Name: rat model of normothermic ex-situ perfused heterotopic heart transplantation
Uploaded: 2023-04-21T13:00:00
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Este trabajo contó con el apoyo de una subvención B2021-0991 del Instituto de Investigación Biomédica del Hospital Universitario Nacional de Chonnam y NRF-2020R1F1A1073921 de la Fundación Nacional de Investigación de Corea

El comité de ética del Centro de Investigación con Animales de Laboratorio del Hospital Universitario Nacional de Chonnam (aprobación no. CNU IACUC - H - 2022-36) aprobó todos los experimentos con animales. Las ratas macho Sprague-Dawley (350-450 g), utilizadas en este estudio, recibieron cuidados de acuerdo con las directrices para el cuidado y uso de los animales de laboratorio. Las ratas fueron alojadas en habitaciones con temperatura controlada con un ciclo de luz-oscuridad de 12 horas, con comida y agua estánd...

<ol>
	<li>Langmuur, S. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex-situ+heart+perfusion+with+the+organ+care+system+for+cardiac+transplantation:+A+meta-analysis.">Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis.</a> Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).</li><li>Ardehali, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-vivo+perfusion+of+donor+hearts+for+human+heart+transplantation+(PROCEED+II):+a+prospective,+open-label,+multicentre,+randomized+non-inferiority+trial.">Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial.</a> Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).</li><li>Dang Van, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+perfusion+of+the+donor+heart:+Preliminary+experience+in+high-risk+transplantations.">Ex vivo perfusion of the donor heart: Preliminary experience in high-risk transplantations.</a> Archives of Cardiovascular Diseases. 114 (11), 715-726 (2021).</li><li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+heart+preservation+with+hypoxic-conditioned+medium-derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells+improves+cardiac+function+in+a+heart+transplantation+model.">Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model.</a> Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6 (2021).</li><li>Messer, S., Large, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resuscitating+heart+transplantation:+the+donation+after+circulatory+determined+death+donor.European.">Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European.</a> Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).</li><li>Trahanas, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Achieving+12+hour+normothermic+ex+situ+heart+perfusion:+an+experience+of+40+porcine+hearts.">Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts.</a> ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).</li><li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keeping+donor+hearts+in+completely+beating+status+with+normothermicblood+perfusion+for+transplants.">Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).</li><li>Van Caenegem, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+continuous+machine+perfusion+enables+preservation+of+energy+charge+and+functional+recovery+of+heart+grafts+in+an+ex+vivo+model+of+donation+following+circulatory+death.">Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 49 (5), 1348-1353 (2016).</li><li>Lu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+vivo+heart+perfusion+combined+with+melatonin+enhances+myocardial+protection+in+rat+donation+after+circulatory+death+hearts+via+inhibiting+NLRP3+inflammasome-mediated+pyroptosis.">Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183 (2021).</li><li>Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+perfusion+in+heart+transplantation:+a+review+of+the+TransMedics+Organ+Care+System.">Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System.</a> Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).</li><li>Fuchs, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+the+heart+transplant+have+a+future.">Does the heart transplant have a future.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).</li><li>Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+the+FDA's+circulatory+system+devices+panel+virtual+meeting+on+the+TransMedics+Organ+Care+System+(OCS)+Heart+-+portable+extracorporeal+heart+perfusion+and+monitoring+system.">Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system.</a> American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).</li><li>Jawitz, O. K., Devore, A. D., Patel, C. B., Bryner, B. S., Schroder, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expanding+the+donor+pool:+quantifying+the+potential+impact+of+a+portable+organ-care+system+for+expanded+criteria+heart+donation.">Expanding the donor pool: quantifying the potential impact of a portable organ-care system for expanded criteria heart donation.</a> Journal of Cardiac Failure. 27 (12), 1462-1465 (2021).</li><li>van Suylen, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+situ+perfusion+of+hearts+donated+after+euthanasia:+a+promising+contribution+to+heart+transplantation.">Ex situ perfusion of hearts donated after euthanasia: a promising contribution to heart transplantation.</a> Transplantation Direct. 7 (3), e676 (2021).</li><li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure,+perioperative+management+and+postoperative+scoring.">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), e0214513 (2019).</li><li>Qin, G., Jernryd, T., Sjoberg, S., Steen, S., Nilsson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Machine+perfusion+for+human+heart+preservation:+A+systematic+review.">Machine perfusion for human heart preservation: A systematic review.</a> Transplant International. 35, 10258 (2022).</li><li>Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+assessment+of+the+donor+heart+during+ex+situ+perfusion:+insights+from+pressure-volume+loops+and+surface+echocardiography.">Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography.</a> Journal of Visual Experiments. (188), e63945 (2022).</li><li>Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+heterotopic+heart+transplantation+model+to+investigate+unloading-induced+myocardial+remodeling.">Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling.</a> Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34 (2016).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li><li>Qi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evaluation+of+constant+coronary+artery+flow+versus+constant+coronary+perfusion+pressure+during+normothermic+ex-situ+heart+perfusion.">The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).</li><li>Okahara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+blood+viscosity+estimation+method+based+on+pressure-flow+characteristics+of+an+oxygenator+during+cardiopulmonary+bypass.">A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass.</a> Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).</li><li>Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+and+flow+rate+limit+the+optimal+ex-vivo+perfusion+of+the+heart+-+an+experimental+study.">Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study.</a> Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180 (2020).</li></ol>

