Name: measuring embryonic viability and brood size in caenorhabditis elegans
Uploaded: 2023-02-24T13:50:00
Duration: 6 min 24 s
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Die Arbeit im Jaramillo-Lambert-Labor wird von den National Institutes of Health NIGMS R35GM142524 unterstützt. Alle C. elegans-Stämme wurden vom Caenorhabditis Genetics Center, das von den National Institutes of Health finanziert wird, P40 OD010440 zur Verfügung gestellt. Abbildung 1D wurde mit Biorender.com erstellt.

HINWEIS: In der Materialtabelle finden Sie Details zu allen Materialien, die in diesem Protokoll verwendet werden.
1. Experimentelle Platten vorbereiten
<ol><li>Bereiten Sie Petrischalen mit einem Durchmesser von 35 mm mit Modified Youngren's, Only Bacto-peptone (MYOB) Medien vor. Um MYOB-Platten herzustellen, fügen Sie 20 g Bacto-Agar, 2 g NaCl, 0,55 g Trizma-HCl, 0,24 g Trizma-OH, 3,1 g Bacto-Pepton und 1,6 ml Cholesterin zu 1 l ddH2O hinzu und autoklavieren Sie sie 40 Minuten lang bei 121 °C. Lassen Sie es auf 55 °C abkühlen und gießen Sie mit steriler Technik 4 ml des geschmolzenen Mediums in jede 35-mm-Petrischale. HINWEIS: Ein Liter MYOB ergibt ~250 Platten, die bei 4 °C bis zu 6 Monate gelagert werden können. Wir empfehlen mindestens 10 Individuen pro Replikat mit drei Replikatsets für jeden Stamm.</li>
	<li>Besiedeln Sie die Platten mit einer sterilen Technik mit einem kleinen Fleck (ca. 50 μl) OP50-Bakterien in der Mitte der Platte. HINWEIS: Kleine Rasenflächen sind besonders wichtig für die Beurteilung der Kreuzbefruchtung, da die kleinere Stelle zu vermehrten Begegnungen zwischen Männchen und Hermaphroditen führt und somit die Paarungschance erhöht.</li>
</ol>2. Embryonale Viabilitätstests (Hermaphroditen-Selbstbefruchtung)
<ol><li>Tag 1<ol><li>Beschriften Sie die Rückseite jedes Tellers. Achten Sie darauf, jede Platte und ihre jeweiligen Würmer während des gesamten Experiments im Auge zu behalten. HINWEIS: Bevorzugte Kennzeichnungstechnik - Tag 1: Wurm 1, Tag 1: Wurm 2, ... etc.</li>
		<li>Übertragen Sie einen einzelnen Hermaphroditen im L4-Stadium auf jede Platte. Stellen Sie sicher, dass keine Embryonen oder andere Würmer auf die Platte übertragen werden. Lassen Sie die Würmer sich zu erwachsenen Tieren entwickeln und legen Sie 24 Stunden lang bei der Standard-Kulturtemperatur von 20 °C Selbstnachkommen. Bewerten Sie diese Platten an Tag 3. HINWEIS: Die Temperatur von Experimenten kann bei temperaturempfindlichen Mutationen verändert werden. Bei temperaturempfindlichen Mutationen sollten embryonale Viabilitätstests sowohl bei permissiven (15-16 °C) als auch bei nicht-permissiven Temperaturen (24-26 °C) durchgeführt werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 2<ol><li>Beschriften Sie einen Satz neuer Platten - Tag 2: Wurm 1, Tag 2: Wurm 2, ... etc.</li>
		<li>Übertragen Sie die einzelnen Würmer von Tag 1 auf die neuen Platten. HINWEIS: Diese Würmer sollten das Erwachsenenalter erreicht haben, und Wildtyp-Würmer sollten bereits mit der Embryonenablage begonnen haben.</li>
		<li>Lassen Sie die Würmer 24 Stunden lang bei 20 °C oder einer anderen geeigneten Temperatur Embryonen legen. Bewerten Sie diese Platten an Tag 4.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 3<ol><li>Beschriften Sie einen Satz neuer Platten. Tag 3: Wurm 1, Tag 3: Wurm 2, ... etc.</li>
		<li>Übertragen Sie die einzelnen Würmer von Tag 2 auf neue Platten. Lassen Sie die Nachkommen 24 Stunden lang bei 20 °C oder einer anderen geeigneten Temperatur legen. Bewerten Sie diese Platten an Tag 5. HINWEIS: Bei niedrigeren Temperaturen werden die Schlupfzeiten verlängert. Passen Sie sich entsprechend an.</li>
		<li>Zeichnen Sie mit einem feinen Marker ein Gittermuster auf einen 35-mm-Deckel. Legen Sie den Gitterdeckel zum Zählen unter die Testplatte, um den Überblick über die zuvor gezählten Würmer zu behalten (Abbildung 1A-B).<ol><li>Bewerten Sie mit einem Differentialzellzähler die Tag-1-Platten für das Vorhandensein oder Fehlen von Nachkommen. Zählen Sie die lebenden Larven und die ungeschlüpften Embryonen. HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt ist eine ausreichende Zeit verstrichen, so dass alle lebensfähigen Embryonen geschlüpft sein sollten. Alle nicht geschlüpften Embryonen gelten als tot.</li>
			<li>Zählen Sie innerhalb eines einzelnen Quadrats die ungeschlüpften Embryonen und lebenden Larven, die sich vollständig innerhalb des Quadrats befinden (Abbildung 1C-F).</li>
			<li>Zählen Sie bei Würmern, die sich an den quadratischen Rändern befinden, basierend auf der Position des Wurmkopfes. Zähle Würmer mit Köpfen, die den oberen und linken Rand des Quadrats berühren (zähle nicht diejenigen, die den unteren oder rechten Rand berühren; Abbildung 1D). Zählen Sie keine unbefruchteten Eizellen für diesen Test (Abbildung 1F).</li>
		</ol></li>
