Name: a rabbit aortic valve stenosis model induced by direct balloon injury
Uploaded: 2023-03-31T14:40:00
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Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss der National Research Foundation of Korea (NRF) unterstützt, der von der koreanischen Regierung (MSIT) (Nr. 2020R1A4A3079570), dem Bildungsministerium (Nr. 2021R1I1A1A01051425) und dem Industrial Strategic Technology Development Program (Nr. 20014873) des Ministeriums für Handel, Industrie und Energie der Republik Korea finanziert wird.

Alle Tierversuchsverfahren wurden in Übereinstimmung mit dem Laboratory Animals Welfare Act, dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren und den Richtlinien und Richtlinien für Tierversuche genehmigt und durchgeführt, die vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) am College of Medicine der Katholischen Universität von Korea bereitgestellt wurden (Zulassungsnummer: CUMC-2021-0176-05). In der vorliegenden Studie wurden 3 Monate alte männliche neuseeländische weiße (NZW) Kaninchen mit ...

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	<li>Aliev, G., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Watanabe+rabbits+with+heritable+hypercholesterolaemia:+A+model+of+atherosclerosis.">Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis.</a> Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).</li><li>Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+aortic+valve+sclerosis+in+a+rabbit+model+of+atherosclerosis:+An+immunohistochemical+and+histological+study.">Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study.</a> Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).</li><li>Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+aortic+valve+sclerosis+or+stenosis+in+rabbits:+role+of+cholesterol+and+calcium.">Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium.</a> Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).</li><li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease.">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).</li><li>Honda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+mouse+model+of+aortic+valve+stenosis+induced+by+direct+wire+injury.">A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).</li><li>Niepmann, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+murine+wire-induced+aortic+valve+stenosis+model+mimics+human+functional+and+morphological+disease+phenotype.">Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype.</a> Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).</li><li>Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+excision+of+murine+aorta;+A+versatile+technique+in+the+study+of+cardiovascular+disease.">Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).</li><li>Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrum+of+calcific+aortic+valve+disease:+Pathogenesis,+disease+progression,+and+treatment+strategies.">Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies.</a> Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).</li><li>Lindman, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcific+aortic+stenosis.">Calcific aortic stenosis.</a> Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).</li><li>Cuniberti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+mild+aortic+valve+stenosis+in+a+rabbit+model+of+hypertension.">Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension.</a> Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).</li><li>Marechaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+tissue+factor+in+experimental+aortic+valve+sclerosis.">Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).</li><li>Hara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progression+of+calcific+aortic+valve+sclerosis+in+WHHLMI+rabbits.">Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits.</a> Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).</li></ol>

Tierische AVS-Modelle werden häufig verwendet, um die pathologischen Aspekte von AVS zu untersuchen, einschließlich der Initiierung und des Fortschreitens von AVS. Dieses Protokoll führt ein neues AVS-Modell für Kaninchen ein, das durch eine direkte Ballonverletzung der Aortenklappe induziert wird. In dieser Studie zeigte das Aortenklappenverletzungsmodell eine signifikante Verdickung und Verkalkung der Segel. Im Vergleich zum milden AVS-Modell, das durch Nahrungsergänzung induziert wurde, wurde die Aortenklappe im ...

