Name: rat model of normothermic ex-situ perfused heterotopic heart transplantation
Uploaded: 2023-04-21T13:00:00
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이 연구는 전남대학교병원 의생명연구소의 보조금 B2021-0991과 한국연구재단의 NRF-2020R1F1A1073921의 지원을 받았습니다

전남대학교병원 실험동물연구센터 윤리위원회(승인번호. CNU IACUC - H - 2022-36)은 모든 동물 실험을 승인했습니다. 본 연구에 사용된 수컷 Sprague-Dawley 랫트(350-450 g)는 실험동물의 관리 및 사용에 대한 가이드라인에 따라 관리를 받았다. 쥐는 12시간 명암 주기로 온도 조절이 가능한 방에 수용되었으며 표준 음식과 물을 사용할 수 있었습니다.
1. 준비
<p class="jove_conten...

<ol>
	<li>Langmuur, S. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex-situ+heart+perfusion+with+the+organ+care+system+for+cardiac+transplantation:+A+meta-analysis.">Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis.</a> Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).</li><li>Ardehali, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-vivo+perfusion+of+donor+hearts+for+human+heart+transplantation+(PROCEED+II):+a+prospective,+open-label,+multicentre,+randomized+non-inferiority+trial.">Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial.</a> Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).</li><li>Dang Van, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+perfusion+of+the+donor+heart:+Preliminary+experience+in+high-risk+transplantations.">Ex vivo perfusion of the donor heart: Preliminary experience in high-risk transplantations.</a> Archives of Cardiovascular Diseases. 114 (11), 715-726 (2021).</li><li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+heart+preservation+with+hypoxic-conditioned+medium-derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells+improves+cardiac+function+in+a+heart+transplantation+model.">Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model.</a> Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6 (2021).</li><li>Messer, S., Large, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resuscitating+heart+transplantation:+the+donation+after+circulatory+determined+death+donor.European.">Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European.</a> Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).</li><li>Trahanas, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Achieving+12+hour+normothermic+ex+situ+heart+perfusion:+an+experience+of+40+porcine+hearts.">Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts.</a> ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).</li><li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keeping+donor+hearts+in+completely+beating+status+with+normothermicblood+perfusion+for+transplants.">Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).</li><li>Van Caenegem, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+continuous+machine+perfusion+enables+preservation+of+energy+charge+and+functional+recovery+of+heart+grafts+in+an+ex+vivo+model+of+donation+following+circulatory+death.">Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 49 (5), 1348-1353 (2016).</li><li>Lu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+vivo+heart+perfusion+combined+with+melatonin+enhances+myocardial+protection+in+rat+donation+after+circulatory+death+hearts+via+inhibiting+NLRP3+inflammasome-mediated+pyroptosis.">Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183 (2021).</li><li>Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+perfusion+in+heart+transplantation:+a+review+of+the+TransMedics+Organ+Care+System.">Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System.</a> Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).</li><li>Fuchs, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+the+heart+transplant+have+a+future.">Does the heart transplant have a future.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).</li><li>Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+the+FDA's+circulatory+system+devices+panel+virtual+meeting+on+the+TransMedics+Organ+Care+System+(OCS)+Heart+-+portable+extracorporeal+heart+perfusion+and+monitoring+system.">Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system.</a> American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).</li><li>Jawitz, O. K., Devore, A. D., Patel, C. B., Bryner, B. S., Schroder, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expanding+the+donor+pool:+quantifying+the+potential+impact+of+a+portable+organ-care+system+for+expanded+criteria+heart+donation.">Expanding the donor pool: quantifying the potential impact of a portable organ-care system for expanded criteria heart donation.</a> Journal of Cardiac Failure. 27 (12), 1462-1465 (2021).</li><li>van Suylen, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+situ+perfusion+of+hearts+donated+after+euthanasia:+a+promising+contribution+to+heart+transplantation.">Ex situ perfusion of hearts donated after euthanasia: a promising contribution to heart transplantation.</a> Transplantation Direct. 7 (3), e676 (2021).</li><li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure,+perioperative+management+and+postoperative+scoring.">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), e0214513 (2019).</li><li>Qin, G., Jernryd, T., Sjoberg, S., Steen, S., Nilsson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Machine+perfusion+for+human+heart+preservation:+A+systematic+review.">Machine perfusion for human heart preservation: A systematic review.</a> Transplant International. 35, 10258 (2022).</li><li>Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+assessment+of+the+donor+heart+during+ex+situ+perfusion:+insights+from+pressure-volume+loops+and+surface+echocardiography.">Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography.</a> Journal of Visual Experiments. (188), e63945 (2022).</li><li>Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+heterotopic+heart+transplantation+model+to+investigate+unloading-induced+myocardial+remodeling.">Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling.</a> Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34 (2016).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li><li>Qi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evaluation+of+constant+coronary+artery+flow+versus+constant+coronary+perfusion+pressure+during+normothermic+ex-situ+heart+perfusion.">The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).</li><li>Okahara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+blood+viscosity+estimation+method+based+on+pressure-flow+characteristics+of+an+oxygenator+during+cardiopulmonary+bypass.">A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass.</a> Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).</li><li>Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+and+flow+rate+limit+the+optimal+ex-vivo+perfusion+of+the+heart+-+an+experimental+study.">Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study.</a> Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180 (2020).</li></ol>