		<li>Halten Sie die Anzahl der lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen in einem Laborbuch fest.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 4<ol><li>Ritzen Sie die Platten des Tages 2 ein, indem Sie die lebenden Larven und die nicht geschlüpften Embryonen zählen, wie in Schritt 2.3.3.1 beschrieben. Halten Sie die Anzahl der lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen in einem Laborbuch fest.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 5<ol><li>Ritzen Sie die Platten des Tages 3, indem Sie die lebenden Larven und die ungeschlüpften Embryonen zählen, wie in Schritt 2.3.3.1 beschrieben. Halten Sie die Anzahl der lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen in einem Laborbuch fest. Analysieren Sie die erhaltenen Daten mit der in der Datenanalyse beschriebenen Methode. HINWEIS: Einige genetische Mutanten können entweder einen verzögerten oder einen verlängerten Fortpflanzungszyklus haben. Überwachen Sie die einzelnen Stämme auf die weitere Ablage von Embryonen über die Platten des 3. Tages hinaus. Wenn die Embryonenproduktion bis zum 4. Tag nicht aufgehört hat, setzen Sie die Erwachsenen weiterhin auf neue Platten um.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Embryonale Viabilitätstests (männliche/hermaphroditische Kreuzbefruchtung)
<ol><li>Tag 1<ol><li>Beschriften Sie die Rückseite jedes Tellers. Achten Sie darauf, jede Platte und ihre jeweiligen Würmer während des gesamten Experiments im Auge zu behalten.</li>
		<li>Übertragen Sie einen einzelnen L4-Zwitterwurm auf jede Platte. Stellen Sie sicher, dass keine Embryonen oder andere Würmer auf die Platte übertragen werden. HINWEIS: Feminisierte Sorten, wie z. B. Fog-2-Loss-of-Function-Mutanten , die keine Spermien produzieren, können anstelle von Hermaphroditen verwendet werden.</li>
		<li>Übertragen Sie einen einzelnen männlichen L4-Wurm auf jede beschriftete Platte, die einen L4-Hermaphroditen enthält. Stellen Sie sicher, dass keine Embryonen oder andere Würmer auf die Platte übertragen werden. HINWEIS: Stämme wie Männchen der PLG-1-Variante können verwendet werden, um festzustellen, ob eine Paarung stattgefunden hat, da diese Männchen nach der Paarung einen Kopulationspfropfen auf der zwittrigen Vulva ablegen.</li>
		<li>Lassen Sie die Würmer 24 Stunden lang bei 20 °C oder einer anderen geeigneten Temperatur paaren und Nachkommen legen. Bewerten Sie diese Platten an Tag 3 für lebende Larven im Vergleich zu ungeschlüpften Embryonen.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 2<ol><li>Beschriften Sie einen Satz neuer Platten und übertragen Sie die Würmer, wie in Tag 2 oben. Achten Sie in diesem Fall darauf, sowohl den Hermaphroditen als auch das Männchen auf neue Platten zu übertragen. Stellen Sie sicher, dass der Hermaphrodit das Erwachsenenalter erreicht hat.</li>
		<li>Lassen Sie die Hermaphroditen ihre Nachkommen 24 Stunden lang bei 20 °C oder einer anderen geeigneten Temperatur legen. Bewerten Sie diese Platten an Tag 4 für lebende Larven im Vergleich zu ungeschlüpften Embryonen.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 3<ol><li>Beschriften Sie einen Satz neuer Platten und übertragen Sie die Würmer wie in Tag 3 oben. Stellen Sie sicher, dass Sie sowohl den Hermaphroditen als auch das Männchen auf neue Platten übertragen.</li>
		<li>Lassen Sie die Nachkommen 24 h bei 20 °C oder einer anderen geeigneten Temperatur liegen. Bewerten Sie diese Platten für lebende und nicht geschlüpfte Embryonen an Tag 5.</li>
		<li>Zählen Sie mit einem Differentialzellzähler die lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen der Tag-1-Platten, wie in Schritt 2.3.3.1 beschrieben. Anmerkungen: Entsorgen Sie die Platten nicht, da sie für Tag 4 erforderlich sind.</li>
		<li>Halten Sie die Anzahl der lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen in einem Laborbuch fest.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 4<ol><li>Zählen Sie die lebenden Nachkommen und die ungeschlüpften Embryonen der Tag-2-Platten, wie in Schritt 2.3.3.1 beschrieben. Halten Sie die Anzahl der lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen in einem Laborbuch fest.</li>
		<li>Überprüfen Sie die Teller von Tag 1 für Männer. Wenn eine Paarung stattgefunden hat, sollte das erwartete genetische Verhältnis von Hermaphroditen zu Männchen 50:50 betragen. Wenn die Platten von Tag 1 keine Männchen enthalten, kam es nicht zu einer Paarung zwischen Männchen und Hermaphrodit. Verwerfen Sie dieses Paarungspaar und halten Sie diese Beobachtung im Laborbuch fest.</li>
	</ol></li>
	<li>Tag 5<ol><li>Zählen Sie die lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen der Tag-3-Platten, wie in Schritt 2.3.3.1 beschrieben. Halten Sie die Anzahl der lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen in einem Laborbuch fest. Analysieren Sie die erhaltenen Daten mit den in der Datenanalyse beschriebenen Methoden.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Datenanalyse
<ol><li>Berechnen Sie den Prozentsatz der embryonalen Lebensfähigkeit eines bestimmten biologischen Replikats eines Stammes mit Gleichung (1). HINWEIS: Die Anzahl der lebenden Nachkommen und der ungeschlüpften Embryonen ergibt sich aus der Summe der täglichen Zählung über den Versuchszeitraum. <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/65064/65064eq01.jpg" style="margin: auto;">(1)</li>
