Name: isolating and culturing vestibular and spiral ganglion somata from neonatal rodents for patch-clamp recordings
Uploaded: 2023-04-21T12:40:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings Video at JoVE.com

Nous remercions les Drs Jing Bing Xue et Ruth Anne Eatock pour leurs premières contributions à ces méthodes. Ce travail a été soutenu par NIH NIDCD R03 DC012652 et NIH NIDCD DC012653S, et R01 DC0155512 à RK et T32 DC009975 à DB, NN et KR.

Toute utilisation animale décrite ici a été approuvée par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université de Californie du Sud. Les animaux de ce protocole sont des rats Long Evans des deux sexes âgés de P3 à P25 obtenus auprès des laboratoires Charles River, mais ces méthodes peuvent être appliquées à d’autres souches de rongeurs. Une blouse de laboratoire et des gants doivent être portés pendant toutes les procédures, ainsi que des lunettes de protection contre...

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	<li>Liberman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-neuron+labeling+in+the+cat+auditory+nerve.">Single-neuron labeling in the cat auditory nerve.</a> Science. 216 (4551), 1239-1241 (1982).</li><li>Goldberg, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Afferent+diversity+and+the+organization+of+central+vestibular+pathways.">Afferent diversity and the organization of central vestibular pathways.</a> Experimental Brain Research. 130 (3), 277-297 (2000).</li><li>Kalluri, R., Xue, J., Eatock, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ion+channels+set+spike+timing+regularity+of+mammalian+vestibular+afferent+neurons.">Ion channels set spike timing regularity of mammalian vestibular afferent neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 104 (4), 2034-2051 (2010).</li><li>Smith, C. E., Goldberg, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+stochastic+afterhyperpolarizaton+model+of+repetitive+activity+in+vestibular+afferents.">A stochastic afterhyperpolarizaton model of repetitive activity in vestibular afferents.</a> Biological Cybernetics. 54 (1), 41-51 (1986).</li><li>Berglund, A. M., Ryugo, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hair+cell+innervation+by+spiral+ganglion+neurons+in+the+mouse.">Hair cell innervation by spiral ganglion neurons in the mouse.</a> The Journal of Comparative Neurology. 255 (4), 560-570 (1987).</li><li>Jagger, D. J., Housley, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+properties+of+type+II+spiral+ganglion+neurones+identified+in+a+neonatal+rat+cochlear+slice.">Membrane properties of type II spiral ganglion neurones identified in a neonatal rat cochlear slice.</a> Journal of Physiology. 552, 525-533 (2003).</li><li>Reid, M. A., Flores-Otero, J., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Firing+patterns+of+type+II+spiral+ganglion+neurons+in+vitro).">Firing patterns of type II spiral ganglion neurons in vitro).</a> The Journal of Neuroscience. 24 (3), 733-742 (2004).</li><li>Lv, P., Wei, D., Yamoah, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kv7-type+channel+currents+in+spiral+ganglion+neurons:+involvement+in+sensorineural+hearing+loss.">Kv7-type channel currents in spiral ganglion neurons: involvement in sensorineural hearing loss.</a> The Journal of Biological Chemistry. 285 (45), 34699-34707 (2010).</li><li>Mo, Z. L., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+firing+patterns+of+murine+spiral+ganglion+neurons.">Endogenous firing patterns of murine spiral ganglion neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 77 (3), 1294-1305 (1997).</li><li>Almanza, A., Luis, E., Mercado, F., Vega, R., Soto, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+identity,+ontogeny,+and+cAMP+modulation+of+the+hyperpolarization-activated+current+in+vestibular+ganglion+neurons.">Molecular identity, ontogeny, and cAMP modulation of the hyperpolarization-activated current in vestibular ganglion neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 108 (8), 2264-2275 (2012).