Name: isolating and culturing vestibular and spiral ganglion somata from neonatal rodents for patch-clamp recordings
Uploaded: 2023-04-21T12:40:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings Video at JoVE.com

Ringraziamo le dottoresse Jing Bing Xue e Ruth Anne Eatock per i loro primi contributi a questi metodi. Questo lavoro è stato supportato da NIH NIDCD R03 DC012652 e NIH NIDCD DC012653S, e R01 DC0155512 a RK e T32 DC009975 a DB, NN e KR.

Tutti gli usi degli animali qui descritti sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee presso la University of Southern California. Gli animali inclusi in questo protocollo sono ratti Long Evans di età compresa tra P3 e P25 di entrambi i sessi ottenuti dai Charles River Laboratories, ma questi metodi possono essere applicati ad altri ceppi di roditori. Durante tutte le procedure è necessario indossare un camice da laboratorio e guanti, nonché occhiali protettivi dagli schizzi durante la prepar...

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	<li>Liberman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-neuron+labeling+in+the+cat+auditory+nerve.">Single-neuron labeling in the cat auditory nerve.</a> Science. 216 (4551), 1239-1241 (1982).</li><li>Goldberg, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Afferent+diversity+and+the+organization+of+central+vestibular+pathways.">Afferent diversity and the organization of central vestibular pathways.</a> Experimental Brain Research. 130 (3), 277-297 (2000).</li><li>Kalluri, R., Xue, J., Eatock, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ion+channels+set+spike+timing+regularity+of+mammalian+vestibular+afferent+neurons.">Ion channels set spike timing regularity of mammalian vestibular afferent neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 104 (4), 2034-2051 (2010).</li><li>Smith, C. E., Goldberg, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+stochastic+afterhyperpolarizaton+model+of+repetitive+activity+in+vestibular+afferents.">A stochastic afterhyperpolarizaton model of repetitive activity in vestibular afferents.</a> Biological Cybernetics. 54 (1), 41-51 (1986).</li><li>Berglund, A. M., Ryugo, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hair+cell+innervation+by+spiral+ganglion+neurons+in+the+mouse.">Hair cell innervation by spiral ganglion neurons in the mouse.</a> The Journal of Comparative Neurology. 255 (4), 560-570 (1987).</li><li>Jagger, D. J., Housley, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+properties+of+type+II+spiral+ganglion+neurones+identified+in+a+neonatal+rat+cochlear+slice.">Membrane properties of type II spiral ganglion neurones identified in a neonatal rat cochlear slice.</a> Journal of Physiology. 552, 525-533 (2003).</li><li>Reid, M. A., Flores-Otero, J., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Firing+patterns+of+type+II+spiral+ganglion+neurons+in+vitro).">Firing patterns of type II spiral ganglion neurons in vitro).</a> The Journal of Neuroscience. 24 (3), 733-742 (2004).</li><li>Lv, P., Wei, D., Yamoah, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kv7-type+channel+currents+in+spiral+ganglion+neurons:+involvement+in+sensorineural+hearing+loss.">Kv7-type channel currents in spiral ganglion neurons: involvement in sensorineural hearing loss.</a> The Journal of Biological Chemistry. 285 (45), 34699-34707 (2010).</li><li>Mo, Z. L., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+firing+patterns+of+murine+spiral+ganglion+neurons.">Endogenous firing patterns of murine spiral ganglion neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 77 (3), 1294-1305 (1997).</li><li>Almanza, A., Luis, E., Mercado, F., Vega, R., Soto, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+identity,+ontogeny,+and+cAMP+modulation+of+the+hyperpolarization-activated+current+in+vestibular+ganglion+neurons.">Molecular identity, ontogeny, and cAMP modulation of the hyperpolarization-activated current in vestibular ganglion neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 108 (8), 2264-2275 (2012).</li><li>Horn, R., Marty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscarinic+activation+of+ionic+currents+measured+by+a+new+whole-cell+recording+method.">Muscarinic activation of ionic currents measured by a new whole-cell recording method.</a> The Journal of General Physiology. 92 (2), 145-159 (1988).</li><li>Grant, L., Yi, E., Goutman, J. D., Glowatzki, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postsynaptic+recordings+at+afferent+dendrites+contacting+cochlear+inner+hair+cells:+Monitoring+multivesicular+release+at+a+ribbon+synapse.">Postsynaptic recordings at afferent dendrites contacting cochlear inner hair cells: Monitoring multivesicular release at a ribbon synapse.</a> Journal of Visualized Experiments. (48), e2442 (2010).</li><li>Bronson, D., Kalluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscarinic+acetylcholine+receptors+modulate+HCN+channel+properties+in+vestibular+ganglion+neurons.">Muscarinic acetylcholine receptors modulate HCN channel properties in vestibular ganglion neurons.</a> The Journal of Neuroscience. 43 (6), 902-917 (2023).</li><li>Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+components+of+membrane+conductance+in+the+giant+axon+of+Loligo.">The components of membrane conductance in the giant axon of Loligo.</a> The Journal of Physiology. 116 (4), 473-496 (1952).</li><li>Chabbert, C., Chambard, J. M., Valmier, J., Sans, A., Desmadryl, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-activated+sodium+currents+in+acutely+isolated+mouse+vestibular+ganglion+17eurons.">Voltage-activated sodium currents in acutely isolated mouse vestibular ganglion 17eurons.</a> Neuroreport. 8 (5), 1253-1256 (1997).</li><li>Bean, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+action+potential+in+mammalian+central+neurons.">The action potential in mammalian central neurons.</a> Nature Reviews. Neuroscience. 8 (6), 451-465 (2007).