. Les caractéristiques des racines, telles que la racine primaire, les racines latérales et la zone de ramification, sont mesurées à l’aide du logiciel ImageJ disponible gratuitement. Cette étude fournit des techniques pour mesurer les caractéristiques des racines des plantes dans des environnements environnementaux contrôlés. Nous discutons de la façon (1) de cultiver les plantules et de collecter et de répandre des échantillons de racines, (2) d’obtenir des images d’échantillons de RSA étalés, (3) de capturer les images et (4) d’utiliser un logiciel d’analyse d’images pour quantifier les attributs racinaires. L’avantage de la méthode actuelle est la mesure polyvalente, facile et efficace des traits RSA.

Les différents traits morphométriques de l’architecture du système racinaire (RSA) sont mesurés à l’aide d’outils de laboratoire simples, et les étapes sont représentées schématiquement à la figure 1. Les détails de la configuration hydroponique démontrent le potentiel du protocole dans la mesure du RSA (Figure 1 et Figure 2).
Compte tenu des différences observées dans les gélifiants,...

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A Simple Protocol for Mapping the Plant Root System Architecture Traits

Nous utilisons des outils de laboratoire simples pour examiner l’architecture du système racinaire (RSA) d’Arabidopsis et de Medicago. Les plantules sont cultivées en hydroponie sur des mailles et étalées à l’aide d’un pinceau d’art pour révéler le RSA. Les images sont prises à l’aide d’un balayage ou d’une caméra haute résolution, puis analysées avec ImageJ pour cartographier les traits.

Un protocole simple pour cartographier les caractéristiques de l’architecture du système racinaire végétal

Comprehensive knowledge of plant root system architecture (RSA) development is critical for improving nutrient use efficiency and increasing crop cultivar ...