</li><li>Horn, R., Marty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscarinic+activation+of+ionic+currents+measured+by+a+new+whole-cell+recording+method.">Muscarinic activation of ionic currents measured by a new whole-cell recording method.</a> The Journal of General Physiology. 92 (2), 145-159 (1988).</li><li>Grant, L., Yi, E., Goutman, J. D., Glowatzki, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postsynaptic+recordings+at+afferent+dendrites+contacting+cochlear+inner+hair+cells:+Monitoring+multivesicular+release+at+a+ribbon+synapse.">Postsynaptic recordings at afferent dendrites contacting cochlear inner hair cells: Monitoring multivesicular release at a ribbon synapse.</a> Journal of Visualized Experiments. (48), e2442 (2010).</li><li>Bronson, D., Kalluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscarinic+acetylcholine+receptors+modulate+HCN+channel+properties+in+vestibular+ganglion+neurons.">Muscarinic acetylcholine receptors modulate HCN channel properties in vestibular ganglion neurons.</a> The Journal of Neuroscience. 43 (6), 902-917 (2023).</li><li>Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+components+of+membrane+conductance+in+the+giant+axon+of+Loligo.">The components of membrane conductance in the giant axon of Loligo.</a> The Journal of Physiology. 116 (4), 473-496 (1952).</li><li>Chabbert, C., Chambard, J. M., Valmier, J., Sans, A., Desmadryl, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-activated+sodium+currents+in+acutely+isolated+mouse+vestibular+ganglion+17eurons.">Voltage-activated sodium currents in acutely isolated mouse vestibular ganglion 17eurons.</a> Neuroreport. 8 (5), 1253-1256 (1997).</li><li>Bean, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+action+potential+in+mammalian+central+neurons.">The action potential in mammalian central neurons.</a> Nature Reviews. Neuroscience. 8 (6), 451-465 (2007).</li><li>Izhikevich, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Dynamical Systems in Neuroscience. , (2018).</li><li>Chabbert, C., Chambard, J. M., Sans, A., Desmadryl, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+types+of+depolarization-activated+potassium+currents+in+acutely+isolated+mouse+vestibular+neurons.">Three types of depolarization-activated potassium currents in acutely isolated mouse vestibular neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 85 (3), 1017-1026 (2001).</li><li>Risner, J. R., Holt, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneous+potassium+conductances+contribute+to+the+diverse+firing+properties+of+postnatal+mouse+vestibular+ganglion+neurons.">Heterogeneous potassium conductances contribute to the diverse firing properties of postnatal mouse vestibular ganglion neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 96 (5), 2364-2376 (2006).</li><li>Iwasaki, S., Chihara, Y., Komuta, Y., Ito, K., Sahara, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-voltage-activated+potassium+channels+underlie+the+regulation+of+intrinsic+firing+properties+of+rat+vestibular+ganglion+cells.">Low-voltage-activated potassium channels underlie the regulation of intrinsic firing properties of rat vestibular ganglion cells.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2192-2204 (2008).</li><li>Cervantes, B., Vega, R., Lim&#243;n, A., Soto, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identity,+expression+and+functional+role+of+the+sodium-activated+potassium+current+in+vestibular+ganglion+afferent+neurons.">Identity, expression and functional role of the sodium-activated potassium current in vestibular ganglion afferent neurons.</a> Neuroscience. 240, 163-175 (2013).</li><li>Biel, M., Wahl-Schott, C., Michalakis, S., Zong, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperpolarization-activated+cation+channels:+From+genes+to+function.">Hyperpolarization-activated cation channels: From genes to function.</a> Physiological Reviews. 