</li><li>Izhikevich, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Dynamical Systems in Neuroscience. , (2018).</li><li>Chabbert, C., Chambard, J. M., Sans, A., Desmadryl, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+types+of+depolarization-activated+potassium+currents+in+acutely+isolated+mouse+vestibular+neurons.">Three types of depolarization-activated potassium currents in acutely isolated mouse vestibular neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 85 (3), 1017-1026 (2001).</li><li>Risner, J. R., Holt, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneous+potassium+conductances+contribute+to+the+diverse+firing+properties+of+postnatal+mouse+vestibular+ganglion+neurons.">Heterogeneous potassium conductances contribute to the diverse firing properties of postnatal mouse vestibular ganglion neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 96 (5), 2364-2376 (2006).</li><li>Iwasaki, S., Chihara, Y., Komuta, Y., Ito, K., Sahara, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-voltage-activated+potassium+channels+underlie+the+regulation+of+intrinsic+firing+properties+of+rat+vestibular+ganglion+cells.">Low-voltage-activated potassium channels underlie the regulation of intrinsic firing properties of rat vestibular ganglion cells.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2192-2204 (2008).</li><li>Cervantes, B., Vega, R., Lim&#243;n, A., Soto, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identity,+expression+and+functional+role+of+the+sodium-activated+potassium+current+in+vestibular+ganglion+afferent+neurons.">Identity, expression and functional role of the sodium-activated potassium current in vestibular ganglion afferent neurons.</a> Neuroscience. 240, 163-175 (2013).</li><li>Biel, M., Wahl-Schott, C., Michalakis, S., Zong, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperpolarization-activated+cation+channels:+From+genes+to+function.">Hyperpolarization-activated cation channels: From genes to function.</a> Physiological Reviews. 89 (3), 847-885 (2009).</li><li>Davis, R. L., Crozier, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+firing+properties+of+type+I+spiral+ganglion+neurons.">Dynamic firing properties of type I spiral ganglion neurons.</a> Cell and Tissue Research. 361 (1), 115-127 (2015).</li><li>Reijntjes, D. O. J., Pyott, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+afferent+signaling+complex:+Regulation+of+type+I+spiral+ganglion+neuron+responses+in+the+auditory+periphery.">The afferent signaling complex: Regulation of type I spiral ganglion neuron responses in the auditory periphery.</a> Hearing Research. 336, 1-16 (2016).</li><li>Eatock, R. A., Christov, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ionic Conductances of Vestibular Afferent Neurons: Shaping Head Motion Signals From the Inner Ear. , (2020).</li><li>Kalluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Similarities+in+the+biophysical+properties+of+spiral-ganglion+and+vestibular-ganglion+neurons+in+neonatal+rats.">Similarities in the biophysical properties of spiral-ganglion and vestibular-ganglion neurons in neonatal rats.</a> Frontiers in Neuroscience. 15, 710275 (2021).</li><li>Armstrong, C. E., Roberts, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+properties+of+frog+saccular+hair+cells:+distortion+by+enzymatic+dissociation.">Electrical properties of frog saccular hair cells: distortion by enzymatic dissociation.</a> The Journal of Neuroscience. 18 (8), 2962-2973 (1998).</li><li>Rocha-Sanchez, S. M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+expression+of+Kcnq4+in+vestibular+neurons+and+neurosensory+epithelia.">Developmental expression of Kcnq4 in vestibular neurons and neurosensory epithelia.</a> Brain Research. 1139, 117-125 (2007).</li><li>Meredith, F. L., Rennie, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zonal+variations+in+K++currents+in+vestibular+crista+calyx+terminals.">Zonal variations in K+ currents in vestibular crista calyx terminals.</a> Journal of Neurophysiology. 113 (1), 264-276 (2015).</li><li>Cai, H. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-dependent+activity+of+primary+auditory+neurons+in+the+presence+of+neurotrophins+and+antibiotics.">Time-dependent activity of primary auditory neurons in the presence of neurotrophins and antibiotics.</a> Hearing Research. 350, 122-132 (2017).</li><li>Needham, K., Nayagam, B. A., Minter, R. L., O'Leary, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+application+of+brain-derived+neurotrophic+factor+and+neurotrophin-3+and+its+impact+on+spiral+ganglion+neuron+firing+properties+and+hyperpolarization-activated+currents.">Combined application of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 and its impact on spiral ganglion neuron firing properties and hyperpolarization-activated currents.</a> Hearing Research. 291 (1-2), 1-14 (2012).</li><li>Adamson, C. L., Reid, M. A., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opposite+actions+of+brain-derived+neurotrophic+factor+and+neurotrophin-3+on+firing+features+and+ion+channel+composition+of+murine+spiral+ganglion+neurons.">Opposite actions of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 on firing features and ion channel composition of murine spiral ganglion neurons.</a> The Journal of Neuroscience. 22 (4), 1385-1396 (2002).</li><li>Zhou, Z., Liu, Q., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+regulation+of+spiral+ganglion+neuron+firing+patterns+by+neurotrophin-3.">Complex regulation of spiral ganglion neuron firing patterns by neurotrophin-3.</a> The Journal of Neuroscience. 25 (33), 7558-7566 (2005).</li><li>Liu, X. -. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sodium+channel+diversity+in+the+vestibular+ganglion:+NaV1.5,+NaV1.8,+and+tetrodotoxin-sensitive+currents.">Sodium channel diversity in the vestibular ganglion: NaV1.5, NaV1.8, and tetrodotoxin-sensitive currents.</a> Journal of Neurophysiology. 115 (5), 2536-2555 (2016).</li></ol>