Il s’agit d’une méthode hydroponique non invasive pour mesurer l’architecture du système racinaire à l’aide d’équipements de laboratoire de routine. Ce protocole permet la visualisation complète de l’ensemble du système racinaire de la plante en l’étalant manuellement. L’un des principaux avantages de l’analyse RSA est qu’elle permet d’étudier le système racinaire des plantes sans qu’il soit nécessaire d’introduire une contamination élémentaire indésirable.Cette méthode peut enregistrer l’interaction environnementale directe, y compris les conditions hormonales, nutritionnelles et climatiques avec le RSA des systèmes végétaux. Commencez la stérilisation en surface des graines d’Arabidopsis en trempant une petite cuillère d’environ 100 graines dans de l’eau distillée à température ambiante. Après 30 minutes, centrifuger brièvement les graines à 500 G pendant cinq secondes à l’aide d’une centrifugeuse de table.Ensuite, décantez l’eau et ajoutez 700 microlitres d’éthanol à 70% avant de faire tourbillonner le tube pendant quelques secondes. Centrifuger à nouveau les graines. Si nécessaire, répéter le tourbillon et la centrifugation, en veillant à ce que le traitement à l’éthanol à 70% ne dépasse pas trois minutes.Après trois minutes, rincez immédiatement les graines à l’eau stérile. Ensuite, traitez les graines à l’aide d’eau de Javel commerciale diluée contenant une goutte de TWEEN 20 pendant sept minutes. Mélanger les graines avec une solution d’eau de Javel en retournant rapidement les tubes huit à 12 fois.Après une brève centrifugation, décanter le surnageant à l’aide d’une pipette d’un millilitre et rincer les graines au moins cinq fois avec de l’eau stérile, en suivant la même procédure de vortex. Laissez les graines stérilisées à la surface dans l’eau et incuberez-les pendant deux à trois jours à quatre degrés Celsius pour la stratification. Autoclave la boîte standard en magenta à moitié remplie d’eau distillée.Couper la feuille de polycarbonate autoclavée en quatre rectangles sur huit centimètres avec un point médian entaillé à plus de la moitié du rectangle de sorte que deux rectangles puissent s’emboîter ensemble pour former une forme en X. Utilisez cette configuration pour contenir le filet de polypropylène de 250 micromètres coupé en carrés de six centimètres sur six. Dans l’armoire à flux d’air laminaire, ajoutez un milieu stérile demi-MS basal avec des vitamines et 1,5% de saccharose à chaque boîte pour atteindre le bord inférieur du filet de polypropylène.Semez les graines stérilisées en surface sur la maille hydroponique et cultivez-les pendant trois jours. Après trois jours, transférez les plantules sur un maillage de pores de 500 micromètres et laissez-les pousser pendant deux jours. Ensuite, transférez les plantules sur le milieu témoin et dans le milieu expérimental, et laissez les graines pousser pendant sept jours.Ajouter 10 à 20 millilitres d’eau du robinet filtrée autoclavée à la plaque de Petri. Retirez doucement les plants de la maille de 500 micromètres. À l’aide d’un pinceau d’art rond, étalez des racines végétales dans l’assiette remplie d’eau et immergez-les dans l’eau.Inclinez légèrement la plaque pour éliminer l’eau. Scannez ou photographiez ces plaques de Petri de manière appropriée. Mesurez l’architecture du système racine, ou traits RSA, à l’aide du logiciel ImageJ disponible gratuitement, puis ouvrez le fichier à analyser.Après avoir défini l’échelle, utilisez l’outil Ligne droite pour créer une sélection de ligne qui délimite la barre d’échelle. Terminez le contour en cliquant avec le bouton droit de la souris, en double-cliquant ou en cliquant dans la case au début. Pour mesurer la longueur de la barre d’échelle connue en pixels, cliquez sur analyser, puis sur mesure dans la barre d’outils.Notez la longueur des pixels. Ouvrez la boîte de dialogue Définir l’échelle en cliquant sur l’onglet Définir l’échelle dans l’onglet Analyser. Vérifiez la longueur des pixels dans le champ distance en pixels.Ensuite, entrez la valeur de la barre d’échelle dans le champ de distance connue et définissez l’unité de longueur en millimètres. Verrouillez l’échelle de cette image particulière en cliquant sur OK. Utilisez l’outil Ligne segmentée pour une sélection de ligne qui définit la longueur de la racine.Une fois le contour terminé, ajustez la sélection de ligne en cliquant et en faisant glisser les petites poignées noires et blanches le long du contour. Sous l’onglet d’analyse de ImageJ, sélectionnez la commande de mesure et quantifiez la longueur de la racine. Transférez les données mesurées vers une feuille de calcul en cliquant avec le bouton droit de la souris sur la fenêtre de résultats, en sélectionnant tout copier dans le menu contextuel, en passant à la feuille de calcul et en collant les données.Pour la mesure et le calcul des traits RSA, mesurez la longueur de la racine primaire entre la jonction hypocotyle et l’extrémité des racines. Ensuite, mesurez les racines latérales du premier ordre, ou une longueur LR d’un degré, et les racines latérales du second ordre, ou la longueur LR de deux degrés. Une fois cela fait, copiez et collez toutes les mesures dans la feuille de calcul.Mesurez et enregistrez la zone de ramification de la racine primaire, ou BZPR, qui s’étend du premier point d’émergence de la racine latérale au dernier point d’émergence de la racine latérale. De même, notez le nombre de racines latérales provenant de la limite de la BZPR. Ensuite, mesurez la longueur moyenne des racines latérales du premier ordre et du rang supérieur.Dérivez la longueur moyenne des racines latérales primaires en divisant la longueur totale des racines latérales primaires par le nombre total de racines latérales primaires. Ensuite, pour mesurer la longueur moyenne des racines latérales du second ordre, calculez la longueur moyenne des racines latérales secondaires en divisant la longueur totale des racines latérales secondaires par le nombre total de racines latérales secondaires. Mesurer la densité des racines latérales primaires en divisant le nombre de racines latérales primaires par la longueur de la BZPR.Ensuite, mesurez la zone de ramification des racines latérales individuelles et calculez la densité des racines latérales secondaires en divisant le nombre de racines latérales secondaires par la longueur des zones de ramification des longueurs de racines latérales de second ordre. Une fois cela fait, mesurez la longueur totale de la racine, ou TRL. Il s’agit de l’agrégat des racines primaires et des longueurs des racines latérales primaires et secondaires.Le système hydroponique utilisé dans cette expérience a bien fonctionné, reflétant le phénotype contrasté apparent dans des conditions insuffisantes et insuffisantes en phosphate inorganique. Divers traits RSA ont été analysés sous des régimes de phosphate inorganique contrastés dans des conditions hydroponiques. Le traitement inorganique déficient en phosphate a invoqué un phénotype racinaire présentant un RSA plus court, moins profond et moins ramifié, par rapport à l’état suffisant en phosphate inorganique.La longueur des racines primaires a été considérablement atténuée dans les conditions de carence en phosphate inorganique. Un gain significatif et rapide de la longueur de la racine primaire en présence de phosphate inorganique millimolaire ou de milieux témoins a indiqué l’efficacité du système hydroponique et reflétait adéquatement les changements physiomorphologiques. La zone de ramification a été considérablement réduite dans un état de carence en phosphate inorganique.La longueur moyenne de la racine latérale primaire a été significativement réduite dans l’état de carence en pi. La longueur moyenne des racines latérales secondaires a également été réduite en raison de l’état déficient en phosphate, mais elle était inférieure en quantité à la longueur moyenne des racines latérales primaires. Le nombre de racines latérales primaires et secondaires a fortement diminué dans l’état de carence en phosphate, par rapport à l’état témoin de phosphate inorganique de 1,25 millimolaire.La densité racinaire latérale primaire n’a pas été modifiée dans l’état de carence en phosphate, par rapport à l’état témoin de phosphate inorganique de 1,25 millimolaire. La densité racinaire latérale secondaire n’a montré aucun changement significatif, ce qui indique l’importance de la densité racinaire latérale pour mieux comprendre la plasticité du RSA. J’ai doucement retiré les semis de la maille à l’aide d’une pince à épiler.J’étale les racines dans une plaque remplie d’eau à l’aide d’un pinceau rond, toutes les racines primaires, et je l’étale droit, j’étale les racines latérales symétriquement, j’étale les racines latérales de second ordre liées aux racines latérales de premier ordre. Une méthode similaire peut être utilisée pour calculer la surface de suie des pointes des plantes d’Arabidopsis. Les feuilles d’Arabidopsis peuvent être étalées sur l’autre plaque, suivies d’une capture et d’une analyse d’images à l’aide du logiciel ImageJ disponible gratuitement pour déterminer la zone de suie.Ce protocole peut être utilisé pour répondre à toutes les questions sur l’influence de l’environnement sur la plasticité du système racinaire.

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