Name: open-source real-time closed-loop electrical threshold tracking for translational pain research
Uploaded: 2023-04-21T14:30:00
Duration: 10 min 28 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Open-Source Real-Time Closed-Loop Electrical Threshold Tracking for Translational Pain Research at JoVE.com

Nous tenons à remercier nos bailleurs de fonds pour leur soutien : Academy of Medical Sciences (J.P.D., A.E.P.), Versus Arthritis (J.P.D., A.E.P.), Jean Golding Institute Seedcorn Grant (J.P.D., A.E.P., G.W., A.C.S., M.M.P.) et Biotechnology and Biological Sciences Research Council collaboration training partnership doctoral studentship with Eli Lilly (G.W.T.N.). Nous tenons à remercier tous les contributeurs au développement d’APTrack. Nous tenons également à remercier nos bénévoles qui ont participé aux expériences de microneurographie et nos collaborateurs de la participation et de l’engagement des patients et du public pour leurs contributions inestimables.

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	<li>Dubin, A. 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I., Kepecs, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+low-cost+programmable+pulse+generator+for+physiology+and+behavior.">A low-cost programmable pulse generator for physiology and behavior.</a> Frontiers in Neuroengineering. 7, 43 (2014).</li><li>Zimmermann, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotyping+sensory+nerve+endings+in+vitro+in+the+mouse.">Phenotyping sensory nerve endings in vitro in the mouse.</a> Nature Protocols. 4 (2), 174-196 (2009).</li><li>Dunham, J. P., Sales, A. C., Pickering, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasound-guided,+open-source+microneurography:+Approaches+to+improve+recordings+from+peripheral+nerves+in+man.">Ultrasound-guided, open-source microneurography: Approaches to improve recordings from peripheral nerves in man.</a> Clinical Neurophysiology. 129 (11), 2475-2481 (2018).</li><li>Levitt, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformed+up-down+methods+in+psychoacoustics.">Transformed up-down methods in psychoacoustics.</a> Journal of the Acoustical Society of America. 49 (2), 467 (1971).</li><li>Turnquist, B., RichardWebster, B., Namer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+detection+of+latency+tracks+in+microneurography+recordings+using+track+correlation.">Automated detection of latency tracks in microneurography recordings using track correlation.</a> Journal of Neuroscience Methods. 262, 133-141 (2016).</li><li>Kiernan, M. C., Burke, D., Andersen, K. V., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+measures+of+axonal+excitability:+A+new+approach+in+clinical+testing.">Multiple measures of axonal excitability: A new approach in clinical testing.</a> Muscle Nerve. 23 (3), 399-409 (2000).</li></ol>

G.W.T.N. est une bourse de doctorat du BBSRC Collaborative Training Partnership avec l’Université de Bristol et Eli Lilly and Company (BB/T508342/1). A.P.N. est un employé actuel d’Eli Lilly and Company et peut posséder des actions de cette société.