	<li>Berechnen Sie die Brutgröße pro Wurm eines bestimmten Stammes, indem Sie die Anzahl der Nachkommen (ungeschlüpfte Embryonen und Larven) des Elternzwitters summieren. Berechnen Sie die durchschnittliche Brutgröße mit Gleichung (2). <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/65064/65064eq02.jpg" style="margin: auto;">(2)</li>
	<li>Geben Sie den Prozentsatz der embryonalen Lebensfähigkeit und die durchschnittliche Brutgröße mit dem Durchschnitt und der Standardabweichung zwischen biologischen Replikaten an. Führen Sie den Student-t-Test durch, indem Sie die Kontroll- und experimentellen Daten vergleichen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Hillers, K., Jantsch, V., Martinez-Perez, E., Yanowitz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meiosis.">Meiosis.</a> WormBook: the Online Review of C. elegans Biology. , (2017).</li><li>O'Connor, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chromosomal+abnormalities:+aneuploidies.">Chromosomal abnormalities: aneuploidies.</a> Nature Education. 1 (1), 172 (2008).</li><li>Marcello, M. R., Singaravelu, G., Fertilization Singson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertilization.">Fertilization.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 757, 321-350 (2013).</li><li>Marcello, M. R., Singson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertilization+and+the+oocyte-to-embryo+transition+in+C.+elegans.">Fertilization and the oocyte-to-embryo transition in C. elegans.</a> BMB Reports. 43 (6), 389-399 (2010).</li><li>Robertson, S., Lin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+oocyte-to-embryo+transition.">The oocyte-to-embryo transition.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 757, 351-372 (2013).</li><li>Corsi, A. K., Wightman, B., Chalfie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+transparent+window+into+biology:+A+primer+on+Caenorhabditis+elegans.">A transparent window into biology: A primer on Caenorhabditis elegans.</a> WormBook: the Online Review of C. elegans Biology. , 1-31 (2015).</li><li>Hodgkin, J., Horvitz, H., Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nondisjunction+mutants+of+the+nematode+CAENORHABDITIS+ELEGANS.">Nondisjunction mutants of the nematode CAENORHABDITIS ELEGANS.</a> Genetics. 91 (1), 67-94 (1979).</li><li>Chu, D. S., Shakes, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spermatogenesis.">Spermatogenesis.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 757, 171-203 (2013).</li><li>Dernburg, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meiotic+recombination+in+C.+elegans+initiates+by+a+conserved+mechanism+and+is+dispensable+for+homologous+chromosome+synapsis.">Meiotic recombination in C. elegans initiates by a conserved mechanism and is dispensable for homologous chromosome synapsis.</a> Cell. 94 (3), 387-398 (1998).</li><li>Bhandari, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+suppressors+of+top-2+embryonic+lethality+in+Caenorhabditis+elegans.">Identification of suppressors of top-2 embryonic lethality in Caenorhabditis elegans.</a> G3. 3 (4), 1183-1191 (2020).</li><li>Jaramillo-Lambert, A., Fabritius, A. S., Hansen, T. J., Smith, H. E., Golden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+identification+of+a+novel+mutant+allele+of+topoisomerase+II+in+Caenorhabditis+elegans+reveals+a+unique+role+in+chromosome+segregation+during+spermatogenesis.">The identification of a novel mutant allele of topoisomerase II in Caenorhabditis elegans reveals a unique role in chromosome segregation during spermatogenesis.</a> Genetics. 204 (4), 1407-1422 (2016).</li><li>Jaramillo-Lambert, A., Golden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+C-terminus+of+SPE-11+is+required+for+proper+embryonic+development+in+C.+elegans.">The C-terminus of SPE-11 is required for proper embryonic development in C. elegans.</a> microPublication Biology. , (2020).</li><li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+C.+elegans.">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook: the Online Review of C. elegans Biology. , 1-11 (2006).</li></ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Die Vermehrung sexuell reproduzierender Arten erfordert die Bildung von haploiden Gameten (d. h. Eizellen und Spermien) durch Meiose, die dann bei der Befruchtung vereinigt werden, wodurch die diploide Chromosomenzahl wiederhergestellt und die Embryonalentwicklung eingeleitet wird. Fehler in einem dieser Prozesse können zu Unfruchtbarkeit, embryonaler Letalität und/oder Geburtsfehlern führen. C. elegans ist ein leistungsfähiges Modellsystem zur Untersuchung der sexuellen Fortpflanzung. Die Auswirkungen von Genmutationen oder Genexpressions-Knockdown (z.B. RNA-Interferenz) können mit den oben beschriebenen Embryonalviabilitäts- und Brutgrößen-Assays relativ schnell und einfach beurteilt werden. Wir haben diese Methoden für die erste Charakterisierung von Genen verwendet, die an der meiotischen Chromosomensegregation und Befruchtung/Eizellaktivierung beteiligt sind10,11,12. Eine beobachtete Verringerung der embryonalen Lebensfähigkeit oder Brutgröße deutet auf eine Störung der Meiose, Gametogenese, Befruchtung oder Embryogenese hin.