Nuestro objetivo al establecer este modelo fue replicar el trasplante de corazón humano normotérmico. Los modelos sin eyección son la técnica comúnmente preferida para preservar el corazón del donante en un ambiente ex situ 16. Si bien los modelos de eyección ofrecen muchas ventajas en la evaluación de la función cardíaca durante la perfusión ex situ 17, no son adecuados para los modelos de trasplante heterotópico. En el trasplante heterotópic...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64954">Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation</a>. The Protocol section was updated.
Section 4 of the Protocol was updated from:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
</ol>
to:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
	<li>After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37&#176;C.&#160; 
	NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37&#176;C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.</li>
	<li>Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies. 
	NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.</li>
</ol>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64954">Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation</a>. The Protocol section was updated.

Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

El trasplante cardíaco sigue siendo la única terapia viable para la insuficiencia cardíaca refractaria 1,2,3,4. A pesar de un aumento constante en el número de pacientes que necesitan trasplante cardíaco, no se ha observado un aumento proporcional en la disponibilidad de órganos de donantes5. Para abordar este problema, se han desarrollado enfoques novedosos para preservar los corazones de los donantes con el objetivo de mejorar los desafíos y aumentar la disponibilidad de donantes 6,7,8,9.
La perfusión cardíaca nortérmica ex situ (NESHP) mediante máquinas del sistema de cuidado de órganos (OCS) ha surgido como una intervención clínica 1,3. Esta técnica se ha considerado una alternativa adecuada al método convencional de almacenamiento estático en frío (SCS) 2,9. La NESHP reduce eficazmente la duración de la isquemia fría, disminuye la demanda metabólica y facilita el suministro nutricional óptimo y la oxigenación durante el transporte de los órganos del donante10,11. A pesar del claro potencial de este método para mejorar la preservación de órganos de donantes, su aplicación clínica y la investigación posterior se han visto limitadas por los altos costos. Por lo tanto, los modelos animales preclínicos de NESHP son cruciales para identificar los desafíos técnicos clave asociados con esta técnica12,13. Los cerdos y las ratas son los modelos animales preferidos para los estudios preclínicos debido a su tolerancia isquémica9. Aunque el modelo porcino es ideal para la investigación básica y traslacional, está limitado por su alto costo y la mano de obra intensiva requerida para su cuidado y mantenimiento. Por el contrario, los modelos de ratas son menos costosos y más fáciles de manejar14.
En este estudio, introducimos un modelo simplificado de NESHP en ratas, seguido de un trasplante cardíaco heterotópico, para evaluar el impacto de la técnica de preservación en la condición del injerto después de la implantación. Este modelo es sencillo, rentable y puede ser ejecutado por un solo experimentador. La Figura 1 muestra los esquemas del procedimiento.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>AES active evacuation system</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>PC-6769-51A</td>
			<td>Utilize CO2 and excess isoflurane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>PC-8801-01A</td>
			<td>Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B20 patient monitor</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>B20</td>
			<td>to observe mean aortic pressure and temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Monitoring System</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>55-7020</td>
			<td>To monitor and maintain animal&#39;s temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-1 Rat oxygenator</td>
			<td>Dongguan Kewei medical instruments</td>
			<td>Micro-MO</td>
			<td>For gas exchange in the langendorff circuit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropuncture introducer Set</td>
			<td>COOK medical</td>
			<td>G48007</td>
			<td>for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Amscope</td>
			<td>MU1403</td>
			<td>For zooming surgical field (Recipient)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical loupe</td>
			<td>SurgiTel</td>
			<td>L2S09</td>
			<td>For zooming surgical field (Donor)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>AMP all</td>
			<td>SP-8800</td>
			<td>To deliver cardioplegic solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transonic flow sensor</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>ME3PXL-M5</td>
			<td>Perfusion circuit flow sensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transonic tubing flow module</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>TS410</td>
			<td>flow acquiring system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Watson - Marlow pumps</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>010.6131.DAO</td>
			<td>Peristaltic pump used for recirculate perfusate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>WBC-1510A</td>
			<td>JEIO TECH</td>
			<td>E03056D</td>
			<td>Heating bath</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sprague-Dawley rats</td>
			<td>Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medications</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioHAnce Gel Eye Drops</td>
			<td>SENTRIX Animal care</td>
			<td></td>
			<td>wet ointments for eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>For prophilaxis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custodiol</td>
			<td>DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH</td>
			<td></td>
			<td>For heart harvesting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diclofenac</td>
			<td>Myungmoon Pharm. Co. Ltd</td>
			<td></td>
			<td>For pain control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>Anticoagulant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>hormon therapy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>For hydration therapy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat model of normothermic ex-situ perfused heterotopic heart transplantation