I metodi qui presentati sono specifici per le registrazioni da neuroni isolati; Studi precedenti si sono concentrati sulle registrazioni dei terminali assonali in una preparazione semi-intatta. Rispetto alle tecniche di registrazione terminale esistenti, le registrazioni isolate offrono un comportamento superiore di space-clamp e isopotenziale. Inoltre, questo protocollo fornisce l'accesso a un campione più ampio di neuroni, poiché solo le sottopopolazioni portatrici di calici sono accessibili nelle registrazioni semi-...

I neuroni bipolari del nervo vestibolococleare collegano le cellule ciliate sensoriali dell'orecchio interno al tronco encefalico. Sono i principali vettori di informazioni sul suono e sui movimenti della testa; Il danno a queste importanti cellule porta a sordità e disturbi dell'equilibrio. Le porzioni vestibolari e uditive del nervo sono costituite ciascuna da tipi di cellule distinte che sono morfologicamente e funzionalmente diverse 1,2. Nel sistema vestibolare, due sottopopolazioni afferenti si attivano spontaneamente a intervalli regolari o irregolari2. Si ritiene che la temporizzazione dello spike afferente rifletta una diversità sottostante nella composizione dei canali ionici 3,4. Nel sistema uditivo, ci sono due sottopopolazioni principali di neuroni gangliari spirali (SGN); mentre gli SGN di tipo I contattano le singole cellule ciliate interne5, gli SGN di tipo II contattano più cellule ciliate esterne5. Registrazioni in vitro da colture semi-intatte e organotipiche suggeriscono differenze nelle proprietà di membrana degli SGN di tipo I e di tipo II 6,7.
Molti canali ionici e recettori dei neurotrasmettitori che si trovano ai terminali di questi neuroni si trovano anche nei loro corpi cellulari. Pertanto, le colture del vestibolare isolato e del ganglio a spirale somata possono essere studiate in vitro per capire come i canali ionici e i recettori dei neurotrasmettitori contribuiscono alla risposta di questi neuroni. La morfologia compatta dei corpi cellulari isolati consente registrazioni elettriche di alta qualità, adatte per la caratterizzazione dettagliata di canali ionici voltaggio-dipendenti e recettori dei neurotrasmettitori. Il facile accesso a una varietà rappresentativa di sottotipi di neuroni consente un'analisi ad alto rendimento della diversità cellulare.
Questo articolo presenta un metodo per isolare e coltivare corpi cellulari gangliari dissociati dalla porzione superiore del ganglio vestibolare nei ratti al giorno postnatale da (P)9 a P20. Vengono inoltre forniti suggerimenti per estendere questi metodi al ganglio a spirale, oltre ai passaggi necessari per estrarre, dissociare e placcare con successo le cellule ganglionari. Questi metodi sono un'evoluzione di quelli ideati nelle pubblicazioni di vari laboratori 8,9,10. In questo documento è inclusa anche una guida per la selezione di cellule sane per le registrazioni patch-clamp.
Infine, il protocollo delinea la procedura per la registrazione patch-clamp utilizzando la configurazione perforated-patch11. Sebbene la configurazione del cerotto perforato sia più dispendiosa in termini di tempo e tecnicamente più impegnativa rispetto alla più comune configurazione del cerotto rotto, è migliore per mantenere l'ambiente citoplasmatico che consente sessioni di registrazione lunghe e stabili. I vantaggi di questa configurazione di registrazione sono illustrati qui attraverso la migliore stabilità delle correnti cationiche attivate dall'iperpolarizzazione nelle registrazioni di patch perforate rispetto alle registrazioni di patch rotte.
Questo protocollo è organizzato in cinque sezioni. Le sezioni 1-3 descrivono le soluzioni e gli strumenti che possono essere preparati e conservati in anticipo. La sezione 4 descrive le fasi per la dissezione e la placcatura delle vestibolari e degli SGN. La sezione 5 descrive le fasi per la registrazione dai neuroni dopo un periodo di coltura. Nelle nostre mani, la sezione 4 e la sezione 5 vengono eseguite per un periodo di 2 giorni consecutivi.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Amphotericin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A4888-100MG</td>
			<td>For perforated patch recordings.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATP di-sodium</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A7699</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 Supplement (50x), serum free</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>17504044</td>
			<td>additive to culture medium, for SGN</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beakers (1000, 100, 10) milliliter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bench-top centrifuge</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>2641-0016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bunsen burner</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>1311-01</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5318</td>
			<td>one out of three enzyme to digest tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverglass, rectangular, #1 thickness, 22x40&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0707</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Biotium</td>
			<td>90082</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dnase I,from bovine pancreas</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>11284932001</td>
			<td>one out of three enzyme to digest tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #3 Forceps (Blunt)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps (Fine)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #55 Forceps (Fine)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11255-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGTA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E0396</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode Puller</td>
			<td>Narashige</td>
			<td>PC-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epi-illumination light source&#160;</td>
			<td>Zeiss&#160;</td>
			<td>CL 1500 ECO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Decon Labs</td>
			<td>2716</td>
			<td>for cleaning head and around dissection bench</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filamented Borosilicate Capillaries for electrodes</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>BF140-117-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine-edged dissection blade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10010-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Pasteur Pipettes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>14673-010</td>