Es wird zunehmend erkannt, dass die Verwendung geeigneter Tiermodelle zu einem besseren Verständnis der pathologischen Mechanismen beitragen kann, die der Aortenklappenstenose (AVS) zugrunde liegen, da der Zugang zu zuverlässigen Quellen für erkrankte menschliche Aortenklappen, die mit dem Fortschreiten der Aortenklappenstenose (AS) verbunden sind, fehlt. Unter den verschiedenen Tiermodellen zur Untersuchung von AVS sind Kaninchen eines der am häufigsten verwendeten AVS-Modelle für Großtiere, und das AVS-Kaninchenmodell wird entweder durch eine Cholesterin-/Vitamin-D2-Supplementierung oder eine genetische Manipulation induziert 1,2,3,4.
Obwohl Kaninchen-AVS-Modelle einen signifikanten Einblick in die Entwicklung und den Verlauf von AVS gegeben haben, bleibt es immer noch eine Herausforderung, AVS konsistent und reproduzierbar zu induzieren, wie in unseren vorläufigen Experimenten zu sehen war.
Zusätzlich zu diätinduzierten und genetisch anfälligen Tiermodellen wurde ein neues Modell des AVS durch direkte mechanische Verletzung bei Mäusen etabliert 5,6. Das mechanische Verletzungsmodell induziert erfolgreich eine Aortenklappenstenose und stellt ein einfaches und reproduzierbares AVS-Modell in Wildtyp-Mäusen dar. Nach unserem Kenntnisstand gibt es bisher keine Studien, die die Auswirkungen einer mechanischen Verletzung auf die Aortenklappe in Kaninchenmodellen untersucht haben. Somit bietet diese Studie ein neues Verfahren zur Induktion von AVS bei männlichen neuseeländischen weißen Kaninchen durch eine direkte Ballonverletzung der Aortenklappe, die den Zustand einer Aortenklappenklappenstenose genau nachahmen kann. Dieses Protokoll enthält Schritt-für-Schritt-Beschreibungen der Vorbereitung, des chirurgischen Eingriffs und der postoperativen Versorgung, die für die Induktion reproduzierbarer AVS-Kaninchenmodelle nützlich sind.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 Silk suture</td>
			<td>AILEE</td>
			<td>SK312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde(PFA)</td>
			<td>Intron</td>
			<td>IBS-BP031-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alizarin red Solution</td>
			<td>Millpore</td>
			<td>TMS-008-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ASAHI SION BLUE&#160;</td>
			<td>ASAHI</td>
			<td></td>
			<td>Guide wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Back Table Cover</td>
			<td>Yuhan kimberly</td>
			<td>80101-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balloon In-deflation Device</td>
			<td>Demax Medical</td>
			<td>DID30s</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bionet Veterinary monitor</td>
			<td>BIONET</td>
			<td>BM3 VET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C-Arm</td>
			<td>SIEMENS Healthcare GmbH</td>
			<td>Cios alpha</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Certified Rabbit Diet</td>
			<td>Purina</td>
			<td>5322</td>
			<td>4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, &#38; 1% Molasse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curadle Smart Incubator</td>
			<td>Autoelex</td>
			<td>CS-CV206</td>
			<td>Intensive Care Unit (ICU)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ergocalciferol</td>
			<td>Sigma-aldrich&#160;</td>
			<td>E5750</td>
			<td>Vitamin D2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fechtner conjunctiva forceps titanium</td>
			<td>WORLD PRECISSION Instrument</td>
			<td>WP1820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>HEBU</td>
			<td>HB203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gentamicin</td>
			<td>Shin Poong</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycopyrrolate&#160;</td>
			<td>SamChunDang</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Greenflex NS</td>
			<td>DAI HAN PHARM</td>
			<td></td>
			<td>Normal saline 500 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin solution</td>
			<td>Sigma-aldrich&#160;</td>
			<td>HT1079-1 SET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>25,000 U</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infusion set for single use</td>
			<td>SWOON MEDICAL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine</td>
			<td>Green pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodixanol</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>Visipaque</td>
			<td>Inflation solution (contrast agent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV catheter 22 G</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>382423</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV catheter 24 G</td>
			<td>BD</td>
			<td>382412</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketoprofen</td>
			<td>SamChunDang</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer-Lok syringe 10 mL</td>
			<td>Becton Dickinson Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer-Lok syringe 3 mL</td>
			<td>Becton Dickinson Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>OLYMPUS</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>HM 325</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MT stain kit</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>HT15-1kt</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needel holder</td>
			<td>Solco</td>
			<td>009-1304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Holder with Lock and Suture</td>
			<td>JEUNGDO BIO &#38; PLANT</td>
			<td>H-1222-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin</td>
			<td>LK LABKOREA</td>
			<td>H06-660-107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10010-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride 40</td>
			<td>Daihan Pharm</td>
			<td></td>
			<td>KCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prelude Ideal Hydrophilic Sheath</td>
			<td>MERIT MEDICAL</td>
			<td>PID4F11018SS</td>
			<td>Sheath 4F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTA Balloon Dilatation catheter</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>H749-3903280208-0</td>
			<td>Balloon catheter 8.0 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rompun</td>
			<td>Elanco</td>
			<td></td>
			<td>Xylaxine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile Gauze</td>
			<td>DAE HAN Medical</td>
			<td></td>
			<td>10 cm x 20 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gloves</td>
			<td>Ansell</td>
			<td>Ansell</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gown</td>
			<td>Yuhan kimberly</td>
			<td>90002-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scissors</td>
			<td>Nopa, Germany</td>
			<td>AC020/16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Tape</td>
			<td>3M micopore</td>
			<td>1530-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 1 mL</td>
			<td>Shin Chang Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 10 mL</td>
			<td>Shin Chang Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue cassette</td>
			<td>Scilav korea</td>
			<td>Cas3003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transducer gel&#160;</td>
			<td>SUNGHEUNG</td>
			<td>SH102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tridol</td>
			<td>Yuhan Corp.</td>
			<td></td>
			<td>Tramadol HCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound system</td>
			<td>Philps</td>
			<td>Affiniti 50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Von Kossa stain kit</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab105689</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil 50</td>
			<td>Virbac korea</td>
			<td></td>
			<td>Tiletamine &#38; zolazepam</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rabbit aortic valve stenosis model induced by direct balloon injury

