Name: a rabbit aortic valve stenosis model induced by direct balloon injury
Uploaded: 2023-03-31T14:40:00
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Ce travail a été soutenu par une subvention de la National Research Foundation of Korea (NRF) financée par le gouvernement coréen (MSIT) (n° 2020R1A4A3079570), le ministère de l’Éducation (n° 2021R1I1A1A01051425) et le programme de développement technologique stratégique industriel (n° 20014873) financé par le ministère du Commerce, de l’Industrie et de l’Énergie de la République de Corée.

Toutes les procédures de recherche sur les animaux ont été approuvées et exécutées conformément à la loi sur le bien-être des animaux de laboratoire, au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et aux directives et politiques pour l’expérimentation animale fournies par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) du Collège de médecine de l’Université catholique de Corée (numéro d’approbation : CUMC-2021-0176-05). La présente étude a utilis...

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	<li>Aliev, G., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Watanabe+rabbits+with+heritable+hypercholesterolaemia:+A+model+of+atherosclerosis.">Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis.</a> Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).</li><li>Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+aortic+valve+sclerosis+in+a+rabbit+model+of+atherosclerosis:+An+immunohistochemical+and+histological+study.">Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study.</a> Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).</li><li>Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+aortic+valve+sclerosis+or+stenosis+in+rabbits:+role+of+cholesterol+and+calcium.">Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium.</a> Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).</li><li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease.">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).</li><li>Honda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+mouse+model+of+aortic+valve+stenosis+induced+by+direct+wire+injury.">A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).</li><li>Niepmann, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+murine+wire-induced+aortic+valve+stenosis+model+mimics+human+functional+and+morphological+disease+phenotype.">Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype.</a> Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).</li><li>Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+excision+of+murine+aorta;+A+versatile+technique+in+the+study+of+cardiovascular+disease.">Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).</li><li>Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COX2+inhibition+reduces+aortic+valve+calcification+in+vivo.">COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).</li><li>Jung, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+macrophage+heterogeneity+and+a+potential+function+of+Trem2(hi)+macrophages+in+infarcted+hearts.">Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts.</a> Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).</li><li>Freeman, R. V., Otto, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrum+of+calcific+aortic+valve+disease:+Pathogenesis,+disease+progression,+and+treatment+strategies.">Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies.</a> Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).</li><li>Lindman, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcific+aortic+stenosis.">Calcific aortic stenosis.</a> Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).</li><li>Cuniberti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+mild+aortic+valve+stenosis+in+a+rabbit+model+of+hypertension.">Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension.</a> Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).</li><li>Marechaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+tissue+factor+in+experimental+aortic+valve+sclerosis.">Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).</li><li>Hara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progression+of+calcific+aortic+valve+sclerosis+in+WHHLMI+rabbits.">Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits.</a> Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).</li></ol>

Les modèles de SVA chez l’animal sont couramment utilisés pour étudier les aspects pathologiques du SVA, y compris l’initiation et la progression du SVA. Ce protocole introduit un nouveau modèle AVS de lapin induit par une lésion directe de la valve aortique par ballonnet. Dans cette étude, le modèle de lésion valvulaire aortique a montré un épaississement et une calcification significatifs des feuillets. Par rapport au modèle AVS léger induit par une supplémentation alimentaire, la valve aortique dans l...

