Name: real-time measurement of the mitochondrial bioenergetic profile of neutrophils
Uploaded: 2023-06-02T13:00:00
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Wir danken Dr. Anthony T. Vella und Dr. Federica Aglianoin von der Abteilung für Immunologie an der UConn Health für ihre Ausbildung im Umgang mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator und Dr. Lynn Puddington von der Abteilung für Immunologie an der UConn Health für ihre Unterstützung der Instrumente. Wir danken Dr. Geneva Hargis von der UConn School of Medicine für ihre Hilfe beim wissenschaftlichen Schreiben und Lektorat dieses Manuskripts. Diese Forschung wurde durch Zuschüsse der National Institutes of Health, des National Heart, Lung, and Blood Institute (R01HL145454), des National Institute of General Medical Sciences (R35GM147713 und P20GM139763), eines Start-up-Fonds von UConn Health und eines Career Re-Entry Fellowship der American Association of Immunologists unterstützt.

Heparinisierte Vollblutproben wurden von gesunden menschlichen Spendern nach Einholung der Einverständniserklärung gewonnen, die vom Institutional Review Board von UConn Health in Übereinstimmung mit der Deklaration von Helsinki genehmigt wurde. Alle Tierversuche folgten den Richtlinien des UConn Health Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), und die Genehmigung für die Verwendung von Nagetieren wurde von der UConn Health IACUC gemäß den Kriterien des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labor...

Das Standardverfahren, das die mitochondriale Atmung von Neutrophilen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator misst, ist durch viele Faktoren begrenzt, darunter Zellzahl, Zellwachstum und Lebensfähigkeit. Die jeweilige Substanzkonzentration variiert je nach Art und Quelle der Zellen in diesem Assay. Oligomycin und Rotenon/Antimycin A werden bei den meisten Zelltypen meist in ähnlicher Konzentration eingesetzt. Da die FCCP-induzierte maximale Atemfrequenz jedoch zwischen verschiedenen Zellen variiert, is...