이 모델을 확립하는 데 중점을 둔 것은 정상 체온 인간 심장 이식을 복제하는 것이었습니다. 비-배출 모델은 현장 환경( ex situ environment)에서 기증자 심장을 보존하기 위해 일반적으로 선호되는 기술이다(16). 배출 모델은 제자리 관류 동안 심장 기능을 평가하는 데 많은 이점을 제공하지만(17), 이종 이식 모델에는 적합하지 않습니다. 이종 이식에서 ...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64954">Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation</a>. The Protocol section was updated.
Section 4 of the Protocol was updated from:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
</ol>
to:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
	<li>After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37&#176;C.&#160; 
	NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37&#176;C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.</li>
	<li>Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies. 
	NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.</li>
</ol>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64954">Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation</a>. The Protocol section was updated.

Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

심장 이식은 난치성 심부전에 대한 유일한 실행 가능한 치료법으로 남아 있습니다 1,2,3,4. 심장 이식이 필요한 환자의 수가 꾸준히 증가하고 있음에도 불구하고 기증자 장기의 가용성에 비례하여 증가하는 것은 관찰되지 않았습니다5. 이 문제를 해결하기 위해 문제를 개선하고 기증자의 가용성을 높이는 것을 목표로 기증자의 심장을 보존하기 위한 새로운 접근 방식이 개발되었습니다6,7,8,9.
장기 관리 시스템(OCS) 기계를 사용하는 Normothermic ex situ heart perfusion(NESHP)이 임상 개입으로 등장했습니다 1,3. 이 기술은 종래의 정적 냉장 저장(SCS) 방법(2,9)에 대한 적절한 대안으로 간주되었다. NESHP는 한랭 허혈의 지속 기간을 효과적으로 줄이고, 대사 요구를 감소시키며, 기증자 장기를 운반하는 동안 최적의 영양 공급 및 산소 공급을 촉진합니다10,11. 기증자 장기 보존을 개선할 수 있는 이 방법의 분명한 잠재력에도 불구하고 임상 적용 및 추가 조사는 높은 비용으로 인해 제한되었습니다. 따라서 NESHP의 전임상 동물 모델은 이 기술과 관련된 주요 기술적 과제를 식별하는 데 중요합니다12,13. 돼지와 랫트는 허혈성 내성 때문에 전임상 연구에서 선호되는 동물 모델이다9. 돼지 모델은 기초 및 중개 연구에 이상적이지만 높은 비용과 관리 및 유지 관리에 필요한 집약적인 노동으로 인해 제한적입니다. 대조적으로, 쥐 모델은 더 저렴하고 다루기 쉽다14.
본 연구에서는 이식 후 이식 상태에 대한 보존 기술의 영향을 평가하기 위해 NESHP의 단순화된 쥐 모델을 소개한 후 이종 심장 이식을 도입했습니다. 이 모델은 간단하고 비용 효율적이며 단일 실험자가 실행할 수 있습니다. 그림 1 은 절차의 개략도를 보여줍니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>AES active evacuation system</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>PC-6769-51A</td>
			<td>Utilize CO2 and excess isoflurane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>PC-8801-01A</td>
			<td>Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B20 patient monitor</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>B20</td>
			<td>to observe mean aortic pressure and temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Monitoring System</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>55-7020</td>
			<td>To monitor and maintain animal&#39;s temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-1 Rat oxygenator</td>
			<td>Dongguan Kewei medical instruments</td>
			<td>Micro-MO</td>
			<td>For gas exchange in the langendorff circuit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropuncture introducer Set</td>
			<td>COOK medical</td>
			<td>G48007</td>
			<td>for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Amscope</td>
			<td>MU1403</td>
			<td>For zooming surgical field (Recipient)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical loupe</td>
			<td>SurgiTel</td>
			<td>L2S09</td>
			<td>For zooming surgical field (Donor)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>AMP all</td>
			<td>SP-8800</td>
			<td>To deliver cardioplegic solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transonic flow sensor</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>ME3PXL-M5</td>
			<td>Perfusion circuit flow sensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transonic tubing flow module</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>TS410</td>
			<td>flow acquiring system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Watson - Marlow pumps</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>010.6131.DAO</td>
			<td>Peristaltic pump used for recirculate perfusate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>WBC-1510A</td>
			<td>JEIO TECH</td>
			<td>E03056D</td>
			<td>Heating bath</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sprague-Dawley rats</td>
			<td>Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medications</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioHAnce Gel Eye Drops</td>
			<td>SENTRIX Animal care</td>
			<td></td>
			<td>wet ointments for eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>For prophilaxis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custodiol</td>
			<td>DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH</td>
			<td></td>
			<td>For heart harvesting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diclofenac</td>
			<td>Myungmoon Pharm. Co. Ltd</td>
			<td></td>
			<td>For pain control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>Anticoagulant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>hormon therapy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>For hydration therapy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat model of normothermic ex-situ perfused heterotopic heart transplantation