			<td>to pull trituration pipettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-inactivated Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>16140063</td>
			<td>additive to culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375-100G</td>
			<td>for pH buffering all solutions in protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate / magnetic stirrers&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>76549-914</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulated bucket filled with ice</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to keep all samples and solutions cool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2SO4, Potassium Sulfate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P9458-250G</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P93333</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOH (1 M)</td>
			<td>Honeywell</td>
			<td>319376-500ML</td>
			<td>To bring internal solution to desired pH.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large Spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14133-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz medium&#160;</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>L4386</td>
			<td>dissection and bath solutions&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-profile-bath recording chamber for culture dishes</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0236</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>luer-lok syringes, 30 ml</td>
			<td>BD</td>
			<td>302832</td>
			<td>for drawing L-15/HEPES/HEPES solution.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM + Glutamax Supplement</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>41-090-101</td>
			<td>base of the culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2-Hexahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1028</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microFil needle for filling micropipettes - 34 gauge&#160;</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>MF34G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microforge</td>
			<td>Narashige</td>
			<td>MF-90</td>
			<td>For electrode polishing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N2 Supplement (100x)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>17502-048</td>
			<td>additiive to culture medium, for SGN</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td>Additive to internal solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH (1 M)</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>319511-500ML</td>
			<td>for titration pH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmometer</td>
			<td>Advanced Instruments Inc.</td>
			<td>3320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen, Medical grade, with adequate regulator and tubing</td>
			<td>USC Material Management</td>
			<td>MEDOX200 (Identifier: 00015)</td>
			<td>for dissolving into dissection and bath solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette bulb (3 ml)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-25</td>
			<td>bulb for trituration pipettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15140122</td>
			<td>additive to prevent contamination of culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital based euthanasia solution (e.g., Fatal Plus. 50 &#8211; 60 mg/kg dosing)&#160;</td>
			<td>MWI Animal Health</td>
			<td>15199</td>
			<td>for euthanasia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PES membrane filters ,&#160; 0.2 micrometer&#160;</td>
			<td>Nalgene</td>
			<td>566-0020</td>
			<td>for filtering solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PES membrane sterile syringe filters, 0.22 um, 30 mm&#160;</td>
			<td>CELLTREAT</td>
			<td>229747</td>
			<td>for filtering solutions drawn into syringes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes, 35 x 10 mm</td>
			<td>Genessee Scientific</td>
			<td>32-103</td>
			<td>for micro dissection and to hold Tip dip solution in perforated-patch configuration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, 60 x 15 mm</td>
			<td>Midland Scientific</td>
			<td>P7455</td>
			<td>for gross dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH Meter</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>Model S20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettors (1000, 200, 10) microliter</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-d-lysine coated glass bottomed culture dish</td>
			<td>Mattek</td>
			<td>P35GC-0-10-C</td>
			<td>to plate neurons for culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quick change platform, heated base, for 35 mm culture dishes</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reference Cell</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>RC1T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel blade</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>4-315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scientific Scale</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>XS64</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological Pipettes (10, 25) milliliter</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone Grease Kit (for sealing coverglass and chamber)</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Guillotine</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>DCAP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal guillotine</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>DCAP</td>
			<td>for decapitation if dissecting rats older than P15.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Dissection Microscope&#160;</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight surgical scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (3, 10, 30) milliliter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>T1426</td>
			<td>one out of three enzyme to digest tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tuberculin syringe&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8881500105</td>
			<td>for delivering euthanasia solution by intraperitoneal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Spring Scissor, 2.5 mm Cutting Edge</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volumetric flask, 1000 milliliter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex</td>
			<td>VWR</td>
			<td>945300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water, sterile u ltrapure, R&#62;18.18 megaOhms cm (e.g., filtered by a Millipore-Sigma water purification system)</td>
			<td>Millipore-Sigma</td>
			<td>CDUFBI001</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolating and culturing vestibular and spiral ganglion somata from neonatal rodents for patch-clamp recordings