Mitochondrien spielen eine wichtige Rolle in der Zellbioenergetik, die durch oxidative Phosphorylierung (OXPHOS) Adenosintriphosphat (ATP) erzeugt. Darüber hinaus erstreckt sich die Rolle der Mitochondrien auf die Erzeugung und Entgiftung reaktiver Sauerstoffspezies, die Kalziumregulierung der zytoplasmatischen und mitochondrialen Matrix, die Zellsynthese, den Katabolismus und den Transport von Metaboliten innerhalb der Zelle1. Die mitochondriale Atmung ist in allen Zellen unerlässlich, da ihre Funktionsstörung zu Stoffwechselproblemen 2 führen kann, einschließlich Herz-Kreislauf-Erkrankungen3 und einer Vielzahl neurodegenerativer Erkrankungen wie altersbedingter Makuladegeneration4, Parkinson und Alzheimer5 und Charcot-Marie-Tooth-Krankheit2 A (CMT2A)6.
Elektronenmikroskopische Untersuchungen an neutrophilen Granulozyten ergaben, dass es relativ wenige Mitochondrien gibt7, und sie sind für ihre Energieproduktion stark auf die Glykolyse angewiesen, da die mitochondrialen Atmungsraten sehr niedrig sind8. Mitochondrien sind jedoch entscheidend für neutrophile Funktionen, wie z. B. Chemotaxis9 und Apoptose10,11,12. Eine frühere Studie zeigte ein komplexes mitochondriales Netzwerk in menschlichen Neutrophilen mit hohem Membranpotential. Der Verlust des mitochondrialen Membranpotentials ist ein Frühindikator für die Apoptose neutrophiler Granulozyten10. Die Behandlung mit mitochondrialem Entkoppler Carbonylcyanid m-Chlorphenylhydrazon (CCCP) zeigte eine signifikante Hemmung der Chemotaxis, zusammen mit einer Veränderung der mitochondrialen Morphologie 9,10.
Obwohl die primäre Energiequelle für neutrophile Granulozyten die Glykolyse ist, liefern die Mitochondrien das ATP, das die Aktivierung der neutrophilen Granulozyten einleitet, indem es die erste Phase der purinergen Signalübertragung antreibt, die Ca2+-Signalübertragung verstärkt, die mitochondriale ATP-Produktion verstärkt und die funktionellen Reaktionen der neutrophilen Granulozyten auslöst13. Eine Dysfunktion der mitochondrialen Atmungskette führt zu einer übermäßigen Produktion toxischer reaktiver Sauerstoffspezies (ROS) und zu pathogenen Schäden 14,15,16. Die NETose, d. h. der Prozess der Bildung von extrazellulären Fallen (NETs) für neutrophile Granulozyten, ist eine wichtige Eigenschaft von Neutrophilen, die ihnen hilft, Krankheitserreger zu bekämpfen17 und zu vielen pathologischen Zuständen beiträgt, darunter Krebs, Thrombose und Autoimmunerkrankungen18. Mitochondriale ROS tragen zur NETose19 bei, mitochondriale DNA kann ein Bestandteil von NETs18 sein, und eine veränderte mitochondriale Homöostase beeinträchtigt die NETose 20,21,22,23,24. Darüber hinaus wird während der normalen Differenzierung oder Reifung die metabolische Reprogrammierung der neutrophilen Granulozyten durch die Begrenzung der glykolytischen Aktivität umgekehrt, und sie beteiligen sich an der mitochondrialen Atmung und mobilisieren intrazelluläre Lipide25,26.
Der metabolische extrazelluläre Flussanalysator kann die mitochondriale Atmung und Glykolyse lebender Zellen kontinuierlich überwachen und quantifizieren. Der Analysator verwendet eine 96-Well-Sensorkartusche im Plattenformat und zwei Fluorophore, um die Sauerstoffkonzentration (O2) und pH-Änderungen zu quantifizieren. Die Sensorkartusche befindet sich während des Assays über der Zellmonoschicht und bildet eine ~200 nm hohe Mikrokammer. Die Lichtwellenleiterbündel im Analysator werden verwendet, um die Fluorophore anzuregen und die Änderungen der Fluoreszenzintensität zu detektieren. Änderungen derO2-Konzentration und des pH-Werts in Echtzeit werden automatisch berechnet und als Sauerstoffverbrauchsrate (OCR) und extrazelluläre Versauerungsrate (ECAR) angezeigt. Die Sensorkartusche verfügt über vier Anschlüsse, über die während der Assay-Messungen bis zu vier Verbindungen in jede Vertiefung geladen werden können. Dieses Protokoll konzentriert sich auf die Quantifizierung der mitochondrialen Atmung von Maus und menschlichen Neutrophilen sowie der neutrophilenähnlichen HL60-Zellen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>37 &#176;C non-CO2&#160;incubator</td>
			<td>Precision</td>
			<td>Economy Model 2EG</td>
			<td>Instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biorender</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Software Application</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>Model 5810R</td>
			<td>Instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning&#160;Cell-Tak Cell and Tissue Adhesive</td>
			<td>Corning</td>
			<td>102416-100</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EasySep Magnet</td>
			<td>STEMCELL</td>
			<td>18000</td>
			<td>Magnet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EasySepMouse Neutrophil Enrichment kit</td>
			<td>STEMCELL</td>
			<td>19762A</td>
			<td>Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graphpad Prism 9</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Software Application</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Serum Albumin Solution (25%)</td>
			<td>GeminiBio</td>
			<td>800-120</td>
			<td>Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (VetaKet)</td>
			<td>DAILYMED</td>
			<td>NDC 59399-114-10</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Cytiva</td>
			<td>SH30256.01</td>
			<td>Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plate buckets</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>UL155</td>
			<td>Accessory</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PolymorphPrep</td>
			<td>PROGEN</td>
			<td>1895 (previous 1114683)</td>
			<td>polysaccharide solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Purified mouse anti-human CD18 antibody</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>302102</td>
			<td>Clone TS1/18</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 Medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11-875-093</td>
			<td>Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Seahorse metabolic extracellular flux analyzer</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>XFe96</td>
			<td>Instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Seahorse XF Cell Mito Stress Test Kit</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>103015-100</td>
			<td>mitochondrial stress test Kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Swing-bucket rotor</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>A-4-62</td>
			<td>Rotor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vactrap 2 Vacum Trap</td>
			<td>Fox Lifesciences</td>
			<td>3052101-FLS</td>
			<td>Instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wave</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Software Application</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XF 1.0 M Glucose Solution</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>103577-100</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XF 100 mM Pyruvate Solution</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>103578-100</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XF 200 mM Glutamine Solution</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>103579-100</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XF DMEM medium</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>103575-100</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XFe96 FluxPak</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>102601-100</td>
			<td>Material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (AnaSed Injection)</td>
			<td>DAILYMED</td>
			<td>NDC 59399-110-20</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