심장 이식은 말기 심부전에 가장 효과적인 치료법입니다. 치료 적 접근과 개입의 개선에도 불구하고 이식을 기다리는 심부전 환자의 수는 여전히 증가하고 있습니다. 정상 체온 제자리 보존 기술은 기존의 정적 냉장 보관 기술에 필적하는 방법으로 확립되었습니다. 이 기술의 가장 큰 장점은 기증자 심장이 생리적 조건에서 최대 12시간 동안 보존될 수 있다는 것입니다. 또한, 이 기술은 순환기 사망 후 기증자 심장의 소생을 허용하고 이식 후 기증자 기능을 개선하기 위해 필요한 약리학적 개입을 적용합니다. 정상 체온 현장 보존 기술을 개선하고 보존 관련 합병증을 제거하기 위해 수많은 동물 모델이 확립되었습니다. 대형 동물 모델은 소형 동물 모델에 비해 다루기 쉽지만 비용이 많이 들고 까다롭습니다. 우리는 이종 복부 이식에 이어 정상 체온 제자리 기증자 심장 보존의 쥐 모델을 제시합니다. 이 모델은 비교적 저렴하며 단일 실험자가 수행할 수 있습니다.

도 1 은 소동물모델에 사용된 실험설계를 예시한다. 그림 2 는 소형 동물 산소 공급기를 포함하는 변형된 Langendorff 관류 장치를 표시합니다. heterotopic 복부 이식에 대한 문합의 순서는 그림 3에 나와 있습니다.
그림 4 는 젖산, 칼륨 및 평균 대동맥압과 같은 제자리 관류 동안 심장의...

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Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

여기에서 우리는 쥐 모델에서 정상 체온 상피 보존 후 이종 국소 이식된 심장의 평가 프로토콜을 제시합니다.

