Name: a rabbit aortic valve stenosis model induced by direct balloon injury
Uploaded: 2023-03-31T14:40:00
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Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione della National Research Foundation of Korea (NRF) finanziata dal governo coreano (MSIT) (n. 2020R1A4A3079570), dal Ministero dell'Istruzione (n. 2021R1I1A1A01051425) e dal Programma di sviluppo tecnologico strategico industriale (n. 20014873) finanziato dal Ministero del Commercio, dell'Industria e dell'Energia, Repubblica di Corea.

Tutte le procedure di ricerca sugli animali sono state approvate ed eseguite in conformità con la legge sul benessere degli animali da laboratorio, la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio e le Linee guida e le politiche per gli esperimenti sugli animali fornite dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC) presso il College of Medicine dell'Università Cattolica della Corea (numero di approvazione: CUMC-2021-0176-05). Il presente studio ha utilizzato conigli bianchi neozelandesi...

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	<li>Aliev, G., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Watanabe+rabbits+with+heritable+hypercholesterolaemia:+A+model+of+atherosclerosis.">Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis.</a> Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).</li><li>Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+aortic+valve+sclerosis+in+a+rabbit+model+of+atherosclerosis:+An+immunohistochemical+and+histological+study.">Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study.</a> Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).</li><li>Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+aortic+valve+sclerosis+or+stenosis+in+rabbits:+role+of+cholesterol+and+calcium.">Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium.</a> Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).</li><li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease.">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).</li><li>Honda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+mouse+model+of+aortic+valve+stenosis+induced+by+direct+wire+injury.">A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).</li><li>Niepmann, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+murine+wire-induced+aortic+valve+stenosis+model+mimics+human+functional+and+morphological+disease+phenotype.">Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype.</a> Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).</li><li>Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+excision+of+murine+aorta;+A+versatile+technique+in+the+study+of+cardiovascular+disease.">Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).</li><li>Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COX2+inhibition+reduces+aortic+valve+calcification+in+vivo.">COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).</li><li>Jung, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+macrophage+heterogeneity+and+a+potential+function+of+Trem2(hi)+macrophages+in+infarcted+hearts.">Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts.</a> Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).</li><li>Freeman, R. V., Otto, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrum+of+calcific+aortic+valve+disease:+Pathogenesis,+disease+progression,+and+treatment+strategies.">Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies.</a> Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).</li><li>Lindman, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcific+aortic+stenosis.">Calcific aortic stenosis.</a> Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).</li><li>Cuniberti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+mild+aortic+valve+stenosis+in+a+rabbit+model+of+hypertension.">Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension.</a> Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).</li><li>Marechaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+tissue+factor+in+experimental+aortic+valve+sclerosis.">Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).</li><li>Hara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progression+of+calcific+aortic+valve+sclerosis+in+WHHLMI+rabbits.">Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits.</a> Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).</li></ol>

I modelli animali di AVS sono comunemente usati per studiare gli aspetti patologici dell'AVS, tra cui l'inizio e la progressione dell'AVS. Questo protocollo introduce un nuovo modello di AVS di coniglio indotto da una lesione diretta da palloncino alla valvola aortica. In questo studio, il modello di lesione della valvola aortica ha mostrato un significativo ispessimento e calcificazione dei lembini. Rispetto al modello AVS lieve indotto dall'integrazione alimentare, la valvola aortica nel modello di lesione diretta con ...