La morfologia compatta dei neuroni gangliari dell'orecchio interno isolati e in coltura consente una caratterizzazione dettagliata dei canali ionici e dei recettori dei neurotrasmettitori che contribuiscono alla diversità cellulare in questa popolazione. Questo protocollo delinea i passaggi necessari per il successo della dissezione, della dissociazione e della coltura a breve termine dei somata dei neuroni bipolari dell'orecchio interno ai fini delle registrazioni patch-clamp. Vengono fornite istruzioni dettagliate per la preparazione dei neuroni gangliari vestibolari con le modifiche necessarie per la placcatura dei neuroni gangliari a spirale. Il protocollo include le istruzioni per l'esecuzione di registrazioni patch-clamp a cellula intera nella configurazione a patch perforato. I risultati di esempio che caratterizzano le registrazioni voltage-clamp di correnti mediate da HCN (Cyclic Nucleotide-Gated) attivate dall'iperpolarizzazione evidenziano la stabilità della configurazione di registrazione a patch perforata rispetto alla configurazione a patch di rottura più standard. La combinazione di questi metodi, somata isolati più registrazioni perforate-patch-clamp, può essere utilizzata per studiare i processi cellulari che richiedono registrazioni lunghe e stabili e la conservazione dell'ambiente intracellulare, come la segnalazione attraverso i recettori accoppiati alla proteina G.