Normothermic Ex-Situ 관류 이종 심장 이식의 쥐 모델

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

우리는 정상 체온 상피 관류와 관련된 합병증을 줄이고 기증자 심장의 안전한 보존 시간을 늘리는 모델을 개발했습니다. 다른 동물 모델과 비교하여 이 모델은 간단하고 비용 효율적이며 단일 실험자가 실행할 수 있습니다. 이 모델은 이식 후 기증자 심장에 대한 약리학적 및 유전적 개입의 장기적인 효과를 테스트하는 데 유용할 수 있습니다.수술 절차에는 미세 수술 기술이 필요합니다. 이 모델에서 성공을 거두기위한 핵심 요소는 원고에 설명 된 중요한 단계를 연습하고 집중하는 것입니다. 시작하려면 산소 공급기, 펌프 및 관류 라인을 포함한 Langendorff 장치를 조립하십시오.관류 회로를 20 밀리리터의 식염수로 채우고자가 혈액으로 프라이밍 될 때까지 순환시킵니다. 마취 된 기증자 쥐에서 7 센티미터의 중간 선 복부 절개를하고 xiphoid process에서 중간 쇄골까지 3 센티미터를 측정하는 양측 절개를합니다. 흉부 부위에서 펠트를 제거하십시오.1 밀리리터 주사기를 사용하여 하대정맥을 통해 0.3 밀리리터의 등장 식염수에 용해 된 1, 000 국제 단위 헤파린을 주사하십시오. 면봉으로 부드럽게 압축하여 바늘 구멍에서 출혈을 멈 춥니 다. 5-프렌치 대퇴 카테터를 복부 대동맥에 삽입합니다. 카테터 팁이 대동맥궁에 도달하는지 확인하고 카테터의 삽입된 부분의 대략적인 길이를 평가하여 카테터 위치를 확인합니다.복부 대동맥에 삽입된 카테터를 통해 약 10밀리리터의 혈액을 수집합니다. 심정지 용액 관류 라인을 복부 카테터에 연결하고 시간당 800 밀리리터의 속도로 주사기 펌프로 심정지 용액 투여를 시작하십시오. 횡격막에서 흉강을 열고 횡격막에 가까운 하대정맥을 절단하여 심실 팽창을 방지합니다.흉추를 따라 흉추 입구까지 갈비뼈를 양측으로 자릅니다. 동원 된 복부 흉벽을 모기 집게로 우월하게 반사하십시오. 모든 심정지 용액을 투여 한 후 대동맥 궁을 주변 조직과 분리하고 왼쪽 쇄골 하 동맥 바로 아래에서 조심스럽게 해부합니다.상완 뇌관을 절제하고 먼 위치에 일반적인 경동맥을 남겨두고 대동맥 캐뉼러 삽입 중에 쉽게 다룰 수 있도록 대동맥궁의 더 긴 그루터기를 남겨 둡니다. 그런 다음 주요 폐동맥을 가능한 한 분기점에 가깝게 횡단하십시오. 5-0 실크 봉합사로 상대정맥과 하대정맥을 조심스럽게 결찰하여 우심방과 관상동이 막히는 것을 방지합니다.흉부의 왼쪽 가장자리를 젖은 거즈로 덮고 심장을 그 위에 놓고 상대정맥과 하대정맥 합자를 부드럽게 수축시켜 문턱을 노출시킵니다. 폐정맥과 azygos 정맥을 5-0 실크 봉합사와 함께 합자합니다. 등쪽 조직을 합자까지 절단하고 심장을 추출합니다.부상 여부를 검사한 후 심장의 무게를 잰다. 식염수 프라이밍 회로를 혈액 프라이밍으로 교체하고 분당 2-3 밀리리터의 유속으로 관류를 시작하여 관류액이 캐뉼러 삽입 부위에서 누출되어 기포를 제거하도록합니다. 영구 합자를 배치한 후 심장이 몇 초 안에 수축하기 시작하고 60초 안에 정상 리듬에 도달하는지 확인합니다.섭씨 37도에서 관상 동맥 유속이 3 내지 4 밀리리터 인 수은의 평균 관류 압력이 55 내지 65 밀리미터 인 것은 적절한 관류를 나타낸다. 저장소에서 0.15 밀리리터의 혈액을 수집하고 관류 시작시와 그 후 20 분마다 혈액 가스 분석을 확인하십시오. 120 분의 관류 후, 시간당 250 밀리리터의 속도로 주사기 펌프를 통해 3 밀리리터의 쿠스토디올을 투여하여 심장을 정지시킵니다.중간 선 개복술을 수행하고 복강을 넓히기 위해 견인기를 삽입하십시오. 면봉을 사용하여 수혜자의 왼쪽으로 복부 장기를 동원하여 시술을 위한 공간을 만듭니다. 10배 배율의 수술용 현미경을 이용하여 면봉으로 둔기로 뭉툭하게 해부하여 십이지장과 근위 공장을 동원합니다.복부 대동맥과 하대정맥을 노출시킵니다. 5-0 실크 합자를 주요 혈관의 두개골과 꼬리 측면의 장간막 가지에 놓습니다. 복부 혈관을 높이고 5-0 실크 봉합사로 요추 가지를 응고 시키거나 결찰합니다.고환 동맥과 정맥을 아끼고 고정하지 마십시오. 합자를 사용하여 혈관을 들어 올리고 마이크로 클램프를 주요 혈관의 장간막 가지, 꼬리 및 두개골 쪽에 배치하여 문합 부위의 혈류를 중지합니다. 27게이지 바늘을 사용하여 대동맥을 뚫고 미세 가위로 절개 부위를 기증자 상행 대동맥의 입구와 같거나 약간 큰 길이로 늘립니다.대동맥 절개술과 같은 방법으로 하대정맥을 세로 절개하되 대동맥 절개에 비해 꼬리 쪽에 3mm 더 가깝게 만듭니다. 문합을 시작하고 기증자 심장을 수혜자의 복부 오른쪽에 놓고 기증자 상행 대동맥을 세로 절개의 두개골 모서리에 간단한 중단 스티치로 수혜자의 복부 대동맥에 부착합니다. 