Name: rat model of normothermic ex-situ perfused heterotopic heart transplantation
Uploaded: 2023-04-21T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation at JoVE.com

Detta arbete stöddes av ett bidrag B2021-0991 från Chonnam National University Hospital Biomedical Research Institute och NRF-2020R1F1A1073921 från National Research Foundation of Korea

Den etiska kommittén för Laboratory Animal Research Center vid Chonnam National University Hospital (godkännande nr. CNU IACUC - H - 2022-36) godkände alla djurförsök. Hanråttor av typen Sprague-Dawley (350-450 g) som användes i denna studie fick vård i enlighet med riktlinjerna för vård och användning av försöksdjuren. Råttorna hölls i temperaturkontrollerade rum med en 12 timmars ljus-mörk cykel, med standardmat och vatten tillgängligt.
1. Förberedelse
<...

<ol>
	<li>Langmuur, S. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex-situ+heart+perfusion+with+the+organ+care+system+for+cardiac+transplantation:+A+meta-analysis.">Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis.</a> Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).</li><li>Ardehali, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-vivo+perfusion+of+donor+hearts+for+human+heart+transplantation+(PROCEED+II):+a+prospective,+open-label,+multicentre,+randomized+non-inferiority+trial.">Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial.</a> Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).</li><li>Dang Van, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+perfusion+of+the+donor+heart:+Preliminary+experience+in+high-risk+transplantations.">Ex vivo perfusion of the donor heart: Preliminary experience in high-risk transplantations.</a> Archives of Cardiovascular Diseases. 114 (11), 715-726 (2021).</li><li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+heart+preservation+with+hypoxic-conditioned+medium-derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells+improves+cardiac+function+in+a+heart+transplantation+model.">Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model.</a> Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6 (2021).</li><li>Messer, S., Large, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resuscitating+heart+transplantation:+the+donation+after+circulatory+determined+death+donor.European.">Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European.</a> Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).</li><li>Trahanas, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Achieving+12+hour+normothermic+ex+situ+heart+perfusion:+an+experience+of+40+porcine+hearts.">Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts.</a> ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).</li><li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keeping+donor+hearts+in+completely+beating+status+with+normothermicblood+perfusion+for+transplants.">Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).</li><li>Van Caenegem, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+continuous+machine+perfusion+enables+preservation+of+energy+charge+and+functional+recovery+of+heart+grafts+in+an+ex+vivo+model+of+donation+following+circulatory+death.">Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 49 (5), 1348-1353 (2016).</li><li>Lu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+vivo+heart+perfusion+combined+with+melatonin+enhances+myocardial+protection+in+rat+donation+after+circulatory+death+hearts+via+inhibiting+NLRP3+inflammasome-mediated+pyroptosis.">Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183 (2021).</li><li>Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+perfusion+in+heart+transplantation:+a+review+of+the+TransMedics+Organ+Care+System.">Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System.</a> Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).</li><li>Fuchs, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+the+heart+transplant+have+a+future.">Does the heart transplant have a future.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).</li><li>Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+the+FDA's+circulatory+system+devices+panel+virtual+meeting+on+the+TransMedics+Organ+Care+System+(OCS)+Heart+-+portable+extracorporeal+heart+perfusion+and+monitoring+system.">Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system.</a> American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).</li><li>Jawitz, O. K., Devore, A. D., Patel, C. B., Bryner, B. S., Schroder, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expanding+the+donor+pool:+quantifying+the+potential+impact+of+a+portable+organ-care+system+for+expanded+criteria+heart+donation.">Expanding the donor pool: quantifying the potential impact of a portable organ-care system for expanded criteria heart donation.</a> Journal of Cardiac Failure. 27 (12), 1462-1465 (2021).</li><li>van Suylen, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+situ+perfusion+of+hearts+donated+after+euthanasia:+a+promising+contribution+to+heart+transplantation.">Ex situ perfusion of hearts donated after euthanasia: a promising contribution to heart transplantation.</a> Transplantation Direct. 7 (3), e676 (2021).</li><li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure,+perioperative+management+and+postoperative+scoring.">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), e0214513 (2019).</li><li>Qin, G., Jernryd, T., Sjoberg, S., Steen, S., Nilsson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Machine+perfusion+for+human+heart+preservation:+A+systematic+review.">Machine perfusion for human heart preservation: A systematic review.</a> Transplant International. 35, 10258 (2022).</li><li>Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+assessment+of+the+donor+heart+during+ex+situ+perfusion:+insights+from+pressure-volume+loops+and+surface+echocardiography.">Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography.</a> Journal of Visual Experiments. (188), e63945 (2022).</li><li>Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+heterotopic+heart+transplantation+model+to+investigate+unloading-induced+myocardial+remodeling.">Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling.</a> Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34 (2016).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li><li>Qi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evaluation+of+constant+coronary+artery+flow+versus+constant+coronary+perfusion+pressure+during+normothermic+ex-situ+heart+perfusion.">The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).</li><li>Okahara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+blood+viscosity+estimation+method+based+on+pressure-flow+characteristics+of+an+oxygenator+during+cardiopulmonary+bypass.">A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass.</a> Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).</li><li>Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+and+flow+rate+limit+the+optimal+ex-vivo+perfusion+of+the+heart+-+an+experimental+study.">Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study.</a> Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180 (2020).</li></ol>