real-time measurement of the mitochondrial bioenergetic profile of neutrophils

Neutrophile Granulozyten sind die erste Verteidigungslinie und die am häufigsten vorkommenden Leukozyten beim Menschen. Diese Effektorzellen führen Funktionen wie Phagozytose und oxidativen Burst aus und erzeugen extrazelluläre Fallen (NETs) für die mikrobielle Clearance. Neue Erkenntnisse über die Stoffwechselaktivitäten von Neutrophilen stellen die frühe Vorstellung, dass sie in erster Linie auf Glykolyse angewiesen sind, in Frage. Durch die präzise Messung der Stoffwechselaktivitäten können unterschiedliche Stoffwechselanforderungen von Neutrophilen aufgedeckt werden, darunter der Tricarbonsäurezyklus (TCA) (auch Krebszyklus genannt), die oxidative Phosphorylierung (OXPHOS), der Pentosephosphatweg (PPP) und die Fettsäureoxidation (FAO) unter physiologischen Bedingungen und in Krankheitszuständen. In diesem Artikel werden ein Schritt-für-Schritt-Protokoll und die Voraussetzungen für die Messung der Sauerstoffverbrauchsrate (OCR) als Indikator für die mitochondriale Atmung an aus dem Knochenmark der Maus, aus menschlichem Blut gewonnenen Neutrophilen und der neutrophilenähnlichen HL60-Zelllinie unter Verwendung der metabolischen Flussanalyse auf einem metabolischen extrazellulären Flussanalysator beschrieben. Diese Methode kann zur Quantifizierung der mitochondrialen Funktionen von Neutrophilen unter normalen und Krankheitsbedingungen verwendet werden.

Es wird eine repräsentative OCR-Dynamik gezeigt, die auf die mitochondrialen Atmungsänderungen als Reaktion auf Oligomycin, FCCP und Rotenon/Antimycin A-Mischung aus neutrophilen Granulozyten der Maus (Abbildung 3A), humanen Neutrophilen (Abbildung 3B) und undifferenzierten und differenzierten HL60-Zellen (Abbildung 3C) hinweist. In allen Zellen senkt die Behandlung mit Oligomycin den OCR-Wert, indem der Protonenkanal der ATP-Synt...

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Real-Time Measurement of the Mitochondrial Bioenergetic Profile of Neutrophils

Wir beschreiben schrittweise Protokolle zur Messung der mitochondrialen Atmung von Maus und humanen Neutrophilen und HL60-Zellen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator.

Echtzeitmessung des mitochondrialen bioenergetischen Profils von Neutrophilen

Neutrophils are the first line of defense and the most abundant leukocytes in humans. These effector cells perform functions such as phagocytosis and ...