L'esecuzione di protocolli di voltage-clamp mediante l'applicazione di famiglie di gradini di tensione rivela l'attivazione dipendente dalla tensione di una varietà di diverse famiglie di correnti. Esempi rappresentativi di correnti intere evocate da un VGN e adattate da registrazioni pubblicate13 sono mostrati nella Figura 1A,B. L'applicazione di tensioni depolarizzanti (Figura 1B) attiva una corrente verso l'interno (n...

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Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings Video (Video) | JoVE

Di seguito sono presentati metodi che forniscono istruzioni dettagliate per la dissezione, la dissociazione, la coltura e la registrazione di patch-clamp dai neuroni gangliari vestibolari e gangliari a spirale dell'orecchio interno.

Isolare e coltivare i somata gangliari vestibolari e spirali da roditori neonatali per registrazioni con patch-clamp

The compact morphology of isolated and cultured inner ear ganglion neurons allows for detailed characterizations of the ion channels and neurotransmitter ...

Molti canali ionici e recettori dei neurotrasmettitori che si trovano ai terminali dei neuroni afferenti uditivi e vestibolari si trovano anche nei loro corpi cellulari. Le colture di corpi cellulari isolati possono essere studiate in vitro per capire come questi canali ionici e recettori influenzano le risposte dei neuroni. La morfologia compatta dei corpi cellulari consente registrazioni elettriche di alta qualità per caratterizzare le proprietà voltaggio-dipendenti dei canali ionici e dei recettori dei neurotrasmettitori.Inoltre, il facile accesso a un'ampia varietà di tipi di cellule consente un'elevata produttività grazie all'analisi fisica della diversità cellulare. Le procedure saranno dimostrate dalla dottoranda Katherine Regalado, insieme ai borsisti post-dottorato, il dottor Daniel Bronson e Nathaniel Nowak del mio laboratorio. Per iniziare, tenere una pipetta di vetro da pascolo alla fiamma di un bruciatore Bunsen per preparare le pipette di tritrazione per la dissociazione cellulare.Una volta che la punta del vetro inizia a sciogliersi, allungare il vetro fino al diametro desiderato. Allontanare un'estremità della pipetta dalla fiamma per creare una piccola curva. Posizionare la pipetta piegata sotto un microscopio.Usando una piastrella di incisione, incidete e rompete il vetro al diametro desiderato. Passare la punta della pipetta sulla parte superiore della fiamma del bruciatore. Questo luciderà rapidamente i bordi ruvidi vicino alla punta.Estrarre il cervello del topo sottoposto a eutanasia usando forbici chirurgiche chiuse. Recidere e rimuovere il nervo cranico per staccare completamente il cervello dal cranio. Partendo dalla parte posteriore della testa, stacca il materiale membranoso trasparente con una pinza, quindi taglia la parte superiore del cranio usando le forbici chirurgiche.Rimuovere il tessuto in eccesso dalla parte posteriore della testa e del collo per rendere l'area di dissezione e la capsula otica più pulite e di più facile accesso. Trasferire il tessuto in una seconda capsula di Petri con una soluzione fresca di L-15. Quindi individuare la capsula otica e i nervi uditivi, superiore, vestibolare e vestibolare inferiore.Separare i gangli superiori e inferiori usando piccole forbici a molla e tagliare via il nervo uditivo. Usando un bisturi, radere delicatamente la cresta ossea per indebolire l'area ossea sotto la quale il nervo si tuffa nella capsula ossea. Rimuovere con cautela i detriti con un bisturi, esponendo l'intera porzione gonfia del ganglio.Usa le forbici a molla fine per tagliare e separare il ganglio dal ramo nervoso periferico che si sta tuffando verso l'utricolo. Rimuovere il ganglio superiore utilizzando una pinza fine e trasferirlo in una capsula di Petri da 35 millimetri con una soluzione fresca di L-15. Dopo aver preriscaldato la soluzione enzimatica, versare la miscela enzimatica in una capsula di Petri da 35 millimetri e metterla in un'incubatrice a 37 gradi Celsius per 10-15 minuti.Pulisci il ganglio usando una pinza fine e piccole forbici a molla rimuovendo l'osso, il tessuto in eccesso, le fibre nervose e qualsiasi altra struttura superflua. Fare attenzione a ridurre al minimo la rimozione di qualsiasi tessuto gangliare. Trasferire i gangli puliti nella soluzione enzimatica preriscaldata e rimetterli nell'incubatrice per 10-40 minuti.Quindi trasferire i gangli nella capsula di Petri da 35 millimetri con una soluzione fresca di L-15. Dopo due o tre minuti, trasferire i gangli in un'altra capsula di Petri da 35 millimetri riempita con terreni di coltura filtrati. Trasferire circa 150 microlitri di terreno di coltura filtrato su un piatto con fondo in vetro rivestito.Quindi, trasferire il numero desiderato di gangli sul vetrino coprioggetto. Prelevare una piccola quantità di terreno di coltura dal piatto di coltura e sciacquare la pipetta di tritrazione con terreno per evitare che il tessuto si attacchi ai lati della pipetta di vetro. Triturare facendo passare delicatamente e ripetutamente il tessuto attraverso la pipetta fino a