È sempre più riconosciuto che l'uso di modelli animali appropriati può contribuire a una migliore comprensione dei meccanismi patologici alla base della stenosi della valvola aortica (AVS) a causa della mancanza di accesso a fonti affidabili di valvole aortiche umane malate associate alla progressione della stenosi aortica (SA). Tra i vari modelli animali per lo studio dell'AVS, i conigli sono uno dei modelli AVS di animali di grossa taglia più comunemente usati, e il modello di coniglio AVS è indotto attraverso l'integrazione di colesterolo/vitamina D2 o la manipolazione genetica 1,2,3,4.
Sebbene i modelli di AVS di coniglio abbiano fornito informazioni significative sullo sviluppo e la progressione dell'AVS, rimane ancora difficile indurre l'AVS in modo coerente e riproducibile, come si è visto nei nostri esperimenti preliminari.
Oltre ai modelli animali indotti dalla dieta e geneticamente suscettibili, è stato stabilito un nuovo modello di AVS attraverso lesioni meccaniche dirette nei topi 5,6. Il modello di lesione meccanica induce con successo la stenosi aortica e rappresenta un modello AVS semplice e riproducibile nei topi wild-type. Per quanto ne sappiamo, non ci sono stati studi precedenti che esaminassero gli effetti di una lesione meccanica sulla valvola aortica nei modelli di coniglio. Pertanto, questo studio fornisce una nuova procedura per indurre AVS nei conigli bianchi maschi della Nuova Zelanda attraverso una lesione diretta con palloncino alla valvola aortica, che può imitare accuratamente la condizione di stenosi aortica valvolare. Questo protocollo include descrizioni dettagliate della preparazione, della procedura chirurgica e delle cure post-operatorie, utili per indurre modelli di conigli AVS riproducibili.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-0 Silk suture</td>
			<td>AILEE</td>
			<td>SK312</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde(PFA)</td>
			<td>Intron</td>
			<td>IBS-BP031-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alizarin red Solution</td>
			<td>Millpore</td>
			<td>TMS-008-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ASAHI SION BLUE&#160;</td>
			<td>ASAHI</td>
			<td></td>
			<td>Guide wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Back Table Cover</td>
			<td>Yuhan kimberly</td>
			<td>80101-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balloon In-deflation Device</td>
			<td>Demax Medical</td>
			<td>DID30s</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bionet Veterinary monitor</td>
			<td>BIONET</td>
			<td>BM3 VET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C-Arm</td>
			<td>SIEMENS Healthcare GmbH</td>
			<td>Cios alpha</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Certified Rabbit Diet</td>
			<td>Purina</td>
			<td>5322</td>
			<td>4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, &#38; 1% Molasse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curadle Smart Incubator</td>
			<td>Autoelex</td>
			<td>CS-CV206</td>
			<td>Intensive Care Unit (ICU)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ergocalciferol</td>
			<td>Sigma-aldrich&#160;</td>
			<td>E5750</td>
			<td>Vitamin D2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fechtner conjunctiva forceps titanium</td>
			<td>WORLD PRECISSION Instrument</td>
			<td>WP1820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>HEBU</td>
			<td>HB203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gentamicin</td>
			<td>Shin Poong</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycopyrrolate&#160;</td>
			<td>SamChunDang</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Greenflex NS</td>
			<td>DAI HAN PHARM</td>
			<td></td>
			<td>Normal saline 500 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin solution</td>
			<td>Sigma-aldrich&#160;</td>
			<td>HT1079-1 SET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>JW pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td>25,000 U</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infusion set for single use</td>
			<td>SWOON MEDICAL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine</td>
			<td>Green pharmaceutical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodixanol</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>Visipaque</td>
			<td>Inflation solution (contrast agent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV catheter 22 G</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>382423</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV catheter 24 G</td>
			<td>BD</td>
			<td>382412</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketoprofen</td>
			<td>SamChunDang</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer-Lok syringe 10 mL</td>
			<td>Becton Dickinson Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer-Lok syringe 3 mL</td>
			<td>Becton Dickinson Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>OLYMPUS</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>HM 325</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MT stain kit</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>HT15-1kt</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needel holder</td>
			<td>Solco</td>
			<td>009-1304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Holder with Lock and Suture</td>
			<td>JEUNGDO BIO &#38; PLANT</td>
			<td>H-1222-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin</td>
			<td>LK LABKOREA</td>
			<td>H06-660-107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10010-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride 40</td>
			<td>Daihan Pharm</td>
			<td></td>
			<td>KCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prelude Ideal Hydrophilic Sheath</td>
			<td>MERIT MEDICAL</td>
			<td>PID4F11018SS</td>
			<td>Sheath 4F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTA Balloon Dilatation catheter</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>H749-3903280208-0</td>
			<td>Balloon catheter 8.0 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rompun</td>
			<td>Elanco</td>
			<td></td>
			<td>Xylaxine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile Gauze</td>
			<td>DAE HAN Medical</td>
			<td></td>
			<td>10 cm x 20 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gloves</td>
			<td>Ansell</td>
			<td>Ansell</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gown</td>
			<td>Yuhan kimberly</td>
			<td>90002-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scissors</td>
			<td>Nopa, Germany</td>
			<td>AC020/16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Tape</td>
			<td>3M micopore</td>
			<td>1530-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 1 mL</td>
			<td>Shin Chang Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 10 mL</td>
			<td>Shin Chang Medical</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue cassette</td>
			<td>Scilav korea</td>
			<td>Cas3003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transducer gel&#160;</td>
			<td>SUNGHEUNG</td>
			<td>SH102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tridol</td>
			<td>Yuhan Corp.</td>
			<td></td>
			<td>Tramadol HCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound system</td>
			<td>Philps</td>
			<td>Affiniti 50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Von Kossa stain kit</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab105689</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil 50</td>
			<td>Virbac korea</td>
			<td></td>
			<td>Tiletamine &#38; zolazepam</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rabbit aortic valve stenosis model induced by direct balloon injury