Dieses Protokoll konzentriert sich auf die Quantifizierung der mitochondrialen Atmung von Maus und menschlichen Neutrophilen sowie von neutrophilenähnlichen HL60-Zellen mit dem metabolischen extrazellulären Flussanalysator. Diese Methode ermöglicht es uns, die mitochondriale Funktion in neutrophilen Granulozyten unter normalen und krankheitsbedingten Bedingungen zu quantifizieren. Dies ist eine einfache Technik, die Einblicke in die mitochondriale Funktion der Zellen als Reaktion auf Medikamente oder andere Krankheiten liefern kann.Da verschiedene Zellen eine unterschiedliche mitochondriale Atmungseffizienz aufweisen, muss die Optimierung der Zellaussaatdichte und der Reagenzienkonzentration genau durchgeführt werden, um qualitativ hochwertige Ergebnisse zu erzielen. Um mit dem metabolischen extrazellulären Flussassay zu beginnen, nehmen Sie eine Sensorkartusche, die auf einer speziell entwickelten 96-Well-Platte verpackt ist, und übertragen Sie 200 Mikroliter Kalibriermedium in jede Vertiefung der darunter liegenden Platte. Heben Sie die Kartusche und die Platte vorsichtig mit Calibrant an und legen Sie sie über Nacht zur Flüssigkeitszufuhr in einen mit Kohlendioxid befeuchteten Inkubator mit 37 Grad Celsius.Als nächstes wird die 96-Well-Platte je nach Zelltyp mit einer speziellen Beschichtung beschichtet, um die Zellhaftung zu gewährleisten. Waschen Sie die Platten anschließend zweimal mit 200 Mikrolitern sterilem PBS. Bereiten Sie das Testmedium in DMEM mit einem Millimolarenpyruvat, 10 Millimolaren Glukose und zwei Millimolaren Glutamin vor.Beschaffung der neutrophilen Zellen der Maus und des Menschen wie im Textmanuskript beschrieben. Für die aus der Maus gewonnenen Neutrophilen wird die Zelldichte durch Zugabe von Assaymedium auf 1,1 mal 10 bis sechs Zellen pro Milliliter eingestellt. Säen Sie dann 180 Mikroliter der neutrophilen Maussuspension pro Well in die vorbereitete 96-Well-Platte.In ähnlicher Weise wird die Zelldichte der humanen neutrophilen Granulozyten mit dem Assaymedium auf 2,2 mal 10 bis sechs Zellen pro Milliliter eingestellt. Zählen Sie am Tag des Assays die neutrophilen HL60-Zellen manuell mit dem Hämozytometer. Anschließend werden die differenzierten oder undifferenzierten HL60-Zellen bei 300 G bei Raumtemperatur fünf Minuten lang zentrifugiert.Waschen Sie die Zellen einmal mit DMEM und suspendieren Sie sie erneut im Assay-Medium, um eine Zelldichte von 1,39 mal 10 bis sechs Zellen pro Milliliter zu erreichen. Als nächstes werden 180 Mikroliter differenzierter oder undifferenzierter HL60-Zellen in die vorbereitete 96-Well-Platte mit den Neutrophilenproben der Maus und des Menschen gesät. Zum Schluss geben Sie das komplette Medium in die Eckvertiefungen der Zellkulturplatte, die keine Zellen enthalten, um den Hintergrund während der Aussaat zu korrigieren.Zentrifugieren Sie die Platte bei 300 g bei Raumtemperatur drei Minuten lang ohne Pause, um sicherzustellen, dass die Zellen auf dem Boden der Platte richtig haften. Zum Schluss inkubieren Sie die Platte eine Stunde lang, um die Zellen mit dem Assay-Medium vorzuäquilibrieren. Öffnen Sie das mitochondriale Stresstest-Kit und bereiten Sie die Reagenzien gemäß den Anweisungen des Herstellers vor.Füllen Sie als Nächstes die Patrone mit Reagenzien, beginnend mit dem vorbereiteten Oligomycin in Port A, FCCP in Port B und Rotenon/Antimycin A-Gemisch in Port C für Injektionen. Füllen Sie die unbenutzten Anschlüsse mit 20 Mikrolitern Assay-Medium. Äquilibrieren Sie das Assay-System mindestens fünf Stunden vor dem Assay bei 37 Grad Celsius, indem Sie die Wave-Software öffnen und auf die Registerkarte Heizung ein