Tiermodelle entwickeln sich zu einem wichtigen Instrument, um die pathologischen Mechanismen zu verstehen, die der Aortenklappenstenose (AVS) zugrunde liegen, da es keinen Zugang zu zuverlässigen Quellen für erkrankte menschliche Aortenklappen gibt. Unter den verschiedenen Tiermodellen sind AVS-Kaninchenmodelle eines der am häufigsten verwendeten in Großtierstudien. Herkömmliche AVS-Kaninchenmodelle erfordern jedoch eine langfristige Zeit der Nahrungsergänzung und genetischen Manipulation, um eine signifikante Stenose in der Aortenklappe zu induzieren, was ihre Verwendung in experimentellen Studien einschränkt. Um diesen Einschränkungen zu begegnen, wird ein neues AVS-Kaninchenmodell vorgeschlagen, bei dem die Stenose durch eine direkte Ballonverletzung der Aortenklappe induziert wird. Das vorliegende Protokoll beschreibt eine erfolgreiche Technik zur Induktion von AVS bei neuseeländischen weißen Kaninchen (NZW) mit Schritt-für-Schritt-Verfahren für die Vorbereitung, den chirurgischen Eingriff und die postoperative Versorgung. Dieses einfache und reproduzierbare Modell bietet einen vielversprechenden Ansatz für die Untersuchung der Initiierung und des Fortschreitens von AVS und stellt ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung der zugrunde liegenden pathologischen Mechanismen der Krankheit dar.

Kaninchen-AVS-Modell, induziert durch Aortenklappenverletzung Um das Kaninchen-AVS-Modell zu induzieren, wurden männliche NZW-Kaninchen mit einem Gewicht von 3,5-4,0 kg für diese Studie verwendet. Gemäß den in Schritt 2 beschriebenen chirurgischen Verfahren (Abbildung 2) wurde das AVS-Modell durch eine Aortenklappenverletzung etabliert, die zu einer mechanischen Aortenklappendegeneration und -verkalkung führte. Die Kontrollgruppe umfasste Kaninchen, die mit einer 0,5...

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A Rabbit Aortic Valve Stenosis Model Induced by Direct Balloon Injury

Ein geeignetes Tiermodell ist erforderlich, um die pathologischen Mechanismen, die der Aortenklappenstenose (AVS) zugrunde liegen, zu verstehen und die Wirksamkeit therapeutischer Interventionen zu bewerten. Das vorliegende Protokoll beschreibt ein neues Verfahren zur Entwicklung des AVS-Kaninchenmodells über eine direkte Ballonverletzung in vivo.

Ein Modell der Aortenklappenstenose eines Kaninchens, das durch eine direkte Ballonverletzung induziert wird

Animal models are emerging as an important tool to understand the pathologic mechanisms underlying aortic valve stenosis (AVS) because of the lack of ...