Da die Lebensfähigkeit der Embryonen und die Brutgröße durch die Zählung der Nachkommen und eine einfache mathematische Berechnung relativ einfach beurteilt werden können, sind dies optimale Einführungsexperimente für Forschungsanfänger im Labor oder im Klassenzimmer. Die einfache Haltung von C. elegans und die wirtschaftlichen Vorteile machen sie besonders geeignet für den experimentellen Biologieunterricht. Die Studierenden sammeln wertvolle Forschungserfahrung durch die Haltung von C. elegans , erlernen den Umgang mit Präpariermikroskopen und können biologische Fragestellungen in einem Entwicklungssystem stellen, die in relativ kurzer Zeit (ca. 5 Tage mit dem in dieser Arbeit beschriebenen Protokoll) beantwortet werden können.
Der Zeitpunkt der Zählung der Nachkommen ist sehr wichtig für embryonale Viabilitätstests. Bei 20 °C dauert die Embryogenese etwa 16 Stunden, und fortpflanzungsreife Erwachsene beginnen etwa 60 Stunden nach dem Schlüpfen als L1-Larven mit der Eiablage. Da der Lebenszyklus schnell ist, ist es wichtig, die Nachkommen innerhalb des entsprechenden Zeitfensters zu zählen, um genügend Zeit für das Schlüpfen der Embryonen zu haben, aber bevor die Nachkommen selbst mit der Eiablage beginnen. Es ist auch wichtig zu beachten, dass die Wachstumsperioden je nach Temperatur variieren. Das Wachstum ist bei 24-25 °C etwa 2,1-mal schneller als bei 15-16 °C und bei 20 °C etwa 1,3-mal schneller als bei 15-16 °C13. In diesem Protokoll empfehlen wir, dass die Zählung 48 Stunden nach dem Legen der Erwachsenen auf einen frischen Teller erfolgt. Dieser Zeitrahmen stellt sicher, dass alle Embryonen mit Wildtyp-Entwicklung genügend Zeit zum Schlüpfen haben (>16 h), aber nicht bis zur Fortpflanzungsfähigkeit altern. Assays, die bei Temperaturen unter 20 °C durchgeführt werden, müssen möglicherweise verlängert werden (Transfer der Tiere für 4 Tage), damit die Embryonen schlüpfen und die geschlüpften Nachkommen Larvenstadien erreichen, die unter den Bakterien auf den MYOB-Platten leichter zu beobachten sind (L3-L4-Stadien).
Eine Einschränkung der embryonalen Viabilitätstests und der Brutgröße besteht darin, dass der spezifische Entwicklungsprozess, der gestört wird, nicht ohne weiteres ersichtlich ist. Diese ersten Assays können jedoch mit zytologischen Techniken nachverfolgt werden, um festzustellen, welcher Prozess betroffen ist. Zum Beispiel kann die Sektion der erwachsenen Würmer zur Freisetzung der Gonade mit anschließender 4',6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI)-Färbung und eine sorgfältige Analyse der DNA-Morphologie innerhalb der Keimbahn zeigen, ob meiotische Prozesse gestört sind. Darüber hinaus kann die DAPI-Färbung von Embryonen Aufschluss darüber geben, in welchem Stadium die Embryogenese zum Stillstand kommt.
Abschließend haben wir ein Protokoll beschrieben, um die Anzahl der produzierten Embryonen (Brut) und den Prozentsatz der Embryonen, die für verschiedene C. elegans-Mutanten lebensfähig sind, zu untersuchen. Dieser Assay kann sowohl für selbstbefruchtende Hermaphroditen als auch für männliche/hermaphroditische Kreuzungen verwendet werden. Mit dem kurzen Lebenszyklus von C. elegans kann dieses Protokoll in weniger als 1 Woche abgeschlossen werden. Embryonale Viabilitätstests und Brutgrößen können als erste Analysen von Genen verwendet werden, die an Meiose, Befruchtung oder Embryonalentwicklung beteiligt sind, und sind geeignete Protokolle für fortgeschrittene Forscher und Forschungsanfänger (Studenten und Doktoranden im ersten Jahr) gleichermaßen.