Vårt fokus för att etablera denna modell var att replikera normotermisk mänsklig hjärttransplantation. Icke-utskjutande modeller är den vanligaste tekniken för att bevara donatorhjärtat i en ex situ-miljö 16. Medan utmatningsmodeller erbjuder många fördelar vid bedömning av hjärtfunktion under ex situ-perfusion 17, är de inte lämpliga för heterotopiska transplantationsmodeller. Vid heterotopisk transplantation måste det implanterade donator...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64954">Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation</a>. The Protocol section was updated.
Section 4 of the Protocol was updated from:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
</ol>
to:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
	<li>After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37&#176;C.&#160; 
	NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37&#176;C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.</li>
	<li>Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies. 
	NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.</li>
</ol>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64954">Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation</a>. The Protocol section was updated.

Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

Hjärttransplantation är fortfarande den enda livskraftiga behandlingen för eldfast hjärtsvikt 1,2,3,4. Trots en stadig ökning av antalet patienter i behov av hjärttransplantation har en proportionell ökning av tillgången på donerade organ inte observerats5. För att ta itu med denna fråga har nya metoder för att bevara donatorhjärtan utvecklats med målet att förbättra utmaningarna och öka tillgången på givare 6,7,8,9.
Normothermic ex situ hjärtperfusion (NESHP) med hjälp av organvårdssystem (OCS) maskiner har uppstått som en klinisk intervention 1,3. Denna teknik har ansetts vara ett lämpligt alternativ till konventionell statisk kyllagring (SCS) metod 2,9. NESHP minskar effektivt varaktigheten av kall ischemi, minskar metabolisk efterfrågan och underlättar optimal näringstillförsel och syresättning under transport av donatororgan10,11. Trots den tydliga potentialen hos denna metod för att förbättra bevarandet av donatororgan har dess kliniska tillämpning och ytterligare undersökningar begränsats av höga kostnader. Därför är prekliniska djurmodeller av NESHP avgörande för att identifiera viktiga tekniska utmaningar i samband med denna teknik12,13. Grisar och råttor är de djurmodeller som föredras för prekliniska studier på grund av deras ischemiska tolerans9. Även om svinmodellen är idealisk för grundforskning och translationell forskning, begränsas den av dess höga kostnader och det intensiva arbete som krävs för vård och underhåll. Däremot är råttmodeller billigare och lättare att hantera14.
I denna studie introducerar vi en förenklad råttmodell av NESHP, följt av heterotopisk hjärttransplantation, för att utvärdera effekten av konserveringstekniken på transplantattillstånd efter implantation. Denna modell är enkel, kostnadseffektiv och kan köras av en enda experimenter. Figur 1 visar schemat för proceduren.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>AES active evacuation system</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>PC-6769-51A</td>
			<td>Utilize CO2 and excess isoflurane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>PC-8801-01A</td>
			<td>Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B20 patient monitor</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>B20</td>
			<td>to observe mean aortic pressure and temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Monitoring System</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>55-7020</td>
			<td>To monitor and maintain animal&#39;s temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-1 Rat oxygenator</td>
			<td>Dongguan Kewei medical instruments</td>
			<td>Micro-MO</td>
			<td>For gas exchange in the langendorff circuit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropuncture introducer Set</td>
			<td>COOK medical</td>
			<td>G48007</td>
			<td>for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Amscope</td>
			<td>MU1403</td>
			<td>For zooming surgical field (Recipient)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical loupe</td>
			<td>SurgiTel</td>
			<td>L2S09</td>
			<td>For zooming surgical field (Donor)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>AMP all</td>
			<td>SP-8800</td>
			<td>To deliver cardioplegic solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transonic flow sensor</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>ME3PXL-M5</td>
			<td>Perfusion circuit flow sensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transonic tubing flow module</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>TS410</td>
			<td>flow acquiring system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Watson - Marlow pumps</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>010.6131.DAO</td>
			<td>Peristaltic pump used for recirculate perfusate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>WBC-1510A</td>
			<td>JEIO TECH</td>
			<td>E03056D</td>
			<td>Heating bath</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sprague-Dawley rats</td>
			<td>Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medications</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioHAnce Gel Eye Drops</td>
			<td>SENTRIX Animal care</td>
			<td></td>
			<td>wet ointments for eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>For prophilaxis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custodiol</td>
			<td>DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH</td>
			<td></td>
			<td>For heart harvesting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diclofenac</td>
			<td>Myungmoon Pharm. Co. Ltd</td>
			<td></td>
			<td>For pain control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>Anticoagulant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>hormon therapy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>For hydration therapy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat model of normothermic ex-situ perfused heterotopic heart transplantation