quando i gangli non sono sufficientemente dissociati.Dopo cinque minuti, controlla al microscopio se le cellule si sono depositate sul vetrino coprioggetto. Posizionare con cura un piatto di coltura in un'incubatrice a 37 gradi Celsius per 12-24 ore. Successivamente, individua la capsula otica dopo aver tagliato in due la testa ed estraila dal cranio scheggiando i bordi usando una pinza.La porzione a spirale della capsula otica ospita la coclea con l'organo di Corti. Scheggiare l'osso, sovrastante i giri cocleari con una pinza sottile parallela alla curva dell'osso. Usa piccole forbici a molla per recidere il moiolo alla base della coclea per liberarlo dal resto della capsula otica.Tagliate l'organo di Corti in due o tre giri usando delle piccole forbici a molla in modo che sia piatto, e asportate il modiolo da ogni giro. Rimuovere la stria vascolare pizzicando la stria alla base con una pinza fine. Srotolare intorno alla spirale e fino all'apice per staccarla dall'organo di Corti.Rimuovere il ganglio a spirale tagliando il bordo del punto in cui i tratti di fibre dei neuroni del ganglio a spirale si proiettano verso le cellule ciliate e quindi pulire il ganglio come mostrato in precedenza. Dopo aver trattato enzimaticamente il ganglio spirale, tritrare il ganglio spirale nel terreno di coltura integrato con N2 e B27. Mettere la capsula di coltura contenente i gangli dissociati in un'incubatrice a 37 gradi Celsius con anidride carbonica al 5% per 12-24 ore.Immergere la punta della pipetta nella soluzione pulita del piatto di coltura per riempirlo con una soluzione pulita che non contenga amfotericina. Riempire il retro della pipetta con la soluzione interna contenente amfotericina. Immergere nuovamente la punta della pipetta nella soluzione pulita del piatto di coltura mentre l'amfotericina entra lentamente nel puntale dal retro della pipetta.Quindi, terminare il riempimento della pipetta con la soluzione di amfotericina fino a due terzi della pipetta. Abbassare la pipetta nel bagno della camera di registrazione e posizionare il puntale della pipetta al centro del campo visivo. Assicurarsi che la punta sia priva di bolle d'aria o altri detriti.Posizionare la pipetta vicino alla membrana e appoggiarla saldamente al centro della cella. Applicare una pressione negativa o un'aspirazione utilizzando una siringa o una pipetta per bocca. Attivare il potenziale di mantenimento di meno 60 millivolt.La resistenza di tenuta dovrebbe aumentare fino a superare un giga ohm. Una volta formata una guarnizione giga ohm, rilasciare la pressione negativa. Prima che la tirosina inizi a funzionare, la resistenza di ingresso diminuisce lentamente e la corrente che scorre in risposta al passo di tensione di cinque millivolt, aumenta progressivamente man mano che l'amfotericina entra nella membrana.Gli esempi rappresentativi di correnti intere cellulari evocate da un neurone gangliare vestibolare sono mostrati in questa figura. Le correnti nette di sodio verso l'interno sono qui identificate dalla loro attivazione e inattivazione transitoria. Le correnti nette verso l'esterno sono trasportate in gran parte da ioni potassio e hanno cinetiche di attivazione e inattivazione molto più lente rispetto alle correnti di sodio.Le correnti nucleotidiche cicliche dipendenti attivate dall'iperpolarizzazione, o correnti HCN, sono attivate da una famiglia di tensioni iperpolarizzanti di lunga durata. In questa figura è mostrata la stabilità della caratterizzazione dei canali ionici nel patch perforato in diversi punti temporali durante la registrazione. Le curve di attivazione dipendenti dalla tensione delle correnti HCN sono state misurate in una configurazione a patch perforata.La curva ha una forma sigmoidale ed è rimasta stabile per tutta la durata di una lunga registrazione. L'instabilità relativa della modalità patch rotta è illustrata da curve sigmoidali non sovrapposte da diversi punti temporali. Di seguito sono mostrate le curve di attivazione delle correnti HCN durante una configurazione patch interrotta.Di seguito sono mostrati i modelli di attivazione in cinque gangli vestibolari somara, cinque neuroni gangliari a spirale e i corrispondenti passaggi correnti. Questa eterogeneità nei modelli di attivazione riflette una diversità fondamentale nella composizione dei canali del sodio e del potassio sottostanti sia nei neuroni gangliari vestibolari che nei neuroni gangliari spirali. Per massimizzare la sopravvivenza cellulare durante questa procedura, evitare di formare bolle d'aria, non sovraccaricare il tessuto e lasciare che le cellule si depositino prima di inserire i campioni nell'incubatrice.Il patch clamp perforato consente lo studio dei canali ionici modulati dai secondi messaggeri citosolici, che è fondamentale per studiare gli effetti dei neurotrasmettitori efferenti sui neuroni ganglionari. Le registrazioni patch clamp di questi neuroni bipolari sono state determinanti nel rivelare come la diversità biofisica contribuisca alla diversità funzionale nei neuroni sensoriali.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation Video (Video) | JoVE