klicken.Nach Erreichen der Temperatur wird in der unteren linken Ecke der Wave-Software Ready angezeigt. Öffnen Sie eine Vorlage für das mitochondriale Stress-Assay-Kit in der Software. Wählen Sie auf der linken Seite Injektionsstrategien aus, klicken Sie dann auf Hinzufügen und benennen Sie die Injektionsbedingung als menschliche Neutrophile oder Maus-Neutrophile oder HL60.Wählen Sie die Anschlüsse A bis D aus, indem Sie auf die einzelnen Anschlüsse klicken, klicken Sie auf Verbindung hinzufügen und geben Sie Oligomycin oder FCCP oder Rotenon/Antimycin A mit den entsprechenden Konzentrationen ein. Wählen Sie auf der linken Seite Vorbehandlung aus, klicken Sie dann auf Hinzufügen und benennen Sie sie separat CD18 und Cell Tak. Wählen Sie den Zellentyp auf der linken Seite aus.Klicken Sie dann auf Hinzufügen, und nennen Sie sie menschliche Neutrophile, Maus-Neutrophile und HL60 oder DHL60 mit einer ggf. Fütterungsdichte. Definieren Sie die Gruppen, indem Sie auf Gruppe hinzufügen klicken. Klicken Sie dann auf die unterstrichene Definition.Wechseln Sie zur Seite Run Assay, geben Sie die Projektzusammenfassungsinformationen als Referenz an und klicken Sie auf Run starten. Geben Sie den Speicherort für die Dateien an, damit alle Ergebnisse nach Abschluss des Assays gespeichert werden. Klicken Sie dann erneut auf Ausführen starten.Warten Sie nach dem automatischen Laden des Assays, bis sich das Fach geöffnet hat, um die Sensorkartusche und die Platte mit 200 Mikrolitern Kalibrant zu platzieren. Stellen Sie die Patronen-Barcode-Richtung nach rechts ein. Führen Sie die Kalibrierung durch, indem Sie auf "Ich bin bereit" klicken, was ungefähr 20 Minuten dauert.Klicken Sie nach der Kalibrierung auf Fach öffnen, ersetzen Sie die Platte durch die Zellenplatte und klicken Sie auf Ich bin bereit, um den Assay fortzusetzen. Nach Abschluss des Assays werden die Daten automatisch gespeichert. Exportieren Sie die Ergebnisse in eine Tabellenkalkulation oder eine andere Analysesoftware.Zeichnen Sie das Diagramm und analysieren Sie die Daten. Die repräsentative Dynamik der Sauerstoffverbrauchsrate bzw. OCR deutete auf Veränderungen der mitochondrialen Atmung in Maus und humanen Neutrophilen sowie in undifferenzierten und differenzierten HL60-Zellen als Reaktion auf Oligomycin, FCCP und die Mischung aus Rotenon und Antimycin A hin.Die OCR-Werte sanken in allen Zellen nach Oligomycin-Behandlung aufgrund der Hemmung des Protonenkanals der ATP-Synthase. Die FCCP-Behandlung erhöhte den Elektronenfluss und den Sauerstoffverbrauch, um den OCR-Wert wiederherzustellen und eine maximale Atmung zu erreichen.Ein Gemisch aus Rotenon und Antimycin A blockierte die Komplexe 1 und 3 der Elektronentransportkette, was zur Eliminierung der mitochondrialen Atmung führte. Eine verminderte mitochondriale Atmung wurde in HL60-Zellen nach Neutrophilen-gerichteter Differenzierung beobachtet. Es wurde festgestellt, dass differenzierte HL60-Zellen eine signifikant geringere basale mitochondriale Atmung, protonenleckgekoppelte Atmung, ATP-gekoppelte Atmung und nicht-mitochondriale Atmung aufwiesen.Die Zunahme der maximalen Atmung differenzierter HL60-Zellen war nicht signifikant, während die freie Atemkapazität signifikant erhöht war. Stellen Sie sicher, dass sich die Zellen am Boden der Platte befinden, da die Sensorkartusche beim Ablesen des OCR-Wertes keine Hindernisse durch die schwebenden Zellen aufweisen sollte. Diese Technik würde Forschern helfen, die Wirkung von Medikamenten oder mitochondrialer Dysfunktion in Studien mit neutrophilen Granulozyten zu untersuchen.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