89 (3), 847-885 (2009).</li><li>Davis, R. L., Crozier, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+firing+properties+of+type+I+spiral+ganglion+neurons.">Dynamic firing properties of type I spiral ganglion neurons.</a> Cell and Tissue Research. 361 (1), 115-127 (2015).</li><li>Reijntjes, D. O. J., Pyott, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+afferent+signaling+complex:+Regulation+of+type+I+spiral+ganglion+neuron+responses+in+the+auditory+periphery.">The afferent signaling complex: Regulation of type I spiral ganglion neuron responses in the auditory periphery.</a> Hearing Research. 336, 1-16 (2016).</li><li>Eatock, R. A., Christov, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ionic Conductances of Vestibular Afferent Neurons: Shaping Head Motion Signals From the Inner Ear. , (2020).</li><li>Kalluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Similarities+in+the+biophysical+properties+of+spiral-ganglion+and+vestibular-ganglion+neurons+in+neonatal+rats.">Similarities in the biophysical properties of spiral-ganglion and vestibular-ganglion neurons in neonatal rats.</a> Frontiers in Neuroscience. 15, 710275 (2021).</li><li>Armstrong, C. E., Roberts, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+properties+of+frog+saccular+hair+cells:+distortion+by+enzymatic+dissociation.">Electrical properties of frog saccular hair cells: distortion by enzymatic dissociation.</a> The Journal of Neuroscience. 18 (8), 2962-2973 (1998).</li><li>Rocha-Sanchez, S. M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+expression+of+Kcnq4+in+vestibular+neurons+and+neurosensory+epithelia.">Developmental expression of Kcnq4 in vestibular neurons and neurosensory epithelia.</a> Brain Research. 1139, 117-125 (2007).</li><li>Meredith, F. L., Rennie, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zonal+variations+in+K++currents+in+vestibular+crista+calyx+terminals.">Zonal variations in K+ currents in vestibular crista calyx terminals.</a> Journal of Neurophysiology. 113 (1), 264-276 (2015).</li><li>Cai, H. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-dependent+activity+of+primary+auditory+neurons+in+the+presence+of+neurotrophins+and+antibiotics.">Time-dependent activity of primary auditory neurons in the presence of neurotrophins and antibiotics.</a> Hearing Research. 350, 122-132 (2017).</li><li>Needham, K., Nayagam, B. A., Minter, R. L., O'Leary, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+application+of+brain-derived+neurotrophic+factor+and+neurotrophin-3+and+its+impact+on+spiral+ganglion+neuron+firing+properties+and+hyperpolarization-activated+currents.">Combined application of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 and its impact on spiral ganglion neuron firing properties and hyperpolarization-activated currents.</a> Hearing Research. 291 (1-2), 1-14 (2012).</li><li>Adamson, C. L., Reid, M. A., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opposite+actions+of+brain-derived+neurotrophic+factor+and+neurotrophin-3+on+firing+features+and+ion+channel+composition+of+murine+spiral+ganglion+neurons.">Opposite actions of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 on firing features and ion channel composition of murine spiral ganglion neurons.</a> The Journal of Neuroscience. 22 (4), 1385-1396 (2002).</li><li>Zhou, Z., Liu, Q., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+regulation+of+spiral+ganglion+neuron+firing+patterns+by+neurotrophin-3.">Complex regulation of spiral ganglion neuron firing patterns by neurotrophin-3.</a> The Journal of Neuroscience. 25 (33), 7558-7566 (2005).</li><li>Liu, X. -. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sodium+channel+diversity+in+the+vestibular+ganglion:+NaV1.5,+NaV1.8,+and+tetrodotoxin-sensitive+currents.">Sodium channel diversity in the vestibular ganglion: NaV1.5, NaV1.8, and tetrodotoxin-sensitive currents.</a> Journal of Neurophysiology. 115 (5), 2536-2555 (2016).</li></ol>