Hjärttransplantation är den mest effektiva behandlingen för hjärtsvikt i slutstadiet. Trots förbättringarna i terapeutiska metoder och interventioner ökar antalet hjärtsviktspatienter som väntar på transplantation fortfarande. Den normotermiska ex situ-konserveringstekniken har etablerats som en jämförbar metod med den konventionella statiska kyllagringstekniken. Den största fördelen med denna teknik är att donatorhjärtan kan bevaras i upp till 12 timmar i ett fysiologiskt tillstånd. Dessutom möjliggör denna teknik återupplivning av donatorhjärtan efter cirkulationsdöd och tillämpar nödvändiga farmakologiska ingrepp för att förbättra givarfunktionen efter implantation. Många djurmodeller har etablerats för att förbättra normotermiska ex situ-konserveringstekniker och eliminera konserveringsrelaterade komplikationer. Även om stora djurmodeller är lätta att hantera jämfört med små djurmodeller är det dyrt och utmanande. Vi presenterar en råttmodell av normotermiskt ex situ-donatorhjärtbevarande följt av heterotopisk buktransplantation. Denna modell är relativt billig och kan åstadkommas av en enda experimenter.

Figur 1 illustrerar den experimentella designen som används i en smådjursmodell. Figur 2 visar den modifierade Langendorff-perfusionsapparaten, som inkluderar en liten djuroxygenator. Ordningen på anastomos för heterotopisk bukimplantation presenteras i figur 3.
Figur 4 visar de parametrar som används för att bedöma hjärtats livskraft under ex situ-perfusion ...

Watch this Scientific Journal Video about Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation at JoVE.com

Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

Här presenterar vi ett bedömningsprotokoll av ett heterotopiskt implanterat hjärta efter normotermisk ex situ-konservering i råttmodellen.