Jahresmodelle entwickeln sich zu einem wichtigen Instrument, um die pathologischen Mechanismen zu verstehen, die der Aortenklappenstenose zugrunde liegen, da der Zugang zu zuverlässigen Quellen für erkrankte menschliche Aortenklappen fehlt. Herkömmliche Aortenklappenstenose-Kaninchenmodelle erfordern eine langfristige Nahrungsergänzung und genetische Manipulation, um eine signifikante Stenose in der Aortenklappe zu induzieren, was ihre Verwendung in experimentellen Studien einschränkt. Diese Technik beschreibt ein neues Verfahren zur Induktion einer Aortenklappenstenose bei Kaninchen durch eine direkte Ballonverletzung der Aortenklappe, die den Zustand eines Menschen mit Aortenklappenstenose genau nachahmen kann.Das Verfahren wird von Eun-Hye Park, Jin-Moo Kim und Eunmi Lee, Forschungsspezialistinnen meiner Regulierungsbehörde, demonstriert. Beginnen Sie mit der Vorbereitung des Dilatationsballonkatheter-Sets, indem Sie das mit der Eins-zu-Eins-Mischung aus Kochsalzlösung und handelsüblichem Kontrastmittel gefüllte Deflationsgerät an den Luer-Lock-Teil des Ballonkatheters anschließen. Nachdem Sie den Ballon mit einer Aufblaslösung gefüllt haben, entfernen Sie die Luft aus dem Ballonkatheter.Beginnen Sie den chirurgischen Eingriff, indem Sie einen intravenösen oder intravenösen Katheter mit 24 Gauge in die marginale Ohrvene des anästhesierten Kaninchens einführen. Schließen Sie ein Infusionsset mit 100 Einheiten pro Kilogramm heparinisierter Heparinkochsalzlösung an. Als nächstes schließen Sie das Kaninchen an einen Multiparameter-Veterinärmonitor an, um die Vitalparameter wie das Sauerstoffsättigungssignal oder die SpO2-Temperatur und den Blutdruck kontinuierlich zu überwachen.Nachdem Sie das Kaninchen in Rückenlage auf einen Operationstisch gelegt haben, der mit einer C-Bogen-Durchleuchtung ausgestattet ist, entfernen Sie die Haare aus dem ventralen Nackenbereich mit einer Tierhaarschneidemaschine. Sterilisieren Sie den Einschnittbereich mit Jod und decken Sie das Kaninchen mit chirurgischen Handtüchern ab. Um das Herz des Kaninchens zu positionieren, schalten Sie den C-Bogen ein und wählen Sie den Durchleuchtungsmodus für die kardiale Bildgebung.Passen Sie die Position des Kaninchens an, um sicherzustellen, dass sich das Herz in der Mitte des Bildfeldes befindet. Sobald die Position eingestellt ist, machen Sie einen Längsschnitt von etwa drei Zentimetern in die Haut des Halses und schneiden Sie mit einer chirurgischen Schere das Faszien- und Fettgewebe ab. Trennen Sie dann vorsichtig die Muskeln, bis etwa 3 bis 3,5 Zentimeter der linken Arteria carotis (LCCA) freiliegen.Ligatieren Sie die LCCA mit einer 3-0-Seidennaht an der Oberseite und am Ende der freiliegenden LCCA, um den Blutfluss zu stoppen. Führen Sie einen 22-Gauge-IV-Katheter in die LCCA ein. Führen Sie dann einen 0,016 Zoll langen Führungsdraht durch den IV-Katheter in die linke Herzkammer ein und stellen Sie sicher, dass die Spitze des Katheters richtig im Bildgebungsfeld des C-Bogens positioniert ist.Ziehen Sie als Nächstes den IV-Katheter zurück, lassen Sie den Führungsdraht stehen, bevor Sie eine 4-French-Hülle über den Führungsdraht in den LCCA legen, um den Ballonkatheter einzuführen. Führen Sie den acht Millimeter großen Ballonkatheter vorsichtig über den Führungsdraht in die Aortenklappe unter C-Bogen-Durchleuchtungskontrolle ein. Platzieren Sie die Ballonkatheterspitze etwa ein bis zwei Zentimeter distal von der Aortenklappe und blasen Sie den Ballon auf, indem Sie die Aufblaslösung mit einem Druckinflator bei sechs Atmosphären spülen.Als nächstes schiebst du den Ballon in die linke Herzkammer oder den LV-Apex und ziehst ihn zurück in den LV-Ausgang. Wiederholen Sie diesen Vorgang fünfmal, bevor Sie die Luft aus dem Ballon lassen. Ziehen Sie den Ballonkatheter und den Führungsdraht zurück, entfernen Sie dann langsam die Hülle aus der LCCA und binden Sie die LCCA sofort mit der Naht auf dem Weg nach unten zur Aortenklappe.Reinigen Sie den Inzisionsbereich mit Kochsalzlösung, um die Blutgerinnsel zu entfernen. Untersuchen Sie die punktierte Stelle auf arterielle Blutungen, bevor Sie den Muskel und die Haut mit einer 3-0 nicht resorbierbaren Naht verschließen. Wenn Sie fertig sind, sterilisieren Sie die Wunde mit Jod.Entfernen Sie nach der Operation die Überwachungspflaster und -klammern und halten Sie das Kaninchen in einem Intensiv-Inkubator. Nach acht Wochen der Ballonverletzung wird das betäubte Kaninchen in Rückenlage auf einen Echotisch gelegt. Tragen Sie das Ultraschallwandlergel nach der Rasur des Brustbereichs auf die Brust auf.Stellen Sie den Schallkopf ein, um die peristernale Längsachsenansicht und die peristernale Kurzachsenansicht der Aortenklappe zu erhalten. Verwenden Sie die Modus-Bildgebung, um Bilder der Aortenklappe aufzunehmen und die Bilder für eine spätere Analyse zu speichern. Die Beurteilung der strukturellen Veränderung in der Aortenklappe ergab, dass acht Wochen nach der Aortenklappenverletzung die Höcker verdickt waren und die Bewegung bei den verletzten Kaninchen, die mit der Diät mit hohem Cholesterin- und Vitamin-D2-Gehalt gefüttert wurden, im Vergleich zu den Kontroll- oder Wildtypkaninchen, und bei den Kaninchen, die mit der Diät mit hohem Cholesterin- und Vitamin-D2-Gehalt ohne Klappenverletzung gefüttert wurden, eingeschränkt war.Die Kaninchen wurden getötet und die Herzen wurden acht Wochen nach der Verletzung zur histologischen Analyse der Aortenklappe herausgeschnitten. Die Aortenklappe, die mit Masson-Trichrom gefärbt wurde, zeigte in der verletzten Gruppe eine erhöhte Dicke der Aortenklappenhöcker im Vergleich zur Kontrolle in Gruppen mit hohem Cholesterinspiegel und Vitamin-D2-Diät. Die Alizarin-Rot-Färbung und die Von-Kossa-Färbung wurden durchgeführt, um den Grad der Kalziumablagerungen zu vergleichen, die auf vernachlässigbare Kalziumablagerungen in den Herzklappensegeln in der Gruppe mit hohem Cholesterinspiegel und Vitamin-D2-Diät hindeuteten.Im Gegensatz dazu wurden signifikante Kalkablagerungen in der ballonverletzten Gruppe beobachtet. Die erfolgreiche Technik zur Induktion einer arktischen Klappenstenose im Kaninchenmodell wird hier mit einer Schritt-für-Schritt-Erklärung einer direkten Ballonverletzung der Aortenklappe demonstriert. Dieses einfache und reproduzierbare Modell bietet einen vielversprechenden Ansatz für die Untersuchung der Initiierung und des Fortschreitens der Aortenklappenstenose und stellt ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung der zugrunde liegenden pathologischen Mechanismen der Aortenklappenstenose dar.