Die sexuelle Fortpflanzung in eukaryotischen Organismen erfordert die Produktion funktioneller Gameten, die durch den Prozess der Befruchtung zu einem Embryo verschmelzen. Mütterliche und väterliche Gameten, Eizellen und Spermien entstehen durch die spezialisierten Zellteilungs- und Differenzierungsprozesse der Meiose und Gametogenese1. Die Meiose beginnt mit einer einzelnen diploiden Zelle und endet mit der Bildung von Tochterzellen, die die Hälfte der Chromosomenzahl der ursprünglichen Elternzelle enthalten. Von der Reduktion der Ploidie bis hin zum Mischen von genetischem Material durch unabhängige Sortierung und Crossover-Rekombination erfüllt die Meiose mehrere wichtige Funktionen1. Fehler in der Meiose können zu einer Aneuploidie führen, bei der zu viele oder zu wenige Chromosomen in einer Gamete vorhanden sind. Das Auftreten von Aneuploidie hat enorme Auswirkungen auf die menschliche Gesundheit, da Chromosomenungleichgewichte eine Hauptursache für Fehlgeburten und Entwicklungsstörungen wie das Down-Syndrom und das Edwards-Syndromsind 2.
Die Befruchtung ist der Prozess, bei dem die mütterlichen und väterlichen Gameten verschmelzen, um einen neuen Organismus zu erzeugen3. Die Gameten-Gameten-Erkennung wird durch Proteine auf der Gametenoberfläche erleichtert3. Fehler in der Gametenkompatibilität führen zu Unfruchtbarkeit, da die Fusion von Spermien und Eizellen nicht fortgesetzt werden kann. Die Verschmelzung von Spermien mit einer Eizelle löst eine Vielzahl von Ereignissen aus, die zur richtigen Bildung eines aktiven Embryos führen, der über mitotische Teilungen die Entwicklungsreise von einem einzelligen Embryo zu einem voll funktionsfähigen mehrzelligen Organismus beginnen kann4. Während der gesamten Embryogenese müssen molekulare Ereignisse, die die Entwicklung regulieren, streng reguliert und zeitlich genau abgestimmt werden, um ein ordnungsgemäßes Wachstum des Organismus zu ermöglichen5. Die richtige zelluläre Differenzierung während der frühen Entwicklung ist entscheidend, da der Organismus von einem pluripotenten Embryo zu einem vollwertigen Organismus übergeht. Aufgrund der Komplexität dieser Ereignisse können Störungen zu Entwicklungsstörungen führen, die zur embryonalen Letalität führen.
Caenorhabditis elegans ist ein ausgezeichneter Modellorganismus zur Untersuchung von Meiose, Befruchtung und Embryonalentwicklung. C. elegans ist ein durchsichtiger Fadenwurm, der zwei Geschlechter hat, Männchen und Hermaphroditen. C. elegans-Hermaphroditen, die zur Selbstbefruchtung fähig sind, sind das vorherrschende Geschlecht 6,7. Die hermaphroditische Keimdrüse produziert erst im vierten Larvenstadium (L4) Spermien, die in der Spermatheka gespeichert werden. Beim Übergang von L4 ins Erwachsenenalter schaltet die Keimbahn auf die Produktion von Eizellen um, die dann über die eingelagerten Spermien befruchtet werden. Männchen, die bei Hermaphroditen mit einer Rate von weniger als 0,2 % entstehen, produzieren nur Spermien und können sich mit Hermaphroditen paaren. Bei der Kreuzbefruchtung verdrängen männliche Spermien die hermaphroditischen Spermien bei der Befruchtung von Eizellen8. Dies ermöglicht die relativ einfache Haltung von homozygoten Mutanten durch selbstbefruchtende Stämme und genetische Manipulationen durch genetische Kreuzungen. Die beiden Geschlechter ermöglichen Studien, die die Unterschiede zwischen der Meiose in der männlichen und der weiblichen Keimbahn untersuchen. Darüber hinaus können aufgrund der transparenten Natur von C. elegans und seinen Eiern die Prozesse der Meiose, Gametogenese, Befruchtung und Embryogenese in lebenden, intakten Tieren mit Hilfe von Fluoreszenzbildgebungsverfahren untersucht werden.