Il est de plus en plus reconnu que l’utilisation de modèles animaux appropriés peut contribuer à une meilleure compréhension des mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique (SVA) en raison du manque d’accès à des sources fiables de valves aortiques humaines malades associées à la progression de la sténose aortique (SA). Parmi les différents modèles animaux pour l’étude de l’AVS, les lapins sont l’un des modèles AVS les plus couramment utilisés pour les grands animaux, et le modèle AVS du lapin est induit soit par une supplémentation en cholestérol/vitamine D2, soit par des manipulations génétiques 1,2,3,4.
Bien que les modèles AVS de lapin aient fourni des informations significatives sur le développement et la progression de l’AVS, il reste encore difficile d’induire l’AVS de manière cohérente et reproductible, comme on l’a vu dans nos expériences préliminaires.
En plus des modèles animaux induits par l’alimentation et génétiquement prédisposés, un nouveau modèle d’AVS a été établi par lésion mécanique directe chez la souris 5,6. Le modèle de lésion mécanique induit avec succès une sténose aortique et représente un modèle AVS simple et reproductible chez les souris de type sauvage. À notre connaissance, il n’y a pas eu d’études antérieures examinant les effets d’une lésion mécanique sur la valve aortique dans des modèles de lapin. Ainsi, cette étude fournit une nouvelle procédure pour induire l’AVS chez les lapins blancs mâles de Nouvelle-Zélande par une lésion directe de la valve aortique par ballonnet, qui peut imiter avec précision l’état de sténose aortique valvulaire. Ce protocole comprend des descriptions étape par étape de la préparation, de l’intervention chirurgicale et des soins postopératoires, qui sont utiles pour induire des modèles de lapin AVS reproductibles.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 Silk suture</td>
			<td>AILEE</td>
			<td>SK312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde(PFA)</td>
			<td>Intron</td>
			<td>IBS-BP031-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alizarin red Solution</td>
			<td>Millpore</td>
			<td>TMS-008-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ASAHI SION BLUE&#160;</td>
			<td>ASAHI</td>
			<td></td>
			<td>Guide wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Back Table Cover</td>
			<td>Yuhan kimberly</td>
			<td>80101-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balloon In-deflation Device</td>
			<td>Demax Medical</td>
			<td>DID30s</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bionet Veterinary monitor</td>
			<td>BIONET</td>
			<td>BM3 VET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C-Arm</td>
			<td>SIEMENS Healthcare GmbH</td>
			<td>Cios alpha</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Certified Rabbit Diet</td>
			<td>Purina</td>
			<td>5322</td>
			<td>4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, &#38; 1% Molasse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curadle Smart Incubator</td>
			<td>Autoelex</td>
			<td>CS-CV206</td>
			<td>Intensive Care Unit (ICU)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ergocalciferol</td>
			<td>Sigma-aldrich&#160;</td>
			<td>E5750</td>
			<td>Vitamin D2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fechtner conjunctiva forceps titanium</td>
			<td>WORLD PRECISSION Instrument</td>
			<td>WP1820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>HEBU</td>
			<td>HB203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gentamicin</td>
			<td>Shin Poong</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycopyrrolate&#160;</td>
			<td>SamChunDang</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Greenflex NS</td>
			<td>DAI HAN PHARM</td>
			<td></td>
			<td>Normal saline 500 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin solution</td>
			<td>Sigma-aldrich&#160;</td>
			<td>HT1079-1 SET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>25,000 U</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infusion set for single use</td>
			<td>SWOON MEDICAL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine</td>
			<td>Green pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodixanol</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>Visipaque</td>
			<td>Inflation solution (contrast agent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV catheter 22 G</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>382423</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV catheter 24 G</td>
			<td>BD</td>
			<td>382412</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketoprofen</td>
			<td>SamChunDang</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer-Lok syringe 10 mL</td>
			<td>Becton Dickinson Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer-Lok syringe 3 mL</td>
			<td>Becton Dickinson Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>OLYMPUS</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>HM 325</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MT stain kit</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>HT15-1kt</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needel holder</td>
			<td>Solco</td>
			<td>009-1304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Holder with Lock and Suture</td>
			<td>JEUNGDO BIO &#38; PLANT</td>
			<td>H-1222-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin</td>
			<td>LK LABKOREA</td>
			<td>H06-660-107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10010-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride 40</td>
			<td>Daihan Pharm</td>
			<td></td>
			<td>KCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prelude Ideal Hydrophilic Sheath</td>
			<td>MERIT MEDICAL</td>
			<td>PID4F11018SS</td>
			<td>Sheath 4F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTA Balloon Dilatation catheter</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>H749-3903280208-0</td>
			<td>Balloon catheter 8.0 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rompun</td>
			<td>Elanco</td>
			<td></td>
			<td>Xylaxine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile Gauze</td>
			<td>DAE HAN Medical</td>
			<td></td>
			<td>10 cm x 20 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gloves</td>
			<td>Ansell</td>
			<td>Ansell</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gown</td>
			<td>Yuhan kimberly</td>
			<td>90002-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scissors</td>
			<td>Nopa, Germany</td>
			<td>AC020/16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Tape</td>
			<td>3M micopore</td>
			<td>1530-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 1 mL</td>
			<td>Shin Chang Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 10 mL</td>
			<td>Shin Chang Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue cassette</td>
			<td>Scilav korea</td>
			<td>Cas3003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transducer gel&#160;</td>
			<td>SUNGHEUNG</td>
			<td>SH102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tridol</td>
			<td>Yuhan Corp.</td>
			<td></td>
			<td>Tramadol HCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound system</td>
			<td>Philps</td>
			<td>Affiniti 50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Von Kossa stain kit</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab105689</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil 50</td>
			<td>Virbac korea</td>
			<td></td>
			<td>Tiletamine &#38; zolazepam</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rabbit aortic valve stenosis model induced by direct balloon injury

Les modèles animaux apparaissent comme un outil important pour comprendre les mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique (SVA) en raison du manque d’accès à des sources fiables de valves aortiques humaines malades. Parmi les différents modèles animaux, les modèles de lapins AVS sont l’un des plus couramment utilisés dans les études sur les grands animaux. Cependant, les modèles traditionnels de lapins AVS nécessitent une longue période de supplémentation alimentaire et de manipulation génétique pour induire une sténose significative de la valve aortique, ce qui limite leur utilisation dans les études expérimentales. Pour remédier à ces limitations, un nouveau modèle de lapin AVS est proposé, dans lequel la sténose est induite par une lésion directe de la valve aortique par ballonnet. Le présent protocole décrit une technique efficace pour induire l’AVS chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande (NZW), avec des procédures étape par étape pour la préparation, l’intervention chirurgicale et les soins postopératoires. Ce modèle simple et reproductible offre une approche prometteuse pour l’étude de l’initiation et de la progression de l’AVS et constitue un outil précieux pour étudier les mécanismes pathologiques sous-jacents de la maladie.

Modèle AVS de lapin induit par une lésion valvulaire aortique Pour induire le modèle AVS de lapin, des lapins NZW mâles pesant 3,5 à 4,0 kg ont été utilisés pour cette étude. Selon les procédures chirurgicales décrites à l’étape 2 (Figure 2), le modèle AVS a été établi par lésion valvulaire aortique, ce qui a entraîné une dégénérescence et une calcification de la valve aortique mécanique. Le groupe témoin comprenait des lapins nourris avec un r?...

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A Rabbit Aortic Valve Stenosis Model Induced by Direct Balloon Injury

Un modèle animal approprié est nécessaire pour comprendre les mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique (SVA) et pour évaluer l’efficacité des interventions thérapeutiques. Le présent protocole décrit une nouvelle procédure pour le développement du modèle de lapin AVS via une blessure directe par ballonnet in vivo.

Un modèle de sténose valvulaire aortique de lapin induite par une lésion directe par ballonnet

Animal models are emerging as an important tool to understand the pathologic mechanisms underlying aortic valve stenosis (AVS) because of the lack of ...