I modelli animali stanno emergendo come uno strumento importante per comprendere i meccanismi patologici alla base della stenosi della valvola aortica (AVS) a causa della mancanza di accesso a fonti affidabili di valvole aortiche umane malate. Tra i vari modelli animali, i modelli di coniglio AVS sono uno dei più comunemente utilizzati negli studi sugli animali di grandi dimensioni. Tuttavia, i modelli tradizionali di coniglio AVS richiedono un periodo a lungo termine di integrazione alimentare e manipolazione genetica per indurre una stenosi significativa nella valvola aortica, limitandone l'uso negli studi sperimentali. Per affrontare queste limitazioni, viene proposto un nuovo modello di coniglio AVS, in cui la stenosi è indotta da una lesione diretta del palloncino alla valvola aortica. Il presente protocollo descrive una tecnica di successo per l'induzione di AVS nei conigli bianchi neozelandesi (NZW), con procedure passo-passo per la preparazione, la procedura chirurgica e l'assistenza post-operatoria. Questo modello semplice e riproducibile offre un approccio promettente per lo studio dell'inizio e della progressione dell'AVS e fornisce uno strumento prezioso per studiare i meccanismi patologici alla base della malattia.

Modello di AVS di coniglio indotto da lesione della valvola aortica Per indurre il modello AVS del conio, per questo studio sono stati utilizzati conigli maschi NZW del peso di 3,5-4,0 kg. Secondo le procedure chirurgiche descritte nella fase 2 (Figura 2), il modello AVS è stato stabilito da una lesione della valvola aortica, che ha provocato la degenerazione meccanica della valvola aortica e la calcificazione. Il gruppo di controllo comprendeva conigli alimentati con un...

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A Rabbit Aortic Valve Stenosis Model Induced by Direct Balloon Injury

È necessario un modello animale appropriato per comprendere i meccanismi patologici alla base della stenosi della valvola aortica (AVS) e per valutare l'efficacia degli interventi terapeutici. Il presente protocollo descrive una nuova procedura per lo sviluppo del modello di coniglio AVS tramite una lesione diretta con palloncino in vivo.

Un modello di stenosi della valvola aortica di coniglio indotta da lesione diretta del palloncino

Animal models are emerging as an important tool to understand the pathologic mechanisms underlying aortic valve stenosis (AVS) because of the lack of ...