APTrack est un plugin logiciel à utiliser avec la plateforme Open Ephys. Nous avons choisi cette plate-forme car elle est open-source, flexible et peu coûteuse à mettre en œuvre. Sans compter le coût du stimulateur à courant constant, tout l’équipement nécessaire pour commencer à utiliser le plugin pourrait être acheté pour environ 5 000 USD au moment de la rédaction. Nous espérons que cela permettra aux chercheurs de mettre en œuvre APTrack dans leurs études d’électrophysiologie des nerfs périphériques plus facilement. De plus, les chercheurs peuvent librement modifier le logiciel pour l’adapter à leurs besoins expérimentaux. Il est important de noter que cet outil a permis le suivi du seuil électrique de nocicepteurs à fibre C uniques, pour la première fois, chez l’homme.
Plus le rapport signal sur bruit est élevé, mieux les algorithmes peuvent identifier les potentiels d’action. Le rapport signal sur bruit lors de la microneurographie était suffisant dans la majorité de nos enregistrements, mais les utilisateurs doivent être attentifs au risque de dégradation du signal au fil du temps. Ceci est particulièrement important pour les protocoles expérimentaux plus longs, car si l’amplitude du potentiel d’action suivi tombe en dessous du seuil de détection, l’amplitude de stimulation sera augmentée par erreur; Cela peut être atténué par des expérimentateurs surveillant le plugin, puis ajustant les paramètres si nécessaire. Le rapport signal/bruit est amélioré grâce au filtrage passe-bande, mais les transitoires plus importants peuvent toujours être identifiés à tort comme des potentiels d’action s’ils arrivent pendant la fenêtre temporelle de la zone de recherche. Le risque d’identifier à tort le bruit transitoire comme un potentiel d’action peut être réduit en réduisant la fenêtre de temps pendant laquelle le plugin recherche des potentiels d’action et en optimisant les paramètres de seuil. Cependant, il y a encore des situations que l’on peut rencontrer qui entravent les performances du plugin. L’activité spontanée peut causer des difficultés si des potentiels d’action de plus grande amplitude tombent dans la fenêtre de la boîte de recherche de l’algorithme, car ils seront identifiés à tort comme le potentiel d’action cible. De plus, l’activité spontanée dans le neurone d’intérêt peut signifier que la stimulation électrique tombe pendant sa période réfractaire, ce qui entraîne une incapacité à générer un potentiel d’action. Des difficultés d’utilisation du logiciel peuvent également survenir lorsque les neurones afférents primaires présentent une bascule, par laquelle des branches terminales alternées d’un seul neurone sont stimulées, ce qui fait que le potentiel d’action évoqué a deux (ou plus) latences de base qui s’excluent mutuellement20. Lors d’enregistrements de neurones présentant des bascules avec des rapports signal sur bruit élevés, nous avons effectué avec succès un suivi de latence et de seuil électrique en augmentant la largeur de la boîte de recherche pour encapsuler toutes les vitesses de conduction potentielles présentées par le neurone. Cependant, le seuil électrique peut varier en fonction de la branche terminale du neurone excité, ce qui est probablement dû en partie aux différences de distance entre le site de la stimulation électrique et les bornes nociceptrices alternatives. Des travaux supplémentaires sur le processus d’identification des mesures potentielles pour inclure, par exemple, l’appariement des modèles sont réalisables et pourraient être intégrés à ce logiciel. Les plugins GUI pour la filtrée d’arrêt de bande ou la filtration adaptative du bruit pourraient également être utilisés en amont d’APTrack dans la chaîne de signaux s’ils étaient développés.
Nous considérons que le seuil électrique déterminé est le courant nécessaire pour provoquer un potentiel d’action 50% du temps, sur un nombre défini par l’utilisateur de stimuli électriques, généralement 2-10. La morphologie de la stimulation électrique est de 0,5 ms et des impulsions d’ondes carrées positives. Ce n’est pas la même chose que de déterminer la rhéobase, une mesure couramment utilisée de l’excitabilité neuronale. Le plugin pourrait être adapté pour déterminer la rhéobase. Cependant, nous avons poursuivi une mesure plus simple, car les changements dynamiques de l’excitabilité, tels que ceux supposés se produire pendant le chauffage, auraient été plus difficiles à quantifier avec des changements de rhéobase que notre estimation du seuil électrique.
Ce logiciel peut être utilisé dans les expériences humaines et sur les rongeurs. Ceci est rendu possible par un support flexible pour les systèmes de stimulation électrique. Le logiciel fonctionnera avec n’importe quel stimulateur qui accepte une tension de commande analogique ou peut être interfacé manuellement avec un moteur pas à pas. Pour la micronévographie, nous l’avons utilisé avec un stimulateur à courant constant marqué CE qui a été conçu pour être utilisé dans la recherche humaine et dont la stimulation était contrôlée par un cadran. Les stimulateurs qui acceptent les commandes de tension analogiques peuvent être bruyants car ils ne déconnectent pas le circuit entre les stimuli, ce qui signifie que tout bourdonnement ou bruit 50/60 Hz sur l’entrée analogique sera transmis à l’enregistrement. Un stimulateur qui nécessite un signal de déclenchement TLL supplémentaire pour connecter le circuit, permettant de générer un stimulus à un courant analogue à l’entrée de tension analogique, est idéal pour une utilisation avec le plugin. Cela empêche le bruit d’être transmis à l’enregistrement entre les stimuli.
Le logiciel utilise une méthode simple de haut en bas pour estimer le seuil électrique. Cela a été utilisé dans les tests de psychophysique pendant de nombreuses décennies25. Conformément à la méthode haut-bas, l’algorithme de suivi du seuil électrique pour moduler l’amplitude de stimulation ne prend en compte que l’amplitude et la réponse de la stimulation précédente lors du calcul de l’amplitude de la stimulation suivante. Cela signifie que l’amplitude de stimulation oscillera autour du seuil électrique réel, produisant ainsi une cadence de tir de 50%, en supposant que le seuil soit stable. La taille minimale d’un incrément ou d’une décrémentation est de 0,01 V; cela équivaut à 0,01 mA en supposant que le stimulateur a un rapport entrée/sortie de 1 V: 1 mA et une résolution suffisante pour obtenir des changements d’étape aussi petits. Le plugin mettra à jour l’estimation en direct du seuil électrique du potentiel d’action cible chaque fois qu’il atteint une cadence de tir de 50% sur un nombre défini par l’utilisateur de stimuli précédents (2-10). Post hoc, nous recommandons d’utiliser une moyenne mobile de l’amplitude de stimulation sur les 2-10 derniers stimuli pour estimer le seuil électrique, et il convient de noter que cette estimation ne sera précise que lorsque la cadence de tir est relativement stable à 50%. Dans les estimations en direct et post hoc du seuil électrique, il y a un équilibre entre résolution, fiabilité et temps à considérer. L’utilisation d’étapes d’incrément et de décrémentation plus petites augmentera la précision de l’estimation du seuil électrique, mais augmentera le temps nécessaire pour trouver le nouveau seuil électrique initialement et après la perturbation. Le calcul du seuil électrique sur un plus grand nombre de stimuli précédents fournira une meilleure fiabilité, mais augmentera le temps nécessaire pour atteindre une estimation précise.
APTrack a été conçu pour être utilisé dans les enregistrements de nerfs périphériques, en particulier pour suivre les seuils électriques des fibres C lors de perturbations expérimentales et pathologiques sur des périodes où la latence du potentiel d’action peut varier en fonction de l’activité neuronale sous-jacente. Cette méthode permettra d’examiner non seulement l’excitabilité axonale, mais aussi les potentiels générateurs de nocicepteurs chez les volontaires et les patients sains. Nous prévoyons que d’autres domaines de l’électrophysiologie pourraient adopter et adapter cet outil pour une utilisation dans toute expérience nécessitant le suivi du seuil électrique d’une activité verrouillée par stimulus. Par exemple, cela pourrait tout aussi bien être adapté à la stimulation optogénétique avec des impulsions lumineuses entraînées par APTrack. Le plugin est open-source et disponible pour les chercheurs sous licence GPLv3. Il est construit sur la plate-forme Open Ephys, qui est un système d’acquisition de données adaptable, peu coûteux et open source. Le plugin fournit des crochets supplémentaires pour les plugins en aval afin d’extraire les informations sur le potentiel d’action et de fournir des interfaces utilisateur supplémentaires ou des paradigmes adaptatifs. Le plugin fournit une interface utilisateur simple pour la visualisation et le suivi de la latence des potentiels d’action en temps réel. Il peut également lire les données précédentes et les visualiser à l’aide du tracé raster temporel. En outre, il peut également effectuer un suivi de la latence lors de la lecture des données précédentes. Bien qu’il existe d’autres logiciels disponibles pour le suivi de la latence en temps réel, ils ne sont pas open-source et ne peuvent pas effectuer de suivi de seuil électrique26,27. APTrack a un avantage par rapport aux méthodes traditionnelles d’identification des potentiels d’action à latence constante à partir de traces de tension, car il utilise un tracé raster temporel pour la visualisation des données. De plus, nos expériences d’utilisation dans des expériences avec de faibles rapports signal sur bruit ont indiqué que la méthode de visualisation du tracé raster temporel permet d’identifier des potentiels d’action de latence constante qui auraient pu être manqués autrement.
Le suivi du seuil du nerf entier est une méthode largement utilisée pour évaluer l’excitabilité axonale13. Le suivi du seuil électrique mononeuronal dans les fibres C de rongeurs a déjà été utilisé pour quantifier l’excitabilité des nocicepteurs14, et son utilité chez l’homme est reconnue10,11; Cependant, jusqu’à présent, cela n’était pas possible. Nous fournissons un nouvel outil open source pour mesurer directement l’excitabilité d’un seul nocicepteur dans les études électrophysiologiques des rongeurs et des nerfs périphériques humains. APTrack permet pour la première fois le suivi en temps réel, open-source, du seuil électrique des potentiels d’action d’un seul neurone chez l’homme. Nous prévoyons qu’il facilitera les études translationnelles des nocicepteurs entre rongeurs et humains.