Les modèles annuels apparaissent comme un outil important pour comprendre les mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique en raison du manque d’accès à des sources fiables de valves aortiques humaines malades. Les modèles traditionnels de sténose valvulaire aortique de lapin nécessitent une supplémentation alimentaire à long terme et des manipulations génétiques pour induire une sténose significative dans la valve aortique, ce qui limite leur utilisation dans les études expérimentales. Cette technique décrit une nouvelle procédure pour induire une sténose valvulaire aortique chez le lapin par une lésion directe du ballon à la valve aortique, qui peut imiter avec précision l’état d’un humain atteint de sténose aortique.Eun-Hye Park, Jin-Moo Kim et Eunmi Lee, spécialistes de la recherche de mon organisme de réglementation, feront la démonstration de la procédure. Commencez à préparer l’ensemble de cathéters à ballonnet de dilatation en connectant le dispositif de dégonflage rempli du mélange un à un de solution saline et de produit de contraste disponible dans le commerce à la partie Luer lock du cathéter à ballonnet. Après avoir rempli le ballonnet avec une solution de gonflage, retirez l’air du cathéter à ballonnet.Commencez la procédure chirurgicale en insérant un cathéter intraveineux ou IV de calibre 24 dans la veine auriculaire marginale du lapin anesthésié. Connectez un dispositif de perfusion avec 100 unités par kilogramme de solution saline héparine héparinisée. Ensuite, connectez le lapin à un moniteur vétérinaire multiparamètre pour surveiller en permanence les signes vitaux tels que le signal de saturation en oxygène ou la température et la pression artérielle de la SpO2.Après avoir placé le lapin en décubitus dorsal sur une table d’opération équipée d’une fluoroscopie à arceau, retirez les poils de la zone ventrale du cou à l’aide d’une tondeuse à poils d’animaux. Stérilisez la zone d’incision avec de l’iode et couvrez le lapin avec des serviettes chirurgicales. Pour positionner le cœur du lapin, allumez l’arceau et sélectionnez le mode fluoroscopique pour l’imagerie cardiaque.Ajustez la position du lapin pour vous assurer que le cœur est au centre du champ d’imagerie. Une fois la position ajustée, faites une incision longitudinale d’environ trois centimètres dans la peau du cou et utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper le fascia et le tissu adipeux. Ensuite, séparez soigneusement les muscles jusqu’à ce qu’environ 3 à 3,5 centimètres de l’artère carotide commune gauche, ou LCCA, soient exposés.Mettez en relation le LCCA avec une suture en soie 3-0 en haut et à l’extrémité du LCCA exposé pour arrêter le flux sanguin. Insérez un cathéter IV de calibre 22 dans le LCCA. Introduisez ensuite un fil-guide de 0,016 pouce dans le ventricule gauche à travers le cathéter IV, en veillant à ce que l’extrémité du cathéter soit correctement positionnée dans le champ d’imagerie de l’arceau.Ensuite, retirez le cathéter IV, en laissant le fil-guide avant de placer une gaine 4 French sur le fil-guide dans le LCCA pour introduire le cathéter à ballonnet. Insérez avec précaution le cathéter à ballonnet de huit millimètres sur le fil-guide dans la valve aortique sous guidage fluoroscopique à l’arceau. Placez l’extrémité du cathéter à ballonnet à environ un à deux centimètres distal de la valve aortique et gonflez le ballonnet en purgeant la solution de gonflage avec un gonfleur à pression à six atmosphères.Ensuite, faites avancer le ballonnet dans le ventricule gauche ou l’apex du VG et tirez-le vers l’arrière dans la sortie du VG. Répétez cette procédure cinq fois avant de dégonfler le ballon. Retirez le cathéter à ballonnet et le fil guide, puis retirez lentement la gaine de l’ACVL et attachez immédiatement l’ACV à la suture en descendant jusqu’à la valve aortique.Nettoyez la zone de l’incision avec une solution saline pour éliminer les caillots sanguins. Inspectez le site ponctionné pour détecter les saignements artériels avant de fermer le muscle et la peau avec une suture non résorbable 3-0. Une fois cela fait, stérilisez la plaie avec de l’iode.Après l’opération, retirez les patchs et les clips de surveillance et gardez le lapin dans un incubateur de soins intensifs. Après huit semaines de blessure par ballonnet, placez le lapin anesthésié sur une table d’écho en position couchée. Appliquez le gel transducteur à ultrasons sur la poitrine après avoir rasé la zone thoracique.Ajustez le transducteur pour obtenir la vue péristernale à grand axe et la vue péristernale à court axe de la valve aortique. Utilisez l’imagerie en mode pour enregistrer des images de la valve aortique et enregistrer les images pour une analyse ultérieure. L’évaluation des changements structurels de la valve aortique a révélé que huit semaines après la lésion de la valve aortique, les cuspides étaient épaissies et le mouvement était restreint chez les lapins blessés nourris avec le régime riche en cholestérol et en vitamine D2 par rapport aux lapins témoins ou de type sauvage, et les lapins nourris avec le régime riche en cholestérol et en vitamine D2 sans lésion valvulaire.Les lapins ont été sacrifiés et les cœurs ont été excisés huit semaines après la blessure pour une analyse histologique de la valve aortique. La valve aortique colorée au trichrome de Masson a montré une augmentation de l’épaisseur des cuspides valvulaires aortiques dans le groupe blessé par rapport au groupe témoin dans les groupes induits par un régime hypercholestérolémique et en vitamine D2. La coloration au rouge d’alizarine et la coloration de Von Kossa ont été effectuées pour comparer le degré de dépôts valvulaires de calcium indiquait des dépôts de calcium négligeables dans les feuillets valvulaires dans le groupe induit par un régime hypercholestérolémique et en vitamine D2.En revanche, des dépôts calcifiants importants ont été observés dans le groupe blessé par ballonnet. La technique réussie pour induire une sténose valvulaire arctique, dans le modèle de lapin, est démontrée ici avec une explication étape par étape d’une lésion directe de la valve aortique par ballonnet. Ce modèle simple et reproductible offre une approche prometteuse pour l’étude de l’initiation et de la progression de la sténose valvulaire aortique, et fournit un outil précieux pour étudier les mécanismes pathologiques sous-jacents de la sténose valvulaire aortique.

Research

JoVE Journal

Medicine

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Photothrombosis induite par ischémie focale comme un modèle de lésion médullaire chez la souris

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Recherche

Médecine

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Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

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In patients with small aortic roots who need an aortic valve replacement with biological valve substitutes, the implantation of the stented pericardial ...

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Despite the obvious advantages of the preservation of a normal aortic valve during aortic root replacement, the complexity of valve sparing procedures ...

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Un modèle de lapin de la maladie sèche aqueuse-déficiente d'oeil induite par concanavalin une injection dans les glandes lacrimal : application aux études d'efficacité de drogue

Dry eye disease (DED), a multifactorial inflammatory disease of the ocular surface, affects 1 in 6 humans worldwide with staggering implications for ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

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