Bei der Analyse neuer Mutationen in Genen, die bei der Meiose, Befruchtung und/oder Embryonalentwicklung von C. elegans eine Rolle spielen könnten, ist ein entscheidender erster Schritt die Bestimmung der Lebensfähigkeit des Embryos und der Brutgröße, da Fehler in diesen Prozessen oft zu einem Ausfall oder einer Verringerung der Produktion lebensfähiger Nachkommen führen. In dieser Arbeit wird ein Protokoll zur Beurteilung der Fruchtbarkeit, der Lebensfähigkeit des Embryos und der Brutgröße von selbstbefruchtenden Hermaphroditen oder Kreuzungen zwischen Hermaphroditen und Männchen beschrieben. Obwohl dieser klassische Assay in vielen C. elegans-Studien verwendet wurde, bieten wir ein standardisiertes Protokoll für den Aufbau und die genaue Quantifizierung an. Bei diesem Protokoll werden einzelne Würmer oder männliche/zwittrige Paare isoliert, um die Paarung und Nachkommenproduktion zu ermöglichen. Die Produktion und Lebensfähigkeit der Nachkommen wird über eine Reihe von Tagen beobachtet, um die Anzahl der lebensfähigen und nicht lebensfähigen Embryonen zu bestimmen. Am Ende des Experiments werden die einzelnen Bruten analysiert, um den Prozentsatz der embryonalen Lebensfähigkeit und die Gesamtbrutgröße zu berechnen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm Petri dishes</td>
			<td>Tritech research</td>
			<td>T3501</td>
			<td>Semi-stackable, non-vented.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Agar</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>214010</td>
			<td>For MYOB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto-Peptone</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>211677</td>
			<td>For MYOB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholestrol</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>C8503</td>
			<td>For MYOB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>FW 58.440</td>
			<td>For MYOB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma Base</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T1503</td>
			<td>For MYOB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma hydrochloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T3253</td>
			<td>For MYOB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Strains</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C. elegans wild type strain</td>
			<td>Caenorhabditis Genetics Center</td>
			<td>N2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Escherichia coli</td>
			<td>Caenorhabditis Genetics Center</td>
			<td>OP50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>him-5(e1490)</td>
			<td>Caenorhabditis Genetics Center</td>
			<td>DR466</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spo-11(ok79)</td>
			<td>Caenorhabditis Genetics Center</td>
			<td>AV106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment/software</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Differential cell counter</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>02-670-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroSoft Excel or Prism</td>
			<td>MicroSoft or GraphPad</td>
			<td></td>
			<td>For recording and creating graphical representations of data.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>platinum wire</td>
			<td>Tritech research</td>
			<td>PT9901</td>
			<td>For making worm picks. 99.5% Platinum, 0.5% Iridium. This comes as 3 ft/pack, which is sufficient for making 36 worm picks (~1 inch platinum wire per pick).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-745</td>
			<td>Diascopic base with focus mount, integrated LED module, power cord, 6.7x to 50x Zoom range [WD 115 mm], Widefield Eyepiece C-15x/17 (Note: equivalent stereomicroscopes are available from other manufacturers.)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>worm pick handle</td>
			<td>Tritech research</td>
			<td>TWPH1</td>
			<td>For making worm picks. Mount ~1 in platinum wire into worm pick handle. Alternatively, worm picks can be made by mounting platinum wire in a glass Pasteur pipette.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring embryonic viability and brood size in caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans ist ein hervorragender Modellorganismus für die Untersuchung von Meiose, Befruchtung und Embryonalentwicklung. C. elegans existieren als selbstbefruchtende Hermaphroditen, die große Bruten von Nachkommen produzieren - wenn Männchen vorhanden sind, können sie noch größere Bruten von Kreuzungsnachkommen produzieren. Fehler in Meiose, Befruchtung und Embryogenese können schnell als Phänotypen von Sterilität, verminderter Fruchtbarkeit oder embryonaler Letalität bewertet werden. Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Bestimmung der embryonalen Lebensfähigkeit und Brutgröße bei C. elegans. Wir zeigen, wie man diesen Assay aufbaut, indem wir einen Wurm auf eine individuelle MYOB-Platte (Modified Youngren's, Only Bacto-Pepton) setzen, den geeigneten Zeitrahmen für die Zählung lebensfähiger Nachkommen und nicht lebensfähiger Embryonen festlegen und erklären, wie man lebende Wurmproben genau zählt. Diese Technik kann sowohl zur Bestimmung der Lebensfähigkeit bei selbstbefruchtenden Hermaphroditen als auch zur Kreuzbefruchtung durch Paarungspaare verwendet werden. Diese relativ einfachen Experimente sind für neue Forscher, wie Studenten im Grundstudium und Doktoranden im ersten Jahr, leicht anwendbar.