I modelli annuali stanno emergendo come uno strumento importante per comprendere i meccanismi patologici alla base della stenosi della valvola aortica a causa della mancanza di accesso a fonti affidabili di valvole aortiche umane malate. I modelli tradizionali di coniglio con stenosi della valvola aortica richiedono un'integrazione alimentare a lungo termine e una manipolazione genetica per indurre una stenosi significativa nella valvola aortica, limitandone l'uso negli studi sperimentali. Questa tecnica descrive una nuova procedura per indurre la stenosi della valvola aortica nei conigli attraverso una lesione diretta della valvola aortica, che può imitare accuratamente la condizione di un essere umano con stenosi aortica.A dimostrare la procedura saranno Eun-Hye Park, Jin-Moo Kim e Eunmi Lee, specialisti di ricerca del mio ente regolatore. Iniziare a preparare il set di cateteri a palloncino di dilatazione collegando il dispositivo di sgonfiaggio riempito con la miscela uno-a-uno di soluzione fisiologica e mezzo di contrasto disponibile in commercio alla parte Luer lock del catetere a palloncino. Dopo aver riempito il palloncino con una soluzione di gonfiaggio, rimuovere l'aria dal catetere a palloncino.Iniziare la procedura chirurgica inserendo un catetere endovenoso o endovenoso calibro 24 nella vena auricolare marginale del coniglio anestetizzato. Collegare un set di infusione con 100 unità per chilogrammo di soluzione salina eparinizzata eparina. Successivamente, collega il coniglio a un monitor veterinario multiparametrico per monitorare continuamente i segni vitali come il segnale di saturazione dell'ossigeno o la temperatura SpO2 e la pressione sanguigna.Dopo aver posizionato il coniglio in posizione supina su un tavolo operatorio dotato di fluoroscopia con arco a C, rimuovere il pelo dalla zona ventrale del collo utilizzando un tagliapeli per animali. Sterilizzare l'area dell'incisione con iodio e coprire il coniglio con asciugamani chirurgici. Per posizionare il cuore del coniglio, accendere l'arco a C e selezionare la modalità fluoroscopica per l'imaging cardiaco.Regolare la posizione del coniglio per assicurarsi che il cuore sia al centro del campo di imaging. Una volta regolata la posizione, praticare un'incisione longitudinale di circa tre centimetri nella pelle del collo e utilizzare le forbici chirurgiche per tagliare la fascia e il tessuto adiposo. Quindi separare con cura i muscoli fino a quando circa 3-3,5 centimetri dell'arteria carotide comune sinistra, o LCCA, sono esposti.Legare l'LCCA con una sutura di seta 3-0 nella parte superiore e all'estremità dell'LCCA esposto per interrompere il flusso sanguigno. Inserire un catetere endovenoso calibro 22 nell'LCCA. Quindi introdurre un filo guida da 0,016 pollici nel ventricolo sinistro attraverso il catetere endovenoso, assicurandosi che la punta del catetere sia posizionata correttamente nel campo di imaging dell'arco a C.Quindi, estrarre il catetere endovenoso, lasciando il filo guida prima di posizionare una guaina francese 4 sul filo guida nell'LCCA per introdurre il catetere a palloncino. Inserire con cautela il catetere a palloncino da otto millimetri sopra il filo guida nella valvola aortica sotto guida fluoroscopica con arco a C. Posizionare la punta del catetere a palloncino a circa uno o due centimetri distale dalla valvola aortica e gonfiare il palloncino spurgando la soluzione di gonfiaggio con un gonfiatore a pressione a sei atmosfere.Quindi, far avanzare il palloncino nel ventricolo sinistro o nell'apice del ventricolo sinistro e tirarlo indietro nell'uscita del ventricolo sinistro. Ripetere questa procedura cinque volte prima di sgonfiare il palloncino. Estrarre il catetere a palloncino e il filo guida, quindi rimuovere lentamente la guaina dall'LCCA e legare immediatamente l'LCCA con la sutura durante la discesa verso la valvola aortica.Pulire l'area dell'incisione con soluzione fisiologica per rimuovere i coaguli di sangue. Ispezionare il sito perforato per il sanguinamento arterioso prima di chiudere il muscolo e la pelle con una sutura 3-0 non assorbibile. Una volta fatto, sterilizzare la ferita con lo iodio.Dopo l'intervento, rimuovere i cerotti e le clip di monitoraggio e tenere il coniglio in un'incubatrice per terapia intensiva. Dopo otto settimane dalla lesione con palloncino, posizionare il coniglio anestetizzato su un tavolo ecografico in posizione supina. Applicare il gel del trasduttore ad ultrasuoni sul petto dopo aver rasato la zona del torace.Regolare il trasduttore per ottenere la vista peristernale sull'asse lungo e la vista peristernale sull'asse corto della valvola aortica. Utilizzare la modalità di imaging per registrare le immagini della valvola aortica e salvarle per un'analisi successiva. La valutazione del cambiamento strutturale nella valvola aortica ha rivelato che otto settimane dopo la lesione della valvola aortica, le cuspidi erano ispessite e il movimento era limitato nei conigli feriti alimentati con la dieta ad alto contenuto di colesterolo e vitamina D2 rispetto ai conigli di controllo o di tipo selvatico, e i conigli alimentati con la dieta ad alto contenuto di colesterolo e vitamina D2 senza lesioni valvolari.I conigli sono stati sacrificati e i cuori sono stati asportati otto settimane dopo la lesione per l'analisi istologica della valvola aortica. La valvola aortica colorata con la tricromica di Masson ha mostrato un aumento dello spessore delle cuspidi della valvola aortica nel gruppo danneggiato rispetto al controllo nei gruppi indotti dalla dieta con colesterolo alto e vitamina D2. La colorazione con Alizarin Red e la colorazione di Von Kossa sono state eseguite per confrontare il grado di depositi valvolari di calcio indicavano depositi di calcio trascurabili nei lembi valvolari nel gruppo indotto da colesterolo alto e vitamina D2.Al contrario, sono stati osservati significativi depositi calcifici nel gruppo con palloncino ferito. La tecnica di successo per indurre la stenosi della valvola artica, nel modello di coniglio, è qui dimostrata con una spiegazione passo-passo di una lesione diretta della valvola aortica causata da palloncino. Questo modello semplice e riproducibile offre un approccio promettente per studiare l'inizio e la progressione della stenosi della valvola aortica e fornisce uno strumento prezioso per studiare i meccanismi patologici alla base della stenosi della valvola aortica.

Research

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Medicine

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