Bloccare Registrazioni patch da neuroni della retina del mouse in un Dark-adattato Preparazione Slice

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Ricerca

Neuroscienze

Paired Patch Clamp Recordings from Motor-neuron and Target Skeletal Muscle in Zebrafish

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Accoppiato a pinza registrazioni patch da Motor-neurone e muscolo scheletrico bersaglio in Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle.  ...

Isolating Nasal Olfactory Stem Cells from Rodents or Humans

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Isolare cellule staminali olfattivo nasale da roditori o Umani

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external ...

Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

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Coltura ed Elettrofisiologia di Celle NRCC patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

Patch Clamp Recordings in Inner Ear Hair Cells Isolated from Zebrafish

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Registrazioni patch clamp in cellule interne dell&#39;orecchio Capelli Isolato da Zebrafish

Patch  clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated  from a variety of species have been described previously1-4 but this  ...

F1FO ATPase Vesicle Preparation and Technique for Performing Patch Clamp Recordings of Submitochondrial Vesicle Membranes

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<sub&gt; 1</sub&gt; F<sub&gt; O</sub&gt; ATPasi Vesicle Preparazione e tecnica per permettere Bloccare Registrazioni patch di membrane delle vescicole submitocondriali

Mitochondria are involved in many important cellular  functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents Video (Video) | JoVE

Isolamento dei neuroni sensoriali<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Per Bloccare Registrazioni patch di correnti glutamatergico

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells Video (Video) | JoVE

Bloccare Registrazioni patch da cellule embrionali Zebrafish Mauthner

Mauthner cells (M-cells) are large  reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key  neurons involved in a characteristic ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons Video (Video) | JoVE

Whole-cell patch-clamp registrazioni da Morphologically- e neurochimico-identificati interneuroni dell&#39;ippocampo

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings Video (Video) | JoVE

Elettrofisiologici e morfologica Caratterizzazione neuronali Microcircuiti in Acute Fette cervello Utilizzando accoppiati di patch-clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...