Les méthodes présentées ici sont spécifiques aux enregistrements de neurones isolés ; Des études antérieures se sont concentrées sur des enregistrements à partir de terminaisons axonales dans une préparation semi-intacte. Par rapport aux techniques d’enregistrement terminales existantes, les enregistrements isolés offrent un comportement supérieur en termes de pince d’espace et d’isopotentiel. De plus, ce protocole permet d’accéder à un échantillon plus large de neurones, puisque seules les sous-po...

Les neurones bipolaires du nerf vestibulocochléaire relient les cellules ciliées sensorielles de l’oreille interne au tronc cérébral. Ils sont les principaux vecteurs d’informations sur le son et les mouvements de la tête ; Les dommages causés à ces cellules importantes entraînent une surdité et des troubles de l’équilibre. Les parties vestibulaire et auditive du nerf sont chacune composées de types cellulaires distincts qui sont morphologiquement et fonctionnellement diversifiés 1,2. Dans le système vestibulaire, deux sous-populations afférentes se déclenchent spontanément à des intervalles réguliers ou irréguliers2. On pense que la synchronisation des pics afférents reflète une diversité sous-jacente dans la composition des canaux ioniques 3,4. Dans le système auditif, il existe deux sous-populations principales de neurones ganglionnaires spiralés (SGN) ; alors que les SGN de type I entrent en contact avec des cellules ciliées internes individuelles5, les SGN de type II entrent en contact avec plusieurs cellules ciliées externes5. Des enregistrements in vitro de cultures semi-intactes et organotypiques suggèrent des différences dans les propriétés membranaires des SGN de type I et de type II 6,7.
De nombreux canaux ioniques et récepteurs de neurotransmetteurs situés aux extrémités de ces neurones se trouvent également dans leurs corps cellulaires. Ainsi, les cultures du somata vestibulaire isolé et du somata ganglionnaire spiral peuvent être étudiées in vitro pour comprendre comment les canaux ioniques et les récepteurs des neurotransmetteurs contribuent à la réponse de ces neurones. La morphologie compacte des corps cellulaires isolés permet des enregistrements électriques de haute qualité, adaptés à la caractérisation détaillée des canaux ioniques voltage-dépendants et des récepteurs des neurotransmetteurs. L’accès facile à une variété représentative de sous-types de neurones permet une analyse à haut débit de la diversité cellulaire.
Cet article présente une méthode d’isolement et de culture des corps cellulaires ganglionnaires dissociés de la partie supérieure du ganglion vestibulaire chez le rat au jour postnatal (P)9 à P20. Des suggestions sont également fournies pour étendre ces méthodes au ganglion spiralé, en plus des étapes nécessaires pour extraire, dissocier et plaquer avec succès les cellules ganglionnaires. Ces méthodes sont une évolution de celles mises au point dans les publications de divers laboratoires 8,9,10. Ce document contient également des conseils pour la sélection de cellules saines pour les enregistrements patch-clamp.
Enfin, le protocole décrit la procédure d’enregistrement des patch-clamps à l’aide de la configuration des patchs perforés11. Bien que la configuration du patch perforé soit plus longue et plus difficile techniquement que la configuration plus courante du patch rompu, elle est préférable pour maintenir le milieu cytoplasmique qui permet des sessions d’enregistrement longues et stables. Les avantages de cette configuration d’enregistrement sont illustrés ici par l’amélioration de la stabilité des courants cationiques activés par l’hyperpolarisation dans les enregistrements en patch perforé par rapport aux enregistrements en patch rompu.
Ce protocole est organisé en cinq sections. Les sections 1 à 3 décrivent les solutions et les outils qui peuvent être préparés et stockés à l’avance. La section 4 décrit les étapes de dissection et de placage du vestibulaire et des SGN. La section 5 décrit les étapes de l’enregistrement des neurones après une période de culture. Entre nos mains, la section 4 et la section 5 sont effectuées sur une période de 2 jours consécutifs.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Amphotericin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A4888-100MG</td>
			<td>For perforated patch recordings.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATP di-sodium</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A7699</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 Supplement (50x), serum free</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>17504044</td>
			<td>additive to culture medium, for SGN</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beakers (1000, 100, 10) milliliter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bench-top centrifuge</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>2641-0016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bunsen burner</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>1311-01</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5318</td>
			<td>one out of three enzyme to digest tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverglass, rectangular, #1 thickness, 22x40&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0707</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Biotium</td>
			<td>90082</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dnase I,from bovine pancreas</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>11284932001</td>
			<td>one out of three enzyme to digest tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #3 Forceps (Blunt)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps (Fine)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #55 Forceps (Fine)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11255-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGTA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E0396</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode Puller</td>
			<td>Narashige</td>
			<td>PC-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epi-illumination light source&#160;</td>
			<td>Zeiss&#160;</td>
			<td>CL 1500 ECO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Decon Labs</td>
			<td>2716</td>
			<td>for cleaning head and around dissection bench</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filamented Borosilicate Capillaries for electrodes</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>BF140-117-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine-edged dissection blade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10010-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Pasteur Pipettes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>14673-010</td>