Les nocicepteurs sont des neurones afférents primaires du système nerveux périphérique qui sont activés par des événements ouvertement ou potentiellement dommageables pour les tissus et jouent un rôle protecteur essentiel dans la douleur aiguë1. Les enregistrements électrophysiologiques des nocicepteurs de la fibre C et de la fibre Aδ dans des modèles animaux, des volontaires humains sains et des patients ont révélé une sensibilisation et une activité spontanée anormale dans un large éventail d’états douloureux 2,3,4,5,6,7. Comprendre les mécanismes qui sous-tendent ces changements dans l’excitabilité des nocicepteurs chez les patients pourrait permettre des interventions thérapeutiques ciblées8. Cependant, il existe peu d’outils pour évaluer directement l’excitabilité des nocicepteurs, en particulier chez les patients9, mais le potentiel d’utilité de tels outils est bien reconnu10,11.
Le suivi du seuil électrique du nerf entier peut être utilisé pour examiner l’excitabilité axonale chez l’homme12. Cependant, comme les grands neurones périphériques myélinisés contribuent de manière disproportionnée à l’amplitude du potentiel d’action du composé sensoriel, le suivi du seuil électrique du nerf entier ne permet pas d’évaluer la fonction des fibres C11,13. En effet, dans une étude précédente, le suivi du seuil électrique du nerf entier dans les cohortes de douleur neuropathique chronique atteintes de neuropathie diabétique et de polyneuropathie induite par la chimiothérapie n’a montré aucune différence dans l’excitabilité axonale11.
Dans une étude précédente, le suivi du seuil électrique au niveau d’un seul neurone a été utilisé pour examiner l’excitabilité des nocicepteurs de la fibre C lors d’enregistrements de fibres taquinées dans une préparation ex vivo de nerfs cutanés de rat14. Les auteurs ont démontré qu’une concentration accrue de potassium, des conditions acides et de la bradykinine augmentaient toutes l’excitabilité des nocicepteurs de la fibre C, comme en témoigne un seuil électrique réduit pour la génération de potentiel d’action. De plus, le chauffage du champ récepteur des nocicepteurs thermosensibles a réduit leur seuil électrique, tandis que les nocicepteurs insensibles à la chaleur ont montré une augmentation de leur seuil électrique14. Cela fournit une preuve importante que le suivi du seuil électrique à neurone unique est possible et peut être utile, mais il n’existe actuellement aucune solution logicielle et / ou matérielle disponible pour permettre de telles investigations, en particulier pour les études humaines.
Chez l’homme, la microneurographie est la seule méthode disponible pour évaluer directement les propriétés électrophysiologiques des fibres C15. Cette approche a été utilisée pour mettre en évidence un dysfonctionnement des nocicepteurs chez les patients souffrant de douleur chronique 2,3,4,5,6,7. La microneurographie peut détecter les potentiels d’action d’un seul neurone; cependant, en raison des faibles rapports signal sur bruit, les chercheurs utilisent la technique de marquage pour caractériser l’activité de la fibre C16. Dans la technique de marquage, la stimulation électrique supraseuil est appliquée aux champs récepteurs de la fibre C dans la peau. Cette stimulation électrique génère un potentiel d’action qui se produit à une latence constante, qui est déterminée par la vitesse de conduction de la fibre C. Les fibres C présentent un ralentissement dépendant de l’activité, ce qui réduit leur vitesse de conduction et, par conséquent, leur latence de conduction augmente pendant les périodes de décharge potentielled’action 17. Dans des conditions basales, les fibres C ne génèrent normalement pas de potentiels d’action en l’absence de stimuli nocifs et, par conséquent, leur latence de conduction en réponse à une stimulation électrique à basse fréquence est constante. Les stimuli mécaniques, thermiques ou pharmacologiques, qui évoquent le tir, induisent un ralentissement dépendant de l’activité, ce qui augmente la latence des potentiels d’action évoqués par la stimulation électrique concomitante à basse fréquence. Cela permet d’identifier objectivement les réponses aux stimuli non électriques appliqués dans le contexte d’un faible rapport signal sur bruit. Par conséquent, le ralentissement dépendant de l’activité peut être utilisé pour caractériser fonctionnellement les fibres C16. En effet, différentes classes fonctionnelles de fibres C présentent des modèles distincts de ralentissement dépendant de l’activité dans les paradigmes de stimulation électrique qui impliquent de faire varier la fréquence de stimulation18,19. Cette variabilité de la latence des potentiels d’action des fibres C représente un défi pour les algorithmes conçus pour les surveiller.
L’activité continue chez un nocicepteur entraîne une variabilité accrue de sa latence lors de la stimulation électrique à basse fréquence, ce qui est encore une fois dû au ralentissement dépendant de l’activité. Cette variabilité accrue, ou gigue, est une mesure indirecte quantifiable de l’excitabilité2. D’autres causes de variabilité de la latence du potentiel d’action comprennent la bascule, où des branches terminales alternatives d’un seul neurone sont stimulées, ce qui fait que le potentiel d’action évoqué a deux (ou plus) latences de base qui s’excluent mutuellement20. Enfin, les changements de température des branches terminales d’un neurone périphérique provoquent également des changements de latence du potentiel d’action de manière thermodynamique, le réchauffement augmentant la vitesse de conduction et le refroidissement ralentissant la vitesse de conduction19. Ainsi, tout logiciel cherchant à effectuer un suivi de seuil électrique en boucle fermée des fibres C nociceptives doit tenir compte des changements de latence dans les potentiels d’action évoqués électriquement.
Pour atteindre notre objectif de suivi du seuil électrique inter-espèces des nocicepteurs de fibres C, nous avons développé APTrack, un plug-in logiciel open source pour la plate-forme Open Ephys21, afin de permettre un suivi de seuil électrique en temps réel, en boucle fermée, et un suivi de latence. Nous fournissons des données de preuve de concept démontrant que le suivi du seuil électrique des nocicepteurs de fibres C au cours de la microneurographie humaine est possible. De plus, nous montrons que cet outil peut être utilisé dans l’électrophysiologie ex vivo des fibres taquinées de rongeurs, permettant ainsi des études translationnelles entre humains et rongeurs. Ici, nous décrirons en détail comment les chercheurs peuvent mettre en œuvre et utiliser cet outil pour faciliter leur étude de la fonction et de l’excitabilité des nocicepteurs.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>12V DC Power Supply&#160;</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>To power uStepper S-lite. Required for dial-controlled stimulators.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>36 Pin Electrode Adapter Board</td>
			<td>Intan Technology</td>
			<td>C3410</td>
			<td>APTrack Dependency. For connecting electrode input to headstage. $255 USD as of March 2021.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>APTrack Plugin</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>https://github.com/Microneurography/APTrack</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar Ag/AgCl Recording Electrode</td>
			<td>Custom</td>
			<td>NA</td>
			<td>Recording electrode for the skin-nerve preparation. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar Concentric Stimulating Electrode</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>SNE-100</td>
			<td>For electrical stimulation in the mouse skin-nerve preparation. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar Transcutaneous Stimulating Electrode</td>
			<td>Custom</td>
			<td>NA</td>
			<td>For transcutaneous electrical stimulation while searching for single-neuron action potentials during microneurography.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC T Splitter (1+)</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>APTrack Dependency. Any standard BNC T splitter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNC to BNC cables (3+)</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>APTrack Dependency. Any standard BNC cables.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C6H11NaO7</td>
			<td>Merck</td>
			<td>S2054</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Merck</td>
			<td>C5670</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitimer DS4 Constant Current Stimulator</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>DS4</td>
			<td>Constant current stiulator for animal research. &#163;1,695 GBP as of September 2022.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitimer DS7 Constant Current Stimulator</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>DS7A</td>
			<td>Constant current stiulator for human research. &#163;3,400 GBP as of September 2022.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electroaccupuncture Classic Plus Stimulating Electrodes</td>
			<td>Harmony Medical</td>
			<td>NA</td>
			<td>For fixed position intradermal electrical stimulation of the dorsal aspect of the foot during human microneurography.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>G/0450/60</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HDMI Cable</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>APTrack Dependency. Any standard passive HMDI cable. To connect OE I/O Board to OE Acquisition Board.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Merck</td>
			<td>P9541</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>213115000</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral Oil</td>
			<td>Merck</td>
			<td>330779</td>
			<td>Electrical insulation for nerve recordings in th skin-nerve preparation. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Merck</td>
			<td>S9888</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Merck</td>
			<td>S6014</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Merck</td>
			<td>S0751</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Open Ephys Acquisition Board</td>
			<td>Open Ephys</td>
			<td>NA</td>
			<td>APTrack Dependency. Includes USB cable to connect to computer and mains socket power supply. &#8364;2,955 EUR as of September 2022.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Open Ephys Graphical User Interface</td>
			<td>Open Ephys</td>
			<td>NA</td>
			<td>https://github.com/open-ephys/plugin-GUI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Open Ephys I/O Board</td>
			<td>Open Ephys</td>
			<td>NA</td>
			<td>APTrack Dependency. For ADC voltage inputs via BNC cables. &#8364;12.5 EUR without connectors, &#8364;85 EUR with connectors as of September 2022.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PulsePal V2</td>
			<td>Sanworks</td>
			<td>1102</td>
			<td>APTrack Dependency. Open-source DAC and train generator. $725 USD pre-assembled as of September 2022. Approx. $275 USD for self-assembly.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RHD 6ft SPI Cable</td>
			<td>Intan Technology</td>
			<td>C3206</td>
			<td>APTrack Dependency. For connecting headstage to OE Acquisition Board. $295 USD as of March 2021</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RHD2216 16ch Bipolar Headstage</td>
			<td>Intan Technology</td>
			<td>C3313</td>
			<td>APTrack Dependency. For data acquisition and digitization. $725 USD as of March 2021. Or equivalent RHD2000 series headstage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S/8560/60</td>
			<td>Skin-nerve preparation synthetic interstitial fluid constituent. Or equivalent.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TCS-II Thermal Stimulator</td>
			<td>QST.Lab</td>
			<td>NA</td>
			<td>For thermal stimualtion of nociceptor receptive fields during human microneurography.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten Microelectrode Pair (Active + Reference)</td>
			<td>FHC</td>
			<td>30085</td>
			<td>For microneurography recordings. 35mm.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound Scanner iQ+&#160;</td>
			<td>Butterfly Network</td>
			<td>NA</td>
			<td>For ultrasound-guided electrode insertion during microneurography.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB 3.0 5kV RMS Isolation</td>
			<td>Inota Technology</td>
			<td>7055-D</td>
			<td>For isolating human microneuroography participant from computer. &#8364;459 EUR as of September 2022.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB-A to micro USB-B cable (2)</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>APTrack Dependency. To connect computer to PulsePal and to uStepper S-lite if using stepper-stimulator interfacing.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>uStepper S-lite + NEMA17 motor</td>
			<td>uStepper</td>
			<td>NA</td>
			<td>To interface with stimulators via a control dial. &#8364;50 EUR as of September 2022.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Von Frey Filaments</td>
			<td>Ugo Basile</td>
			<td>37450-275</td>
			<td>For mechanical stimulation of receptive fields during sensory phenotyping of nociceptors.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

open-source real-time closed-loop electrical threshold tracking for translational pain research

Les nocicepteurs sont une classe de neurones afférents primaires qui signalent des stimuli nocifs potentiellement nocifs. Une augmentation de l’excitabilité des nocicepteurs se produit dans les conditions de douleur aiguë et chronique. Cela produit une activité continue anormale ou des seuils d’activation réduits aux stimuli nocifs. L’identification de la cause de cette excitabilité accrue est nécessaire pour le développement et la validation de traitements basés sur des mécanismes. Le suivi du seuil électrique d’un seul neurone peut quantifier l’excitabilité des nocicepteurs. Par conséquent, nous avons développé une application pour permettre de telles mesures et démontrer son utilisation chez l’homme et les rongeurs. APTrack fournit une visualisation des données en temps réel et une identification du potentiel d’action à l’aide d’un tracé raster temporel. Les algorithmes détectent les potentiels d’action en franchissant le seuil et surveillent leur latence après stimulation électrique. Le plugin module ensuite l’amplitude de stimulation électrique en utilisant une méthode haut-bas pour estimer le seuil électrique des nocicepteurs. Le logiciel a été construit sur le système Open Ephys (V0.54) et codé en C ++ à l’aide du framework JUCE. Il fonctionne sur les systèmes d’exploitation Windows, Linux et Mac. Le code open-source est disponible (<a data-saferedirecturl="https://www.google.com/url?q=https://github.com/Microneurography/APTrack&source=gmail&ust=1680789829274000&usg=AOvVaw0nMk9J_EI2jUn8SlmC5JJm" href="https://github.com/Microneurography/APTrack" target="_blank">https://github.com/ Micronévographie/APTrack</a>). Les enregistrements électrophysiologiques ont été pris à partir de nocicepteurs dans une préparation peau-nerf de souris en utilisant la méthode de la fibre taquinée dans le nerf saphène et chez des volontaires humains sains utilisant la microneurographie dans le nerf péronier superficiel. Les nocicepteurs ont été classés en fonction de leur réponse aux stimuli thermiques et mécaniques, ainsi que de la surveillance du ralentissement de la vitesse de conduction en fonction de l’activité. Le logiciel a facilité l’expérience en simplifiant l’identification du potentiel d’action grâce au diagramme raster temporel. Nous démontrons pour la première fois le suivi du seuil électrique en boucle fermée en temps réel des potentiels d’action d’un seul neurone au cours de la micronévnographie humaine in vivo et lors d’enregistrements électrophysiologiques ex vivo de souris de fibres C et de fibres Aδ. Nous établissons la preuve de principe en montrant que le seuil électrique d’un nocicepteur humain sensible à la fibre C sensible à la chaleur est réduit en chauffant le champ récepteur. Ce plugin permet le suivi du seuil électrique des potentiels d’action d’un seul neurone et permet la quantification des changements dans l’excitabilité des nocicepteurs.

Un exemple représentatif du logiciel fonctionnant pour contrôler une expérience est présenté à la figure 7. Il ajuste itérativement l’amplitude de stimulation à l’aide d’une méthode haut-bas pour trouver efficacement le seuil électrique des nocicepteurs individuels. Pour la première fois, nous démontrons la faisabilité du suivi en temps réel du seuil électrique d’un seul neurone chez l’homme pendant la microneurographie (Figure 7A). De plus, nous montrons le suivi du seuil électrique dans une fibre Aδ de souris (Figure 7B). L’identification des potentiels d’action par franchissement de seuil, telle qu’elle est utilisée ici, est suffisante pour suivre les seuils électriques dans le temps. Nous recommandons aux utilisateurs de prendre des mesures pour minimiser le bruit électrique pendant leurs enregistrements, par exemple en utilisant une cage de Faraday et des filtres passe-bande pour améliorer le rapport signal sur bruit.
Pour démontrer que le suivi du seuil électrique peut être utilisé comme mesure des changements dans l’excitabilité des nocicepteurs chez les humains, le suivi du seuil électrique au cours d’un paradigme de chauffage par étapes a été effectué (Figure 8). L’augmentation de la température des bornes des nocicepteurs a diminué le courant de stimulation électrique nécessaire pour obtenir un potentiel d’action, reflétant une augmentation de l’excitabilité des nocicepteurs (Figure 8C). Cela a probablement été causé par la génération de potentiels récepteurs par les canaux ioniques sensibles à la chaleur exprimés dans le nocicepteur14 de la fibre C. À l’étape de température la plus élevée, à 44 °C, des potentiels d’action évoqués thermiquement ont été obtenus (Figure 8A, numéro de stimulus 86-96). Cela provoque une augmentation du seuil électrique car le nocicepteur peut être dans un état réfractaire après une décharge à haute fréquence. Comme prévu, la latence du potentiel d’action suivi diminuait à mesure que la température augmentait. On pense que cela se produit en raison d’un effet thermodynamique sur la machinerie de conduction, ce qui augmente la vitesse de conduction de la fibre C. Cette fibre C peut également présenter une bascule (Figure 8B, numéro de stimulus 47-54), ce qui peut entraîner une augmentation erronée de l’amplitude de la stimulation électrique suivante si le potentiel d’action se situe en dehors de la fenêtre de recherche de l’algorithme.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig01.jpg"> Figure 1 : Schéma de la configuration de l’équipement et des connexions de câbles requises pour le suivi du seuil électrique des nocicepteurs avec APTrack chez les rongeurs et les humains. Notez les deux méthodes différentes de contrôle de l’amplitude de stimulation : un moteur pas à pas pour les stimulateurs à réglage manuel dans notre configuration humaine, et un PulsePal pour les stimulateurs contrôlés par tension d’entrée dans notre configuration de rongeurs. (1) Un PC (Windows, Mac ou Linux) exécutant le plugin pour la plateforme Open Ephys. (2) Un moteur pas à pas qui actionne le cadran d’amplitude de stimulation sur la DS7. (3) Un stimulateur à courant constant approuvé pour une utilisation chez l’homme; ici, nous avons utilisé une DS7. (4) Un optoisolateur USB 3.0, qui isole le participant humain du PC (facultatif, requis uniquement pour la recherche humaine). (5) Un générateur d’impulsions PulsePal V2, qui génère des horodatages TTL (canal de sortie 2) et des pas de tension correspondant à l’amplitude de stimulation demandée (canal de sortie 1). (6) Un stimulateur à courant constant pour une utilisation chez les animaux; ici, nous avons utilisé un DS4. (7) Une alimentation CC pour le système (alimentation secteur CC utilisée pour la configuration des rongeurs et alimentation CC de batterie utilisée pour la configuration humaine). (8) Un conseil d’acquisition. (9) Une carte d’E/S pour connecter les câbles coaxiaux BNC transportant les signaux à enregistrer, tels que les sorties thermocouples et les marqueurs TTL. (10) La préparation peau-nerf de souris subissant des enregistrements électrophysiologiques nocicepteurs. (11) Un participant humain subissant un enregistrement microneurographique à partir de fibres C dans le nerf péronier superficiel. (12) Une tête Intan RHD2216 pour l’acquisition et la numérisation des enregistrements. (13) Une carte adaptateur d’électrode Intan, à laquelle les électrodes d’enregistrement sont connectées et qui permet de transmettre le signal à la scène de tête RHD2216. (14) Un système de stimulation thermique qui peut émettre la température via une connexion coaxiale BNC. (15) Une pédale à bouton/pied alimentée par batterie de 3,3 V utilisée pour marquer les événements de stimulation mécanique et les applications médicamenteuses. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig02.jpg"> Figure 2 : Chaîne de signaux du modèle. La flèche rouge pointe vers le bouton permettant d’activer l’entrée ADC à partir de la carte d’E/S. La flèche jaune indique le menu déroulant pour sélectionner le format de fichier Open Ephys. La flèche verte indique les boutons Lecture et Enregistrement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig03.jpg"> Figure 3 : Interface utilisateur graphique. L’interface graphique se compose de quatre composants principaux. (1) Panneau Temporal Raster Plot (vert) pour la visualisation des données et les paramètres associés au contrôle du tracé. Une réponse de latence constante montrant un ralentissement progressif en fonction de l’activité est indiquée par la flèche verte. (2) Panneau de contrôle de stimulation (jaune) pour définir les paramètres d’amplitude de stimulation et charger les scripts de paradigme de stimulation. (3) Tableau de suivi multi-unités (bleu) pour ajouter les potentiels d’action pour le suivi et l’activation de la latence et du suivi du seuil électrique. (4) Menu d’options pour sélectionner les styles de couleur et le canal d’entrée pour les données et les déclencheurs TTL. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig04.jpg"> Figure 4 : Facilitation de l’identification des potentiels d’action à latence constante grâce à la visualisation de données en temps réel sur un tracé raster temporel à l’aide d’APTrack. Il s’agit d’un exemple de rapport signal/bruit élevé. Les données présentées dans le diagramme raster temporel proviennent d’un enregistrement de fibres C humaines du nerf péronier superficiel pendant la micronévographie. Voltage Trace est le plugin LFP Viewer de type oscilloscope dans Open Ephys. L’interface utilisateur APTrack est l’interface utilisateur graphique du plugin. Le potentiel d’action suivi est indiqué par des flèches vertes, et le curseur circulaire sur la bordure du tracé raster temporel sert à contrôler la position de la boîte de recherche où les algorithmes rechercheront les événements de franchissement de seuil. L’artefact de stimulation électrique est marqué en bleu sur la trace de tension. L’amplitude de stimulation de la commande de tension analogique est indiquée en rouge; Notez que cela peut ne pas être la même que l’amplitude du courant de stimulation en fonction du facteur d’échelle défini sur le stimulateur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig05.jpg"> Figure 5 : Représentation graphique de l’algorithme de suivi de la latence. En termes simples, si un potentiel d’action est détecté par franchissement de seuil, le champ de recherche ajustera sa position pour se centrer au moment de la tension de crête. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig06.jpg"> Figure 6 : Représentation graphique de l’algorithme de suivi du seuil électrique. En termes simples, si un potentiel d’action est détecté par franchissement de seuil, l’amplitude de stimulation sera diminuée du taux de décrémentation. Si aucun potentiel d’action n’est détecté, l’amplitude de stimulation sera augmentée du taux d’incrémentation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig07.jpg"> Figure 7 : Suivi automatisé du seuil électrique des potentiels d’action d’un seul neurone à une fréquence de stimulation de 0,25 Hz. (A) Traces séquentielles d’une fibre C humaine du nerf péronier superficiel lors d’une expérience de microneurographie. (B) Traces séquentielles d’une fibre Aδ de souris du nerf saphène au cours de la préparation du nerf cutané électrophysiologie des fibres taquinés. Les traces ont été colorées en rouge lorsqu’un potentiel d’action a été identifié, ce qui a entraîné une diminution de l’amplitude du stimulus. L’algorithme logiciel trouve efficacement l’amplitude de stimulus requise pour une probabilité de déclenchement de 50%. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig07large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64898/64898fig08.jpg"> Figure 8 : Suivi du seuil électrique à une fréquence de stimulation de 0,25 Hz pendant la stimulation thermique d’un nocicepteur humain de fibres C. L’axe des y code le nombre de stimulation dès le début du paradigme. (A) Tracé de tension pendant 4 000 ms après la stimulation électrique, avec des événements de franchissement de seuil marqués en rouge. (B) Trace de tension de A zoomée autour du potentiel d’action suivi. Les traces ont été colorées en rouge lorsque le potentiel d’action suivi a été détecté. La ligne bleue verticale est la latence de base de l’unité suivie. (C) Courant de stimulation commandé par APTrack. La ligne bleue verticale est le seuil électrique de base. D) Température de la sonde thermostimulante TCS-II à champ récepteur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64898/64898fig08large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Composé</td>
			<td>Concentration</td>
		</tr><tr><td>NaCl</td>
			<td>107,8 mM</td>
		</tr><tr><td>NaHCO3</td>
			<td>26,2 mM</td>
		</tr><tr><td>Kcl</td>
			<td>3,5 mM</td>
		</tr><tr><td>NaH2PO4</td>
			<td>1,67 mM</td>
		</tr><tr><td>CaCl2</td>
			<td>1,53 mM</td>
		</tr><tr><td>MgSO4</td>
			<td>0,69 mM</td>
		</tr><tr><td>Sodium Gluconate</td>
			<td>9,64 mM</td>
		</tr><tr><td>Saccharose</td>
			<td>7,6 mM</td>
		</tr><tr><td>Glucose</td>
			<td>5,55 mM</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1: Contenu du liquide interstitiel synthétique pour la préparation peau-nerfde souris 23.