El trasplante de corazón es la terapia más eficaz para la insuficiencia cardíaca terminal. A pesar de las mejoras en los enfoques e intervenciones terapéuticas, el número de pacientes con insuficiencia cardíaca que esperan un trasplante sigue aumentando. La técnica de conservación ex situ normotérmica se ha establecido como un método comparable a la técnica convencional de almacenamiento estático en frío. La principal ventaja de esta técnica es que los corazones de los donantes pueden conservarse hasta 12 h en condiciones fisiológicas. Además, esta técnica permite la reanimación de los corazones del donante después de la muerte circulatoria y aplica las intervenciones farmacológicas necesarias para mejorar la función del donante después de la implantación. Se han establecido numerosos modelos animales para mejorar las técnicas de preservación normotérmica ex situ y eliminar las complicaciones relacionadas con la preservación. Aunque los modelos de animales grandes son fáciles de manejar en comparación con los modelos de animales pequeños, es costoso y desafiante. Presentamos un modelo de rata de preservación normotérmica ex situ del corazón de donante seguido de trasplante abdominal heterotópico. Este modelo es relativamente barato y puede ser realizado por un solo experimentador.

La Figura 1 ilustra el diseño experimental utilizado en un modelo de animal pequeño. La figura 2 muestra el aparato de perfusión de Langendorff modificado, que incluye un oxigenador para animales pequeños. El orden de la anastomosis para el implante abdominal heterotópico se presenta en la Figura 3.
En la figura 4 se muestran los parámetros utilizados para evaluar la vi...

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Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

En este trabajo se presenta un protocolo de evaluación de un corazón implantado heterotópicamente tras la preservación ex situ normotérmica en el modelo de rata.

Modelo de rata de trasplante cardíaco heterotópico con perfusión ex-situ normotémica