			<td>to pull trituration pipettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-inactivated Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>16140063</td>
			<td>additive to culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375-100G</td>
			<td>for pH buffering all solutions in protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate / magnetic stirrers&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>76549-914</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulated bucket filled with ice</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to keep all samples and solutions cool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2SO4, Potassium Sulfate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P9458-250G</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P93333</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOH (1 M)</td>
			<td>Honeywell</td>
			<td>319376-500ML</td>
			<td>To bring internal solution to desired pH.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large Spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14133-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz medium&#160;</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>L4386</td>
			<td>dissection and bath solutions&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-profile-bath recording chamber for culture dishes</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0236</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>luer-lok syringes, 30 ml</td>
			<td>BD</td>
			<td>302832</td>
			<td>for drawing L-15/HEPES/HEPES solution.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM + Glutamax Supplement</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>41-090-101</td>
			<td>base of the culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2-Hexahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1028</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microFil needle for filling micropipettes - 34 gauge&#160;</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>MF34G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microforge</td>
			<td>Narashige</td>
			<td>MF-90</td>
			<td>For electrode polishing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N2 Supplement (100x)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>17502-048</td>
			<td>additiive to culture medium, for SGN</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH (1 M)</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>319511-500ML</td>
			<td>for titration pH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmometer</td>
			<td>Advanced Instruments Inc.</td>
			<td>3320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen, Medical grade, with adequate regulator and tubing</td>
			<td>USC Material Management</td>
			<td>MEDOX200 (Identifier: 00015)</td>
			<td>for dissolving into dissection and bath solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette bulb (3 ml)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-25</td>
			<td>bulb for trituration pipettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15140122</td>
			<td>additive to prevent contamination of culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital based euthanasia solution (e.g., Fatal Plus. 50 &#8211; 60 mg/kg dosing)&#160;</td>
			<td>MWI Animal Health</td>
			<td>15199</td>
			<td>for euthanasia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PES membrane filters ,&#160; 0.2 micrometer&#160;</td>
			<td>Nalgene</td>
			<td>566-0020</td>
			<td>for filtering solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PES membrane sterile syringe filters, 0.22 um, 30 mm&#160;</td>
			<td>CELLTREAT</td>
			<td>229747</td>
			<td>for filtering solutions drawn into syringes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes, 35 x 10 mm</td>
			<td>Genessee Scientific</td>
			<td>32-103</td>
			<td>for micro dissection and to hold Tip dip solution in perforated-patch configuration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, 60 x 15 mm</td>
			<td>Midland Scientific</td>
			<td>P7455</td>
			<td>for gross dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH Meter</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>Model S20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettors (1000, 200, 10) microliter</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-d-lysine coated glass bottomed culture dish</td>
			<td>Mattek</td>
			<td>P35GC-0-10-C</td>
			<td>to plate neurons for culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quick change platform, heated base, for 35 mm culture dishes</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reference Cell</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>RC1T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel blade</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>4-315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scientific Scale</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>XS64</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological Pipettes (10, 25) milliliter</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone Grease Kit (for sealing coverglass and chamber)</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Guillotine</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>DCAP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal guillotine</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>DCAP</td>
			<td>for decapitation if dissecting rats older than P15.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Dissection Microscope&#160;</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight surgical scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (3, 10, 30) milliliter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>T1426</td>
			<td>one out of three enzyme to digest tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tuberculin syringe&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8881500105</td>
			<td>for delivering euthanasia solution by intraperitoneal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Spring Scissor, 2.5 mm Cutting Edge</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volumetric flask, 1000 milliliter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex</td>
			<td>VWR</td>
			<td>945300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water, sterile u ltrapure, R&#62;18.18 megaOhms cm (e.g., filtered by a Millipore-Sigma water purification system)</td>
			<td>Millipore-Sigma</td>
			<td>CDUFBI001</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolating and culturing vestibular and spiral ganglion somata from neonatal rodents for patch-clamp recordings