Wir führten Embryonalviabilitäts- und Brutgrößentests an N2 (Wildtyp) und an zwei Stämmen durch, die Mutationen in Genen aufweisen, die an der Meiose beteiligt sind, him-5(e1490) und spo-11(ok79). Da sowohl him-5 als auch spo-11 eine Rolle bei der meiotischen Crossover-Bildung spielen, führen Mutationen in diesen beiden Genen zur Bildung von aneuploiden Gameten. Dieser embryonale Viabilitätstest für N2 ergab einen Viabilitätsprozentsatz von 98,9 %, während sowohl him-5 (e1490) als auch spo-11 (ok79) eine Verringerung der Lebensfähigkeit der Nachkommen mit einem Prozentsatz von 74,9 % bzw. 0,8 % zeigten (Abbildung 2A; p < 0,0005). Diese Ergebnisse stimmen mit den zuvor veröffentlichten Ergebnissenüberein 7,9. Die durchschnittliche Brutgröße von N2, him-5 (e1490) und spo-11 (ok79) wurde mit 217, 105 bzw. 219 bestimmt (Abbildung 2B). In Übereinstimmung mit früheren Veröffentlichungen hat him-5(e1490) im Vergleich zum Wildtyp eine deutlich reduzierte Brutgröße, während spo-11(ok79) dies nicht tut 7,9.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65064/65064fig01.jpg"> Abbildung 1: Demonstration des Zählaufbaus und der Embryomorphologie auf Platten . (A) Bild eines Deckels mit einem schraffierten Gittermuster, das mit einem feinen Filzstift gezeichnet wurde. (B) Eine 35-mm-MYOB-Platte mit dem gemusterten Deckel darunter zum Zählen. (C) Bild, das ein Sichtfeld mit geringer Vergrößerung (10x) zeigt, das mehrere Kästchen des Gitters zeigt. Weiße Pfeilspitzen weisen auf mehrere Larven in diesem Sichtfeld hin. Die Zählung sollte mit einer höheren Vergrößerung (nur ein Quadrat im Feld) durchgeführt werden, um sowohl Larven als auch Embryonen zu beobachten. Maßstabsbalken = 1.000 μm. (D) Karikatur des Deckels mit dem Gittermuster unter einer 35-mm-Platte. Der Einschub bezeichnet die richtige Technik, um zu bestimmen, welche Larven in einem bestimmten Quadrat gezählt werden. Zähle von oben nach unten, von links nach rechts. Zähle alle Würmer, die sich vollständig innerhalb des Quadrats befinden. Würmer, die die Grenze berühren, sollten anhand der Position des Wurmkopfes und nicht des Schwanzes gezählt werden. Zähle Würmer, die dem aktuellen Raster oder den Rastern zugewandt sind, die zuvor gezählt wurden (d. h. obere und linke Kante). Zählen Sie keine Würmer mit Köpfen, die den unteren oder rechten Rand berühren. Von Anfang an werden blaue Würmer gezählt, rote Würmer nicht. (E) Repräsentatives Bild gesunder N2 L1 geschlüpfter Larven (weiße Pfeilspitze). (F) Repräsentatives Bild einer unbefruchteten Eizelle (schwarze Pfeilspitze) und eines ungeschlüpften Embryos (rote Pfeilspitze). Unbefruchtete Eizellen sollten für diesen Test nicht gezählt werden. Maßstabsbalken (E,F) = (100 μm). Hinweis: Die Bilder in C, E und F wurden mit einem Zeiss AxioZoom-Mikroskop aufgenommen, an dem eine Kamera angebracht war, um das Aussehen von Larven, Embryonen und Eizellen auf Wurmplatten zu demonstrieren. Bei der embryonalen Viabilität werden die Zählungen durchgeführt, während die Platten mit einem Stereomikroskop (keine Kamera) beobachtet werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65064/65064fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65064/65064fig02.jpg"> Abbildung 2: Repräsentative Grafiken, die die Ergebnisse von Embryonalviabilitätstests und Brutgrößen darstellen. (A) Prozentsatz der embryonalen Lebensfähigkeit von N2, him-5 (e1490) und spo-11 (ok79) bei 20 °C. (B) Brutgrößen von N2, him-5 (e1490) und spo-11 (ok79) bei 20 °C . Für jeden Stamm wurden die Nachkommen von mindestens 28 Hermaphroditen bewertet. Die Gesamtzahl der ungeschlüpften Embryonen plus Larven betrug N2 = 6302, him-5(e1490) = 2.945 und spo-11(ok79) = 7.230. Fehlerbalken zeigen die Standardabweichung für drei separate einzelne Replikationen an. Statistik berechnet mit dem Student-t-Test, n.s. = nicht signifikant, *p < 0,0005. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65064/65064fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

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Measuring Embryonic Viability and Brood Size in Caenorhabditis elegans

In dieser Arbeit stellen wir eine allgemeine Methode vor, um die embryonale Lebensfähigkeit und die Gesamtzahl der produzierten Embryonen (Brut) mit dem Modellorganismus C. elegans zu bestimmen.

Messung der Embryonalviabilität und Brutgröße bei Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is an excellent model organism for the study of meiosis, fertilization, and embryonic development. C. elegans exist as ...