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

Hemos desarrollado un modelo para reducir las complicaciones asociadas con la perfusión normotérmica ex situ y aumentar el tiempo de conservación segura de los corazones de los donantes. En comparación con los modelos animales alternativos, este modelo es simple y rentable, y puede ser ejecutado por un solo experimentador. Este modelo puede ser útil para probar la efectividad a largo plazo de las intervenciones farmacológicas y genéticas en los corazones de los donantes después de los trasplantes.El procedimiento quirúrgico requiere habilidad microquirúrgica. El factor clave para lograr el éxito en este modelo es practicar y centrarse en los pasos críticos descritos en el manuscrito. Para comenzar, ensamble el aparato de Langendorff, incluidas las líneas de oxigenación, bomba y perfusión.Llene el circuito de perfusión con 20 mililitros de solución salina y hágalo circular hasta que se cebe con sangre autóloga. En la rata donante anestesiada, realizar una incisión abdominal de 7 centímetros en la línea media y, a continuación, incisiones bilaterales de 3 centímetros desde la apófisis xifoides hasta la mitad de la clavícula. Retire la piel de la región torácica.Inyecte 1.000 unidades internacionales de heparina disuelta en 0,3 mililitros de solución salina isotónica a través de la vena cava inferior con una jeringa de 1 mililitro Detenga cualquier sangrado del orificio de la aguja comprimiéndolo suavemente con un hisopo de algodón. Inserte un catéter femoral de 5 French en la aorta abdominal. Asegúrese de que la punta del catéter llegue al arco aórtico y confirme la ubicación del catéter evaluando la longitud aproximada de la parte insertada del catéter.Recolectar alrededor de 10 mililitros de sangre a través del catéter insertado en la aorta abdominal. Conecte la línea de perfusión de la solución cardiopléjica al catéter abdominal e inicie la administración de la solución cardiopléjica con la bomba de jeringa a una velocidad de 800 mililitros por hora. Abra la cavidad torácica desde el diafragma y corte la vena cava inferior cerca del diafragma para evitar la distensión ventricular.Corta las costillas bilateralmente a lo largo de la columna torácica hasta la entrada torácica. Reflejar la pared torácica ventral movilizada de forma superior con pinzas antimosquitos. Después de administrar toda la solución cardiopléjica, aísle el arco aórtico de los tejidos circundantes y diseccione cuidadosamente justo debajo de la arteria subclavia izquierda.Transecte las arterias braquiocefálicas y carótidas comunes izquierdas en una posición distante, dejando los muñones más largos del arco aórtico para facilitar su manipulación durante la canulación de la aorta. A continuación, realice un transecto de la arteria pulmonar principal lo más cerca posible de la bifurcación. Ligar cuidadosamente la vena cava superior y la vena cava inferior con suturas de seda 5-0, evitando la obstrucción de la aurícula derecha y el seno coronario.Cubra los márgenes izquierdos del tórax con una gasa húmeda, coloque el corazón sobre ella y retraiga suavemente las ligaduras de la vena cava superior y la vena cava inferior para exponer el hilio. Ligar las venas pulmonar y ácigos junto con una sutura de seda 5-0. Cortar el tejido dorsal a la ligadura y extraer el corazón.Pesar el corazón después de examinarlo en busca de cualquier lesión. Reemplace el circuito cebado con solución salina con cebado de sangre e inicie la perfusión a un caudal de dos a tres mililitros por minuto, permitiendo que la perfusión se filtre del sitio de canulación para eliminar las burbujas de aire. Después de colocar la ligadura permanente, asegúrese de que el corazón comience a contraerse en unos pocos segundos y alcance un ritmo normal en 60 segundos.Una presión media de perfusión de 55 a 65 milímetros de mercurio con un flujo coronario de tres a cuatro mililitros a 37 grados centígrados indica una perfusión adecuada. Recoja 0,15 mililitros de sangre del depósito y verifique el análisis de gases en sangre al comienzo de la perfusión y cada 20 minutos a partir de entonces. Después de 120 minutos de perfusión, administre tres mililitros de Custodiol a través de la bomba de jeringa a una velocidad de 250 mililitros por hora para detener el corazón.Realizar la laparotomía de línea media e insertar un retractor para ensanchar la cavidad abdominal. Movilice los órganos abdominales hacia el lado izquierdo del receptor con hisopos de algodón para hacer espacio para el procedimiento. Utilizando un microscopio quirúrgico con un aumento de 10x, movilice el duodeno y el yeyuno proximal mediante disección roma con hisopos de algodón.para exponer la aorta abdominal y la vena cava inferior. Coloque ligaduras de seda 5-0 en las ramas mesentéricas de los lados craneal y caudal de los vasos principales. Elevar los vasos abdominales y coagular o ligar las ramas lumbares