La morphologie compacte des neurones ganglionnaires de l’oreille interne isolés et cultivés permet de caractériser en détail les canaux ioniques et les récepteurs des neurotransmetteurs qui contribuent à la diversité cellulaire au sein de cette population. Ce protocole décrit les étapes nécessaires à la dissection, à la dissociation et à la culture à court terme réussies des somata des neurones bipolaires de l’oreille interne à des fins d’enregistrements patch-clamp. Des instructions détaillées pour la préparation des neurones ganglionnaires vestibulaires sont fournies avec les modifications nécessaires nécessaires au placage des neurones ganglionnaires spiralés. Le protocole comprend des instructions pour effectuer des enregistrements de patch-clamp de cellules entières dans la configuration de patch perforé. Des exemples de résultats caractérisant les enregistrements par pince de tension de courants cycliques activés par hyperpolarisation et dépendants des nucléotides (HCN) mettent en évidence la stabilité de la configuration d’enregistrement de patch perforé par rapport à la configuration plus standard de patch rompu. La combinaison de ces méthodes, somata isolée et enregistrements perforés-patch-clamp, peut être utilisée pour étudier les processus cellulaires qui nécessitent des enregistrements longs et stables et la préservation du milieu intracellulaire, tels que la signalisation par des récepteurs couplés aux protéines G.

L’exécution de protocoles de pince de tension en appliquant des familles de pas de tension révèle l’activation dépendante de la tension d’une variété de familles de courants différentes. Des exemples représentatifs de courants de cellules entières évoqués à partir d’un VGN et adaptés d’enregistrements publiés13 sont présentés à la figure 1A,B. L’application de tensions dépolarisantes (Figure 1B</stron...

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Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings Video (Video) | JoVE

Les méthodes présentées ici fournissent des instructions détaillées pour la dissection, la dissociation, la culture et l’enregistrement patch-clamp à partir de neurones ganglionnaires vestibulaires et ganglionnaires spiralés de l’oreille interne.

Isolement et culture de somates ganglionnaires vestibulaires et spiralés de rongeurs nouveau-nés pour les enregistrements Patch-Clamp

The compact morphology of isolated and cultured inner ear ganglion neurons allows for detailed characterizations of the ion channels and neurotransmitter ...

De nombreux canaux ioniques et récepteurs de neurotransmetteurs qui se trouvent aux extrémités des neurones afférents auditifs et vestibulaires se trouvent également dans leurs corps cellulaires. Les cultures de corps cellulaires isolés peuvent être étudiées in vitro pour comprendre comment ces canaux ioniques et récepteurs influencent les réponses des neurones. La morphologie compacte des corps cellulaires permet des enregistrements électriques de haute qualité pour caractériser les propriétés voltage-dépendantes des canaux ioniques et des récepteurs des neurotransmetteurs.De plus, l’accès facile à une grande variété de types de cellules permet un débit élevé grâce à une analyse physique de la diversité cellulaire. Les procédures seront démontrées par Katherine Regalado, étudiante aux cycles supérieurs, ainsi que par les boursiers postdoctoraux, le Dr Daniel Bronson et Nathaniel Nowak de mon laboratoire. Pour commencer, tenez une pipette de pâturage en verre sur la flamme d’un bec Bunsen pour préparer des pipettes de tritration pour la dissociation cellulaire.Une fois que la pointe du verre commence à fondre, étirez le verre jusqu’au diamètre de pointe souhaité. Retirez une extrémité de la pipette de la flamme pour créer une petite courbure. Placez la pipette pliée sous un microscope.À l’aide d’une tuile d’inciseur, entaillez et cassez le verre au diamètre désiré. Passez l’embout de la pipette sur le dessus de la flamme du brûleur. Cela polira rapidement les bords rugueux près de la pointe.Retirez le cerveau de la souris euthanasiée à l’aide de ciseaux chirurgicaux fermés. Sectionnez et enlevez le nerf crânien pour détacher complètement le cerveau du crâne. En commençant par l’arrière de la tête, retirez le matériau membraneux transparent avec une pince, puis découpez le haut du crâne à l’aide de ciseaux chirurgicaux.Retirez l’excès de tissu de l’arrière de la tête et du cou pour rendre la zone de dissection et la capsule otique plus propres et plus faciles d’accès. Transférez le tissu dans une deuxième boîte de Pétri avec une solution fraîche de L-15. Localisez ensuite la capsule otique et les nerfs vestibulaires auditifs, supérieurs, vestibulaires et inférieurs.Séparez les ganglions supérieurs et inférieurs à l’aide de petits ciseaux à ressort et coupez le nerf auditif. À l’aide d’un scalpel, rasez doucement la crête osseuse pour affaiblir la zone osseuse sous laquelle le nerf plonge dans la capsule osseuse. Retirez soigneusement les débris avec un scalpel, exposant toute la partie enflée du ganglion.Utilisez les ciseaux à ressort fins pour couper et séparer le ganglion de la branche nerveuse périphérique qui plonge vers l’utricule. Retirez le ganglion supérieur à l’aide d’une pince fine et transférez-le dans une boîte de Pétri de 35 millimètres avec une solution fraîche de L-15. Après avoir préchauffé la solution enzymatique, versez le mélange enzymatique dans une boîte de Pétri de 35 millimètres et placez-la dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant 10 à 15 minutes.Nettoyez le ganglion à l’aide d’une pince fine et de petits ciseaux à ressort en enlevant l’os, l’excès de tissu, les fibres nerveuses et toute autre structure superflue. Prenez soin de minimiser l’ablation de tout tissu ganglionnaire. Transférez les ganglions nettoyés dans la solution enzymatique préchauffée et remettez-la dans l’incubateur pendant 10 à 40 minutes.Transférez ensuite les ganglions dans la boîte de Pétri de 35 millimètres avec une solution fraîche de L-15. Après deux à trois minutes, transférez les ganglions dans une autre boîte de Pétri de 35 millimètres remplie de milieux de culture filtrés. Transférez environ 150 microlitres de milieu de culture filtré dans une boîte à fond en verre enduit.Ensuite, transférez le nombre souhaité de ganglions sur la lamelle. Prélevez une petite quantité de milieu de culture dans la boîte de culture et rincez la pipette de tritration avec un médium pour éviter que le tissu ne colle aux parois de la pipette en verre. Triturer en passant doucement et à plusieurs reprises le tissu à travers la pipette jusqu’à ce que les ganglions soient suffisamment dissociés.Au bout de cinq minutes, vérifiez au microscope optique si les cellules se sont déposées sur la lamelle. Placez soigneusement une boîte de culture dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant 12 à 24 heures. Ensuite, localisez la capsule otique après avoir coupé la tête en deux et extrayez-la du crâne en ébréchant les bords à l’aide d’une pince.La partie spirale de la capsule otique abrite la cochlée avec l’organe de Corti. Ébrécher l’os, en recouvrant les virages cochléaires avec une pince fine parallèle à la courbe de l’os. Utilisez de petits ciseaux à ressort pour sectionner le modiolus à la base de la cochlée afin de le libérer du reste de la capsule otique.Coupez l’organe de Corti en deux ou trois tours à l’aide de petits ciseaux à ressort de manière à ce qu’il repose à plat, et excisez le modiolus de chaque tour. Retirez la strie vasculaire en pinçant la strie à la base avec une pince fine. Déroulez autour de la spirale et jusqu’à l’apex pour la libérer de l’organe de Corti.Retirez le ganglion spiralé en coupant au bord de l’endroit où les faisceaux de fibres neuronales ganglionnaires spirales se projettent vers les cellules ciliées, puis nettoyez le ganglion comme indiqué précédemment. Après un traitement enzymatique du ganglion spiral, tritrer le ganglion spiral dans le milieu de culture complété par N2 et B27. Placez la boîte de culture contenant les ganglions dissociés dans un incubateur à 37 degrés Celsius, 5% de dioxyde de carbone pendant 12 à 24 heures.Trempez l’embout de la pipette dans la solution propre de la boîte de culture pour la remplir d’une solution propre qui ne contient pas d’amphotéricine. Remplissez l’arrière de la pipette avec la solution interne contenant l’amphotéricine. Replongez l’embout de la pipette dans la solution propre de la boîte de culture pendant que l’amphotéricine pénètre lentement dans l’embout par l’arrière de la pipette.Ensuite, terminez le remplissage de la pipette avec la solution d’amphotéricine des deux tiers de la pipette. Abaissez la pipette dans le bain de la chambre d’enregistrement et placez la pointe de la pipette au milieu du champ de vision. Assurez-vous que l’embout est exempt de bulles d’air ou d’autres débris.Positionnez la pipette près de la membrane et atterrissez fermement au centre de la cellule. Appliquez une pression négative ou une aspiration à l’aide d’une seringue ou d’une pipette buccale. Activez le potentiel de maintien de moins 60 millivolts.La résistance de l’étanchéité devrait augmenter jusqu’à ce qu’elle dépasse un giga ohm. Une fois qu’un joint giga ohm se forme, relâchez la pression négative. Avant que la tyrosine ne commence à agir, la résistance d’entrée diminue lentement et le courant circulant en réponse au pas de tension de cinq millivolts augmente progressivement à mesure que l’amphotéricine pénètre dans la membrane.Les exemples représentatifs de courants de cellules entières évoqués par un neurone ganglionnaire vestibulaire sont présentés dans cette figure. Les courants nets de sodium entrants sont identifiés ici par leur activation et leur inactivation transitoires. Les courants nets vers l’extérieur sont transportés en grande partie par les ions potassium et ont une cinétique d’activation et d’inactivation beaucoup plus lente que les courants de sodium.Les courants cycliques nucléotidiques activés par hyperpolarisation, ou courants HCN, sont activés par une famille de tensions hyperpolarisantes de longue durée. La stabilité de la caractérisation des canaux ioniques dans la zone perforée à différents moments de l’enregistrement est illustrée dans cette figure. Les courbes d’activation dépendantes de la tension des courants HCN ont été mesurées dans une configuration de patch perforé.La courbe a une forme sigmoïdale et était stable tout au long d’un long enregistrement. L’instabilité relative du mode de patch rompu est illustrée par des courbes sigmoïdales qui ne se chevauchent pas à partir de différents points temporels. Les courbes d’activation des courants HCN lors d’une configuration de patch rompue sont présentées ici.Les schémas de déclenchement dans cinq somara ganglionnaire vestibulaire, cinq neurones ganglionnaires spiralés et les étapes actuelles correspondantes sont présentés ici. Cette hétérogénéité dans les schémas de déclenchement reflète une diversité fondamentale dans la composition des canaux sodiques et potassiques sous-jacents dans les neurones ganglionnaires vestibulaires et les neurones ganglionnaires spiralés. Pour maximiser la survie des cellules au cours de cette procédure, évitez de former des bulles d’air, ne surmenez pas les tissus et laissez les cellules se déposer avant de placer les échantillons dans l’incubateur.La pince de raccordement perforée permet d’étudier les canaux ioniques qui sont modulés par les seconds messagers cytosoliques, ce qui est essentiel pour étudier les effets des neurotransmetteurs efférents sur les neurones ganglionnaires. Les enregistrements par patch clamp de ces neurones bipolaires ont joué un rôle déterminant dans la révélation de la façon dont la diversité biophysique contribue à la diversité fonctionnelle des neurones sensoriels.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings

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Enregistrements Patch Clamp à partir de neurones rétiniens souris dans une préparation adaptés à l&#39;obscurité Slice

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Mitochondria are involved in many important cellular  functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most ...

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