Dieses Protokoll zur Bestimmung der Brutgröße und der Lebensfähigkeit des Embryos wird von vielen C.elegans-Laboren verwendet. Eine Abnahme der Rohlingsgröße und der Lebensfähigkeit des Embryos kann auf Defekte in wichtigen Entwicklungsprozessen wie Myose, Befruchtung und Embryogenese hinweisen. Diese Technik bietet klare Anweisungen für unerfahrene C.elegans-Forscher.Es ist relativ einfach einzurichten und auszuführen und ist ein guter Ausgangspunkt für die Arbeit mit neuen mutierten Stämmen. Die größte Herausforderung bei dieser Technik ist die Identifizierung von Embryonen und unbefruchteten Embryonen. Neue Forscher sollten die Identifizierung von Embryonen, Eizellen und den verschiedenen Larvenstadien üben, bevor sie mit diesen Experimenten beginnen.Beschriften Sie zunächst die Rückseite der Platte und übertragen Sie einen einzelnen Hermaphroditen im L4-Stadium auf die Platte. Stellen Sie sicher, dass keine Embryonen oder andere Würmer auf die Platte übertragen werden. Lassen Sie die Würmer sich zu erwachsenen Tieren entwickeln und legen Sie sich 24 Stunden lang bei der Standard-Kulturtemperatur von 20 Grad Celsius selbst nach.Erzielen Sie den Teller am dritten Tag. Beschriften Sie am nächsten Tag einen Satz neuer Platten und übertragen Sie den einzelnen Wurm des ersten Tages auf die neue Platte. Lassen Sie die Würmer 24 Stunden lang bei 20 Grad Celsius Embryonen legen.Erzielen Sie den Teller am vierten Tag. Beschriften Sie am dritten Tag einen Satz neuer Platten und übertragen Sie die einzelnen Würmer des zweiten Tages auf die neue Platte. Lassen Sie die Würmer 24 Stunden lang bei 20 Grad Nachkommen legen.Erzielen Sie den Teller am fünften Tag. Zeichnen Sie mit einem feinen Filzstift ein Rastermuster auf einen 35 Millimeter großen Deckel. Legen Sie den Gitterdeckel zum Zählen unter die Testplatte, um den Überblick über zuvor gezählte Würmer zu behalten.Zählen Sie mit einem Differentialzellzähler die lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen innerhalb des einzelnen Quadrats. Bei Würmern an den quadratischen Rändern wird nach der Position des Wurmkopfes gezählt. Zähle Würmer mit Köpfen, die den oberen und linken Rand des Quadrats berühren.Halten Sie die Anzahl der lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen in einem Laborbuch fest. Bewerten Sie am vierten Tag die Platte des zweiten Tages, indem Sie die lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen zählen und in einem Laborbuch festhalten. Bewerten Sie am fünften Tag die Platte des dritten Tages, indem Sie die lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen zählen und in einem Laborbuch festhalten.Nachdem Sie die Rückseite der Platte beschriftet haben, übertragen Sie einen einzelnen L4-Hermaphroditwurm auf die Platte. Stellen Sie sicher, dass keine Embryonen oder andere Würmer auf die Platte übertragen werden. Übertragen Sie einen einzelnen männlichen L4-Wurm auf die Platte, auf der sich ein L-Vier-Hermaphrodit befindet.Lassen Sie die Würmer 24 Stunden lang bei 20 Grad Celsius paaren und Nachkommen legen. Ritzen Sie die Platte für lebende Larven im Vergleich zu ungeschlüpften Embryonen am dritten Tag. Beschriften Sie am nächsten Tag einen Satz neuer Platten und übertragen Sie den Hermaphroditen und das Männchen auf die neue Platte.Stellen Sie sicher, dass der Hermaphrodit das Erwachsenenalter erreicht hat. Lassen Sie die Hermaphroditen ihre Nachkommen 24 Stunden lang bei 20 Grad Celsius legen. Ritzen Sie die Platte für lebende Larven im Vergleich zu ungeschlüpften Embryonen am vierten Tag.Beschriften Sie am dritten Tag einen Satz neuer Platten und übertragen Sie den Hermaphroditen und das Männchen auf die neue Platte. Lassen Sie die Würmer 24 Stunden lang bei 20 Grad Nachkommen legen. Bewerten Sie die Platte für lebende und nicht geschlüpfte Embryonen am fünften Tag.Zählen Sie mit einem Differentialzellzähler die lebenden Larven und ungeschlüpften Embryonen vom ersten Tag an und halten Sie sie in einem Laborbuch fest. Zählen Sie am vierten Tag die lebenden Nachkommen und die ungeschlüpften Embryonen des zweiten Tages und halten Sie sie in einem Laborbuch fest. Überprüfen Sie den Teller des ersten Tages für Männer.Wenn eine Paarung stattgefunden hat, beträgt das erwartete genetische Verhältnis von Hermaphroditen zu Männchen 50 zu 50. Wenn die Platte des ersten Tages keine Männchen enthält, kam es nicht zu einer Paarung zwischen dem Männchen und dem Hermaphroditen. Verwerfen Sie dieses Paarungspaar und halten Sie die Beobachtung im Laborbuch fest.Zählen Sie am fünften Tag die lebenden Larven und die ungeschlüpften Embryonen des dritten Tages und halten Sie sie in einem Laborbuch fest. Der embryonale Viabilitätstest für N2 ergab einen Viabilitätsprozentsatz von 98,9%, während sowohl him-5(e1490) als auch spo-11(ok79) eine Verringerung der embryonalen Viabilität mit einem Prozentsatz von 74,9% bzw. 0,8% zeigten. Die durchschnittliche Brutgröße von N2, him-5(e1490) und spo-11(ok79) wurde mit 217, 105 bzw. 219 bestimmt.Die Erkennung der verschiedenen Entwicklungsstadien von C. elegans ist wichtig für genaue und reproduzierbare Daten. Wir empfehlen, sich anhand von Bildern und einem Präpariermikroskop mit der Entwicklung von Würmern vertraut zu machen. Dieses Verfahren ist ein guter erster Schritt, um festzustellen, ob ein Gen an einem Entwicklungsprozess beteiligt ist, und kann von zytologischen Analysen gefolgt werden, um festzustellen, welcher Prozess gestört ist.

Research

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Genetics

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Optogenetic Random Mutagenesis Using Histone-miniSOG in C. elegans

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Measuring Caenorhabditis elegans Sensitivity to the Acetylcholine Receptor Agonist Levamisole

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