Råttmodell av normothermisk ex-situ perfuserad heterotopisk hjärttransplantation

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

Vi har utvecklat en modell för att minska komplikationer i samband med normotermisk ex-situ-perfusion och öka den säkra bevarandetiden för donatorhjärtan. Jämfört med de alternativa djurmodellerna är denna modell enkel och kostnadseffektiv och kan utföras av en enda experimenter. Denna modell kan vara användbar för att testa den långsiktiga effektiviteten av farmakologiska och genetiska ingrepp på donatorhjärtan efter transplantationer.Det kirurgiska ingreppet kräver mikrokirurgisk skicklighet. Nyckelfaktorn för att uppnå framgång i denna modell är att öva och fokusera på de kritiska stegen som beskrivs i manuskriptet. Börja med att montera Langendorff-apparaten, inklusive oxygenatorn, pumpen och perfusionsledningarna.Fyll perfusionskretsen med 20 ml saltlösning och cirkulera den tills den är grundad med autologt blod. På den bedövade givarråttan, gör ett 7-centimeter mittlinjebuksnitt och sedan bilaterala snitt som mäter 3 centimeter från xiphoidprocessen till mittnyckelbenet. Ta bort pälsen från bröstregionen.Injicera 1 000 internationell enhet heparin upplöst i 0, 3 ml isotonisk saltlösning genom den sämre vena cava med en 1 ml spruta Stoppa blödning från nålhålet genom att försiktigt komprimera det med en bomullspinne. Sätt in en 5-fransk lårbenskateter i bukaortan. Se till att kateterspetsen når aortabågen och bekräfta kateterns placering genom att bedöma den ungefärliga längden på den införda delen av katetern.Samla cirka 10 milliliter blod via katetern som sätts in i bukaortan. Anslut den kardioplegiska lösningsperfusionslinjen till bukkatetern och starta administreringen av den kardioplegiska lösningen med sprutpumpen med en hastighet av 800 ml per timme. Öppna brösthålan från membranet och skär den nedre vena cava nära membranet för att förhindra ventrikulär distension.Skär revbenen bilateralt längs bröstryggen upp till bröstkorgsinloppet. Reflektera den mobiliserade ventrala bröstväggen överlägset med myggpincett. Efter administrering av all kardioplegisk lösning, isolera aortabågen från de omgivande vävnaderna och dissekera den försiktigt strax under den vänstra subklaviska artären.Transektera brakiocefaliska och lämnade gemensamma halspulsåder i en avlägsen position, vilket lämnar de längre stubbarna i aortabågen för enkel hantering under aortakannulation. Transektera sedan huvudlungartären så nära bifurkationen som möjligt. Ligera försiktigt den överlägsna vena cava och underlägsna vena cava med 5-0 silkesuturer, vilket förhindrar obstruktion av höger atrium och koronar sinus.Täck bröstkorgens vänstra marginaler med våt gasväv, placera hjärtat på det och dra försiktigt tillbaka de överlägsna vena cava och underlägsna vena cava-ligaturerna för att exponera hilum. Ligate lung- och azygosvenerna tillsammans med en 5-0 silkesutur. Skär av vävnaden dorsal till ligaturen och extrahera hjärtat.Väg hjärtat efter att ha undersökt det för någon skada. Byt ut den saltlösningsgrundade kretsen med blodpriming och starta perfusionen med en flödeshastighet på två till tre milliliter per minut, så att perfusatet läcker från kanyleringsstället för att avlägsna eventuella luftbubblor. Efter att ha placerat den permanenta ligaturen, se till att hjärtat börjar dra ihop sig inom några sekunder och når en normal rytm på 60 sekunder.Ett genomsnittligt perfusionstryck på 55 till 65 millimeter kvicksilver med en koronarflödeshastighet på tre till fyra milliliter vid 37 grader Celsius indikerar adekvat perfusion. Samla 0,15 ml blod från behållaren och kontrollera blodgasanalysen i början av perfusionen och var 20: e minut därefter. Efter 120 minuters perfusion, administrera tre milliliter Custodiol genom sprutpumpen med en hastighet av 250 ml per timme för att arrestera hjärtat.Utför laparotomi i mittlinjen och sätt in en upprullare för att vidga bukhålan. Mobilisera bukorganen till vänster om mottagaren med hjälp av bomullspinne för att göra plats för proceduren. Använd ett kirurgiskt mikroskop med en 10x förstoring, mobilisera tolvfingertarmen och proximal jejunum genom trubbig dissektion med bomullspinne.att exponera buken aorta och sämre vena cava. Placera 5-0 silkeligaturer på de mesenteriska grenarna på både kraniala och kaudala sidor av de stora kärlen. Höj bukkärlen och koagulera eller ligera ländryggsgrenarna med 5-0 silkesuturer.Kom ihåg att skona testikelartärerna och venerna och kläm inte fast dem. Använd ligaturer för att lyfta kärlen och placera mikroklämmorna på de mesenteriska grenarna, kaudala och kraniala sidorna av de stora kärlen för att stoppa blodflödet vid anastomosstället. Punktera aortan med en 27-gauge nål och förläng snittet med mikrosax till en längd som är lika med eller något större än öppningen av givarens stigande aorta.Gör ett längsgående snitt av den sämre vena cava på samma sätt som aortotomi, men gör det tre millimeter närmare den kaudala sidan jämfört med aortasnittet. Starta anastomoserna, placera donatorhjärtat på höger sida av mottagarens buk och fäst givarens stigande aorta till mottagarens bukaorta med en enkel avbruten söm vid kranialhörnet av det längsgående snittet. Flytta hjärtat till vänster sida av mottagarens buk och utför anastomos av givarens stigande aorta med mottagarens bukaorta med hjälp av en löpande 9-0 polypropensutur.Fixera donatorlungartären till den nedre vena cava med två avbrutna suturer vid de kaudala och kraniala hörnen av det längsgående snittet. Efter avslutad anastomos, ta bort den kaudala klämman och kranialklämman. Försäkra adekvat hemostas, byt ut bukorganen på ett meanderliknande sätt och stäng skikten i buksnittet med kontinuerliga 5-0 polypropensuturer.De parametrar som används för att bedöma hjärtats livskraft under ex-situ-perfusion, såsom laktat, kalium och genomsnittligt aortatryck visas i denna figur. Här minskade användningen av normotermisk ex-situ-bevarande den totala ischemiska tiden för sex framgångsrika fall till 46,2 plus-minus 4,7 minuter, medan den totala out-of-body-tiden var 166,2 plus-minus 4,7 minuter. Extraktionen av hjärtat från donatorn och förberedelse för ex-situ-perfusion och heterotopisk transplantation som krävdes var 5,8 plus-minus 1,3 minuter.Den totala framgångsgraden för operationen var 70% och den genomsnittliga anastomostiden för de sex framgångsrika fallen var 38,4 plus-minus 3,4 minuter. Den elektrofysiologiska prestandan hos givarhjärtat före upphandling och efter implantation presenteras i denna figur. I alla experiment minskade hjärtfrekvensen signifikant omedelbart efter implantation, men den återhämtade sig så småningom över tiden.Det makroskopiska och mikroskopiska utseendet hos donatorhjärtat före normotermisk ex-situ-konservering, efter normotermisk ex-situ-konservering och efter två timmars heterotopisk implantation visas här. När du gör denna procedur är det viktigt att ta tillräckligt med blod för perfusion, skära försiktigt aortan utan att skada den stigande delen och titta noga på de fysiologiska parametrarna under konservering. Efter denna procedur kan vi testa effektiviteten hos nya konserveringslösningar och mottagarens immunsvar mot nyligen introducerade konserveringsmetoder.Med kombinationen av ex-situ-perfusion och heterotopisk transplantation kan vi undersöka nya tekniker genom förlängd bevarandetid och observera den långsiktiga effekten på mottagarens immunsvar.