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Open-Source Real-Time Closed-Loop Electrical Threshold Tracking for Translational Pain Research

APTrack est un plugin logiciel développé pour la plateforme Open Ephys qui permet la visualisation de données en temps réel et le suivi du seuil électrique en boucle fermée des potentiels d’action neuronale. Nous l’avons utilisé avec succès en microneurographie pour les nocicepteurs de fibres C humaines et les nocicepteurs de fibres C et Aδ de souris.

Suivi de seuil électrique en boucle fermée en temps réel open source pour la recherche translationnelle sur la douleur

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in ...

Cet outil peut être utilisé pour étudier différents mécanismes de sensibilisation des nocicepteurs, et c’est cette sensibilisation qui peut entraîner certaines formes de douleur chronique. Le suivi automatisé des seuils électriques fournit une mesure fiable, en ligne et en temps réel de l’excitabilité des nocicepteurs. En tant que telle, cette mesure fournit un pont translationnel important, permettant d’effectuer des mesures chez l’homme et chez l’animal.De la même manière, permettant d’évaluer une pathologie et des traitements efficaces. À l’avenir, AP Track pourrait être utilisé chez les patients souffrant de douleur chronique pour confirmer si un agent thérapeutique normalise l’excitabilité de leurs nocicepteurs sensibilisés. Cela représenterait un biomarqueur crucial de l’efficacité.Nous prévoyons que notre boîte à outils open source, AP Track, sera utile aux électrophysiologistes qui étudient des stimuli de boucle temporelle de différentes amplitudes. Par exemple, nous pensons également que ce sera utile pour étudier l’optogénétique. La gestion simultanée d’une expérience et d’un logiciel est difficile au début, je recommande donc aux utilisateurs de charger des données préenregistrées dans AP Track pour se familiariser avec son utilisation avant de tenter une expérience.Nous avons fourni des données de démonstration. Pour commencer, connectez la carte d’acquisition à l’ordinateur à l’aide du câble fourni par le fabricant et mettez-les sous tension. Ensuite, connectez la carte d’E/S à l’importation analogique sur la carte d’acquisition et connectez une scène d’enregistrement RHD Intan à la carte d’acquisition à l’aide d’un câble d’interface périphérique série.Ensuite, connectez le Pulse Pal à l’ordinateur. Divisez le signal du premier canal de sortie Pulse Pal à l’aide d’un répartiteur BNC T, puis connectez-le à l’entrée du stimulateur de courant constant et à la carte IO, afin que la commande de tension analogique puisse être enregistrée. Connectez le canal de sortie Pulse Pal deux à la carte IO pour enregistrer les marqueurs d’événement TTL de stimulation.Pour l’assemblage avec un stimulateur à courant constant à cadran, allumez un stimulateur à courant constant et connectez la carte de commande du moteur pas à pas au moteur pas à pas à l’aide du câble et du support magnétique fournis par le fabricant. Connectez la carte de commande à l’ordinateur directement à l’aide de n’importe quel câble USB-A vers USB micro B standard. Connectez la carte de commande et le moteur pas à pas à un support de montage personnalisé et réglez le cadran d’amplitude de stimulation du stimulateur à courant constant sur zéro milliampère.Ensuite, connectez un adaptateur de barillet personnalisé au barillet du moteur pas à pas. Fixez le moteur pas à pas et l’appareil de montage personnalisé au cadran d’amplitude de stimulation du stimulateur à courant constant à l’aide de l’adaptateur de barillet et allumez-le. Ouvrez l’interface graphique AP Track et établissez un enregistrement électrophysiologique stable des nerfs périphériques.Identifiez le champ récepteur sur la peau et positionnez-y l’électrode stimulante. Dans le menu Options, sélectionnez Trigger Channel (Canal de déclenchement) et choisissez le canal ADC contenant le marqueur TTL de stimulation électrique du canal de sortie Pulse Pal deux. Ensuite, sélectionnez le canal de données et choisissez le canal contenant les données électrophysiologiques.Cliquez sur Connecter pour connecter AP Track au Pulse Pal et à l’appareil de moteur pas à pas. Cela peut prendre un moment. Une fois connecté, la carte de commande du moteur pas à pas se mettra en position zéro.Dans le panneau de commande de stimulation, définissez les amplitudes de stimulation minimale et maximale initiales à l’aide du curseur. Assurez-vous que la stimulation actuelle est réglée au-dessus de zéro, de sorte que des marqueurs TTL sont générés. Cliquez sur F pour charger un fichier contenant les instructions de stimulation, puis cliquez sur la flèche droite pour commencer le paradigme de stimulation chargé.Le tracé raster temporel commencera à être mis à jour avec la réponse à la stimulation électrique, chaque nouvelle réponse de stimulation étant affichée sous la forme d’une nouvelle colonne à droite. Pour détecter avec succès les potentiels d’action d’un seul neurone, accédez au panneau de tracé raster temporel et ajustez les valeurs de seuil d’image basse, de détection et d’image haute. Avec des seuils d’image appropriés, les événements de franchissement de seuil détectés par les algorithmes seront codés en vert.Systématiquement, déplacez l’électrode stimulante autour de la zone de la peau innervée par le nerf. Surveillez le tracé raster temporel pour trois événements de franchissement de seuil qui apparaissent dans une rangée à la même latence alors que l’électrode est dans la même position de stimulation. Cela indique l’identification d’un potentiel d’action neuronale périphérique à latence constante.Après avoir identifié le potentiel d’action d’un seul neurone sur le tracé raster temporel, déplacez le curseur linéaire gris sur le côté droit du tracé pour ajuster la position de la zone de recherche. Ensuite, ajustez la zone de recherche avec le curseur rotatif à une largeur appropriée. Réduisez la largeur de la zone de recherche.Pour commencer à suivre le potentiel d’action ciblée, cliquez sur le signe plus sous le tableau de suivi des multi-unités. Une nouvelle ligne sera ajoutée au tableau contenant les détails du potentiel d’action cible, y compris l’emplacement de la latence, le pourcentage de tir sur deux à 10 stimuli et l’amplitude maximale détectée. L’algorithme de suivi de la latence sera automatiquement exécuté dessus à chaque stimulation électrique ultérieure.Cochez la case de pic de suivi dans le tableau pour déplacer la zone de recherche à la position appropriée pour ce potentiel d’action particulier. Calculez la vitesse de conduction du neurone périphérique en divisant la distance entre les sites de stimulation et d’enregistrement par la latence affichée dans le tableau. Pour effectuer le suivi du seuil électrique, réglez les taux d’incrément et de décrémentation dans le panneau de commande de stimulation au taux souhaité.Gardez ces valeurs égales. Assurez-vous que la fréquence de stimulation est réglée à un taux approprié, généralement de 0,25 à 0,5 Hertz. Ajustez manuellement l’amplitude de stimulation approximativement au seuil électrique du neurone.Ensuite, cochez la case de seuil de piste dans le tableau de suivi des unités multiples, ce qui lancera l’algorithme de suivi du seuil électrique. Dans le tableau de suivi des unités multiples, surveillez la cadence de tir. Une cadence de tir de 50 % indique que le seuil électrique approximatif a été déterminé et que la valeur seuil sera mise à jour.Enfin, appliquez une manipulation expérimentale au champ récepteur et continuez à suivre le seuil électrique. Cela permettra de quantifier les changements dans l’excitabilité des neurones périphériques. Les traces séquentielles d’une fibre C humaine du nerf pérenne superficiel lors d’une expérience de micro-neurographie et les traces séquentielles d’une fibre A-delta de souris du nerf saphène lors de la préparation peau-nerf teasée électrophysiologie des fibres sont montrées dans cette figure.Les traces ont été colorées en rouge lorsqu’un potentiel d’action a été identifié, ce qui a entraîné une diminution de l’amplitude du stimulus. L’algorithme logiciel trouve efficacement l’amplitude de stimulus requise pour une probabilité de déclenchement de 50%. Le suivi du seuil électrique à une fréquence de stimulation de 0,25 Hertz lors de la stimulation thermique d’un nocicepteur humain de fibre C est présenté dans cette figure.L’axe des y code le nombre de stimulation dès le début du paradigme. Les traces de tension pendant 4 000 millisecondes après la stimulation électrique avec les événements de franchissement de seuil sont marquées en rouge. La trace de tension zoomée autour du potentiel d’action suivi est illustrée ici.La ligne bleue verticale est la latence de base de l’unité suivie. Le courant de stimulation commandé par AP Track est illustré sur cette figure. La ligne bleue verticale est le seuil électrique de base.La température de la sonde de stimulation thermique TCS-II du champ récepteur est présentée ici. Lorsque le champ récepteur de cette fibre C sensible à la chaleur est réchauffé par le stimulateur thermique, le seuil électrique diminue. Il est important de choisir les valeurs appropriées pour la largeur de la zone de recherche et le seuil de détection, car elles améliorent considérablement les performances d’AP Track en réduisant l’impact du bruit électrique.La quantification de l’impact des agents thérapeutiques sur l’hyperexcitabilité chez les nocicepteurs pourrait nous aider à mieux comprendre les mécanismes sous-jacents à la douleur chronique. Nous espérons que d’autres chercheurs utiliseront cet outil disponible gratuitement pour mieux comprendre la biologie nociceptive et les changements survenus lors de la sensibilisation aux nocicepteurs.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