A TIRF Microscopy Technique for Real-time, Simultaneous Imaging of the TCR and its Associated Signaling Proteins

Ein TIRF Mikroskopie-Technik für Echtzeit-, Einzigartige Bilder aus dem TCR und der damit verbundenen Signalproteine

Signaling is initiated through the T Cell Receptor (TCR) when it is engaged by antigenic peptide fragments bound by Major Histocompatibility Complex ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Real-time Live Imaging of T-cell Signaling Complex Formation

Echtzeit-Live-Imaging von T-Zell-Signaling Complex Formation

Protection against infectious diseases is mediated by the immune system 1,2. T lymphocytes are the master coordinators of the immune system, regulating ...

Bioenergetics and the Oxidative Burst: Protocols for the Isolation and Evaluation of Human Leukocytes and Platelets

Bioenergetik und die Oxidative Burst: Protokolle für die Isolierung und Bewertung der menschlichen Leukozyten und Thrombozyten

Mitochondrial dysfunction is known to play a significant role in a number of pathological conditions such as atherosclerosis, diabetes, septic shock, and ...

High Throughput Measurement of Extracellular DNA Release and Quantitative NET Formation in Human Neutrophils In Vitro

High Throughput Measurement of Extracellular DNA Release and Quantitative NET Formation in Human Neutrophils In Vitro

Hoher Durchsatz Messung von extrazellulärer DNA Freisetzung und Quantitative NET Ausbildung in Human-Neutrophilen<em&gt; In Vitro</em

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Imaging Neutrophils and Monocytes in Mesenteric Veins by Intravital Microscopy on Anaesthetized Mice in Real Time

Abbilden Neutrophilen und Monozyten in Mesenterialvenen von Intravitalmikroskopie an narkotisierten Ratten in Echtzeit

Efficient immune response is dependent on rapid mobilization of blood leukocytes to the site of infection or injury. Investigating leukocyte migration in ...

Measuring Dengue Virus RNA in the Culture Supernatant of Infected Cells by Real-time Quantitative Polymerase Chain Reaction

Messung der Dengue-Virus RNA im Kultur Überstand der infizierten Zellen durch Echtzeit-Quantitative Polymerase-Kettenreaktion

At present, real-time polymerase chain reaction (PCR) technology is an indispensable tool for the detection and quantification of viral genomes in ...

Robust Ligature-Induced Model of Murine Periodontitis for the Evaluation of Oral Neutrophils

Robuste Ligatur-induzierte Modell der Murine Parodontitis für die Bewertung von oralen Neutrophilen

The main advantages of studying the pathophysiology of periodontal disease utilizing murine models are the reduced cost of animals, array of genetically ...

Pan-lyssavirus Real Time RT-PCR for Rabies Diagnosis

Pan-lyssavirus Echtzeit RT-PCR für Tollwut-Diagnose

Molecular assays are rapid, sensitive and specific, and have become central to diagnosing rabies. PCR based assays have been utilized for decades to ...

Monitoring Influenza Virus Survival Outside the Host Using Real-Time Cell Analysis

Überwachung des Überlebens von Influenzaviren außerhalb des Wirts mithilfe der Echtzeit-Zellanalyse

Methods for virus particle quantification represent a critical aspect of many virology studies. Although several reliable techniques exist, they are ...

Real-Time Quantification of Reactive Oxygen Species in Neutrophils Infected with Meningitic Escherichia Coli

Real-Time Quantification of Reactive Oxygen Species in Neutrophils Infected with Meningitic Escherichia Coli

Echtzeit-Quantifizierung von reaktiven Sauerstoffspezies bei Neutrophilen, die mit Meningitic Escherichia Coli infiziert sind

Escherichia coli (E. coli) is the most common Gram-negative bacteria causing neonatal meningitis. The occurrence of bacteremia and bacterial penetration ...