Research

JoVE Journal

Medicine

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Murina Heterotopisk Heart Transplant Teknik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Transplantation av pulmonell ventil med hjälp av en musmodell av Heterotopisk hjärttransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Rat Heterotopisk buken hjärta / Single-lungtransplantation i en volym belastad konfiguration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Ex situ normotermisk Machine Perfusion av donator Lever

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Heterotopisk Cervical hjärttransplantation i möss

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

A Novel Mikro modell för Heterotopisk, En Bloc Chest Wall, Thymus och hjärttransplantation i möss

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

Normothermic Ex Situ Heart Perfusion in Working Mode: Assessment of Cardiac Function and Metabolism

Normothermic Ex Situ hjärtat Perfusion i arbetar läge: bedömning av hjärtfunktionen och Metabolism

The current standard method for organ preservation (cold storage, CS), exposes the heart to a period of cold ischemia that limits the safe preservation ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

En förenklad modell för heterotopisk hjärtklafftransplantation hos gnagare

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism

Normothermisk undertrycksventilation ex situ lungperfusion: utvärdering av lungfunktion och metabolism

Lung transplantation (LTx) remains the standard of care for end-stage lung disease. A shortage of suitable donor organs and concerns over donor organ ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Ett porcint heterotopiskt hjärttransplantationsprotokoll för leverans av terapi till en hjärtalograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...