An Experimental Platform to Study the Closed-loop Performance of Brain-machine Interfaces

Une plate-forme expérimentale pour étudier les performances en boucle fermée des interfaces cerveau-machine

The non-stationary nature and variability of neuronal signals is a fundamental problem in brain-machine interfacing. We developed a brain-machine ...

Recherche

Neurosciences

Recording Human Electrocorticographic (ECoG) Signals for Neuroscientific Research and Real-time Functional Cortical Mapping

Recording Human Electrocorticographic ECoG Signals for Neuroscientific Research and Real-time Functional Cortical Mapping

Enregistrement de l&#39;homme (Electrocorticographic ECoG) Signaux pour la recherche neuroscientifique et en temps réel la cartographie fonctionnelle corticale

Neuroimaging studies of human cognitive, sensory, and motor processes are usually based on noninvasive techniques such as electroencephalography (EEG), ...

Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

Construire un open-source robotique stéréotaxique Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for ...

Real-time Electrophysiology: Using Closed-loop Protocols to Probe Neuronal Dynamics and Beyond

Électrophysiologie en temps réel: en utilisant des protocoles en boucle fermée à la sonde neuronaux Dynamics et au-delà

Experimental neuroscience is witnessing an increased interest in the development and application of novel and often complex, closed-loop protocols, where ...

Closed-loop Neuro-robotic Experiments to Test Computational Properties of Neuronal Networks

En boucle fermée expériences neuro-robotique l&#39;analyse des propriétés de calcul de réseaux neuronaux

Information coding in the Central Nervous System (CNS) remains unexplored. There is mounting evidence that, even at a very low level, the representation ...

A Protocol for the Administration of Real-Time fMRI Neurofeedback Training

Un protocole pour l’Administration de la Real-Time IRMf formation Neurofeedback

Neurologic disorders are characterized by abnormal cellular-, molecular-, and circuit-level functions in the brain. New methods to induce and control ...

Real-time Video Projection in an MRI for Characterization of Neural Correlates Associated with Mirror Therapy for Phantom Limb Pain

Projection vidéo en temps réel dans une IRM pour la caractérisation des corrélats neurones associés au traitement miroir pour douleur du membre fantôme

Mirror therapy (MT) has been proposed as an effective rehabilitative strategy to alleviate pain symptoms in amputees with phantom limb pain (PLP). ...

Using Neuron Spiking Activity to Trigger Closed-Loop Stimuli in Neurophysiological Experiments

Utilisation de l'activité de spiking de neurone pour déclencher des stimuli à boucle fermée dans les expériences neurophysiologiques

Closed-loop neurophysiological systems use patterns of neuronal activity to trigger stimuli, which in turn affect brain activity. Such closed-loop systems ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Cartographie cérébrale IRMf en temps réel chez les animaux

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Conventional and Threshold-Tracking Transcranial Magnetic Stimulation Tests for Single-handed Operation

Tests de stimulation magnétique transcrânienne conventionnels et à suivi de seuil pour un fonctionnement à une seule main

Most single-pulse transcranial magnetic stimulation (TMS) parameters (e.g., motor threshold, stimulus-response function, cortical silent period) are used ...