con suturas de seda 5-0.Recuerde preservar las arterias y venas testiculares, y no pinzarlas. Use ligaduras para levantar los vasos y coloque las micropinzas en las ramas mesentéricas, los lados caudal y craneal de los vasos principales para detener el flujo sanguíneo en el sitio de la anastomosis. Punción de la aorta con una aguja de calibre 27 y alargar la incisión con microtijeras hasta una longitud igual o ligeramente mayor que la abertura de la aorta ascendente del donante.Realice una incisión longitudinal de la vena cava inferior de la misma manera que la aortotomía, pero hágala tres milímetros más cerca del lado caudal en comparación con la incisión de la aorta. Al comenzar las anastomosis, coloque el corazón del donante en el lado derecho del abdomen del receptor y fije la aorta ascendente del donante a la aorta abdominal del receptor con un punto simple interrumpido en la esquina craneal de la incisión longitudinal. Mueva el corazón hacia el lado izquierdo del abdomen del receptor y realice una anastomosis de la aorta ascendente del donante con la aorta abdominal del receptor, utilizando una sutura de polipropileno 9-0 corrida.Fijar la arteria pulmonar donante a la vena cava inferior con dos suturas interrumpidas en las esquinas caudal y craneal de la incisión longitudinal. Una vez finalizada la anastomosis, retire la pinza caudal y la pinza craneal. Asegurando una hemostasia adecuada, reemplace los órganos abdominales en forma de meandro y cierre las capas de la incisión abdominal con suturas continuas de polipropileno 5-0.En esta figura se muestran los parámetros utilizados para evaluar la viabilidad del corazón durante la perfusión ex situ, como el lactato, el potasio y la presión aórtica media. En este caso, el uso de la preservación normotérmica ex situ disminuyó el tiempo isquémico total de seis casos exitosos a 46,2 más-menos 4,7 minutos, mientras que el tiempo total fuera del cuerpo fue de 166,2 más-menos 4,7 minutos. La extracción del corazón del donante y la preparación para la perfusión ex situ y el trasplante heterotópico requerido fue de 5,8 más-menos 1,3 minutos.La tasa de éxito global de la cirugía fue del 70% y el tiempo medio de anastomosis de los seis casos exitosos fue de 38,4 más-menos 3,4 minutos. En esta figura se presenta el rendimiento electrofisiológico del corazón del donante antes de la obtención y después de la implantación. En todos los experimentos, la frecuencia cardíaca disminuyó significativamente inmediatamente después de la implantación, pero finalmente se recuperó con el tiempo.Aquí se muestra el aspecto macroscópico y microscópico del corazón del donante antes de la preservación normotérmica ex situ, después de la preservación normotérmica ex situ y después de dos horas de implantación heterotópica. Al realizar este procedimiento, es importante extraer suficiente sangre para la perfusión, cortar cuidadosamente la aorta sin dañar la parte ascendente y vigilar de cerca los parámetros fisiológicos durante la preservación. Siguiendo este procedimiento, podemos probar la eficacia de las nuevas soluciones de conservación y la respuesta inmunitaria del receptor a los métodos de conservación recientemente introducidos.Con la combinación de la perfusión ex situ y el trasplante heterotópico, podemos investigar técnicas novedosas a través de un tiempo de conservación prolongado y observar el impacto a largo plazo en la respuesta inmunitaria del receptor.

Research

JoVE Journal

Medicine

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Investigación

Medicina

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Rata heterotópico abdominal Corazón / Trasplante de un solo pulmón en una configuración de volumen cargado

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusión de hígados de donantes

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

Normothermic Ex Situ Heart Perfusion in Working Mode: Assessment of Cardiac Function and Metabolism

Normotérmica Ex Situ corazón perfusión en modo de trabajo: evaluación de la función cardiaca y el metabolismo

The current standard method for organ preservation (cold storage, CS), exposes the heart to a period of cold ischemia that limits the safe preservation ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

Un modelo simplificado para el trasplante heterotópico de válvulas cardíacas en roedores

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Ventilación Normatérmica con Presión Negativa Perfusión Pulmonar Ex Situ : Evaluación de la Función Pulmonar y el Metabolismo

Lung transplantation (LTx) remains the standard of care for end-stage lung disease. A shortage of suitable donor organs and concerns over donor organ ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Un protocolo de trasplante de corazón heterotópico porcino para la administración de terapias a un aloinjerto cardíaco

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...