심장을 수혜자의 복부 왼쪽으로 옮기고 9-0 폴리프로필렌 봉합사를 사용하여 수혜자의 복부 대동맥으로 기증자의 상행 대동맥의 문합을 수행합니다.기증자 폐동맥을 세로 절개의 꼬리와 두개골 모서리에 두 개의 중단된 봉합사를 사용하여 하대정맥에 고정합니다. 문합이 끝나면 꼬리 클램프와 두개골 클램프를 제거하십시오. 적절한 지혈을 보장하고, 구불 구불 한 방식으로 복부 장기를 교체하고, 연속 5-0 폴리 프로필렌 봉합사를 사용하여 복부 절개 층을 닫습니다.젖산, 칼륨 및 평균 대동맥압과 같은 현장 관류 동안 심장의 생존 가능성을 평가하는 데 사용되는 매개변수가 이 그림에 나와 있습니다. 여기에서 정상 체온 제자리 보존을 사용하면 6건의 성공적인 사례의 총 허혈 시간이 46.2 플러스 마이너스 4.7분으로 감소한 반면, 총 체외 시간은 166.2 플러스 마이너스 4.7분이었습니다. 기증자로부터 심장을 추출하고 필요한 상피내 관류 및 이종 이식을 위한 준비는 5.8분 플러스-마이너스 1.3분이었습니다.수술의 전체 성공률은 70%였으며 6건의 성공 사례의 평균 문합 시간은 38.4분 플러스 마이너스 3.4분이었습니다. 조달 전과 이식 후 기증자 심장의 전기생리학적 성능이 이 그림에 나와 있습니다. 모든 실험에서 이식 직후 심박수가 크게 감소했지만 결국 시간이 지남에 따라 회복되었습니다.정상체온 상피내 보존 전, 정상체온 상피내 보존 후, 이종 이식 2시간 후의 기증자 심장의 거시적 및 현미경적 모습이 여기에 표시됩니다. 이 절차를 수행 할 때 관류를 위해 충분한 혈액을 채취하고, 상행 부분을 손상시키지 않고 대동맥을 조심스럽게 절단하고, 보존하는 동안 생리적 매개 변수를 면밀히 관찰하는 것이 중요합니다. 이 절차에 따라 새로운 보존 솔루션의 효과와 새로 도입된 보존 방법에 대한 수혜자의 면역 반응을 테스트할 수 있습니다.현장 외 관류와 이종 이식의 조합으로 우리는 연장된 보존 시간을 통해 새로운 기술을 조사하고 수용자 면역 반응에 대한 장기적인 영향을 관찰할 수 있습니다.

Research

JoVE Journal

Medicine

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

쥐 이소성 심장 이식 기술

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

연구

의학

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

이소성 심장 이식 마우스 모델을 사용하여 폐동맥 판막 이식

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

쥐 이소성 복부 심장 / 볼륨로드 구성에서 단일 폐 이식

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

기증자의 간을의 현지 외 정상 체온 기계 관류

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

마우스의 이소성 자궁 심장 이식

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

마우스의 소설 미세 수술 이소성 모델, 욕실 공산권 가슴 벽, 흉선, 및 심장 이식

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

Normothermic Ex Situ Heart Perfusion in Working Mode: Assessment of Cardiac Function and Metabolism

작업 모드에 Situ 심장 관류 Ex normothermic: 심장 기능 및 대사 평가

The current standard method for organ preservation (cold storage, CS), exposes the heart to a period of cold ischemia that limits the safe preservation ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

설치류의 이종 주제 심장 판막 이식을위한 단순화 된 모델

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: 폐 기능 및 대사 평가

Lung transplantation (LTx) remains the standard of care for end-stage lung disease. A shortage of suitable donor organs and concerns over donor organ ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

심장 동종이식편에 치료제를 전달하기 위한 돼지 이질성 심장 이식 프로토콜

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...