Research

JoVE Journal

Medicine

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombosis induzierte fokale Ischämie als ein Modell der Rückenmarksverletzungen in Mäusen

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

Forschung

Medizin

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

Eine Ratte Karotis-Ballon-Verletzung Modell Anti-vaskuläre Remodeling Therapeutics zu Test

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Reproduzierbare Arterielle Denudation Verletzung von Infra Abdominal Aortic Spannen in einem Mausmodell

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

The Rabbit Model of Accelerated Atherosclerosis: A Methodological Perspective of the Iliac Artery Balloon Injury

Das Kaninchen-Modell der beschleunigten Atherosklerose: methodischer Sicht der Beckenkamm Arterie Ballon Verletzung

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the ...

Full-root Aortic Valve Replacement by Stentless Aortic Xenografts in Patients with Small Aortic Roots

Vollwurzel Aortenklappenaustausch durch stentless Aortic Xenotransplantate bei Patienten mit kleinen Aortenwurzeln

In patients with small aortic roots who need an aortic valve replacement with biological valve substitutes, the implantation of the stented pericardial ...

Standardized Technique of Aortic Valve Re-implantation for Valve-sparing Aortic Root Replacement

Standardisierte Technik der Aortenklappe erneute Implantation für Ventil-sparing Aortic Root Ersatz

Despite the obvious advantages of the preservation of a normal aortic valve during aortic root replacement, the complexity of valve sparing procedures ...

A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Glands: Application to Drug Efficacy Studies

A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Dlands: Application to Drug Efficacy Studies

Dry eye disease (DED), a multifactorial inflammatory disease of the ocular surface, affects 1 in 6 humans worldwide with staggering implications for ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Acute Kidney Injury Model Induced by Cisplatin in Adult Zebrafish

Akute Nierenverletzung Modell induziert durch Cisplatin bei erwachsenen Zebrafischen

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney ...