Name: noninvasive intratracheal lipopolysaccharide instillation in mice
Uploaded: 2023-03-31T13:40:00
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Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (No.: 81903902), la China Postdoctoral Science Foundation (No.: 2019M663457), le Sichuan Science and Technology Program (No.: 2020YJ0172) et le Xinglin Scholar Research Premotion Project de l’Université de Chengdu de TCM (No.: QJRC2022053).

Le protocole d’expérimentation animale a été examiné et approuvé par le Comité de gestion de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu (dossier n° 2021-11). Des souris C57/BL mâles (20-25 g, âgées de 6 à 8 semaines) ont été utilisées pour la présente étude. Les souris ont été gardées dans une chambre animale et étaient libres de boire et de manger pendant l’expérience.
1. Préparation
<ol><li>Assurez-vous que la plate-forme d’...

<ol>
	<li>Xia, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effect+of+human+amnion+epithelial+cells+through+endotracheal+instillation+against+lipopolysaccharide-induced+acute+lung+injury+in+mice.">Protective effect of human amnion epithelial cells through endotracheal instillation against lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice.</a> Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 33 (1), 7-11 (2017).</li><li>Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+lung+injury:+A+clinical+and+molecular+review.">Acute lung injury: A clinical and molecular review.</a> Archives of Pathology and Lab Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).</li><li>Ware, L. B., Matthay, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+acute+respiratory+distress+syndrome.">The acute respiratory distress syndrome.</a> The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1334-1349 (2000).</li><li>Fan, E., Brodie, D., Slutsky, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+respiratory+distress+syndrome:+Advances+in+diagnosis+and+treatment.">Acute respiratory distress syndrome: Advances in diagnosis and treatment.</a> JAMA. 319 (7), 698-710 (2018).</li><li>Meyer, N. J., Gattinoni, L., Calfee, C. 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(52), e2581 (2011).</li><li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Panaxydol+attenuates+ferroptosis+against+LPS-induced+acute+lung+injury+in+mice+by+Keap1-Nrf2/HO-1+pathway.">Panaxydol attenuates ferroptosis against LPS-induced acute lung injury in mice by Keap1-Nrf2/HO-1 pathway.</a> Journal of Translational Medicine. 19 (1), 96 (2021).</li><li>Zhou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+epoxide+hydrolase+inhibitor+attenuates+lipopolysaccharide-induced+acute+lung+injury+and+improves+survival+in+mice.">Soluble epoxide hydrolase inhibitor attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury and improves survival in mice.</a> Shock. 47 (5), 638-645 (2017).</li><li>Nosaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+tube+length+of+orotracheal+intubation+for+mice.">Optimal tube length of orotracheal intubation for mice.</a> Laboratory Animals. 53 (1), 79-83 (2019).</li><li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes.">Anaesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 89 (3), 337-342 (2018).</li><li>Ehrentraut, H., Weisheit, C. K., Frede, S., Hilbert, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducing+acute+lung+injury+in+mice+by+direct+intratracheal+lipopolysaccharide+instillation.">Inducing acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation.</a> Journal of Visualized Experiments. (149), e59999 (2019).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STAT6+inhibits+ferroptosis+and+alleviates+acute+lung+injury+by+regulating+P53/SLC7A11+pathway.">STAT6 inhibits ferroptosis and alleviates acute lung injury by regulating P53/SLC7A11 pathway.</a> Cell Death &amp; Disease. 13 (6), 530 (2022).</li><li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+operational+tolerance+and+generation+of+regulatory+cells+after+intratracheal+delivery+of+alloantigen+combined+with+nondepleting+anti-CD4+monoclonal+antibody.">Induction of operational tolerance and generation of regulatory cells after intratracheal delivery of alloantigen combined with nondepleting anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 76 (9), 1305-1314 (2003).</li><li>Lan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+mammalian+target+of+rapamycin+(mTOR)+in+a+murine+model+of+lipopolysaccharide+(LPS)+-induced+acute+lung+injury+(ALI).">Activation of mammalian target of rapamycin (mTOR) in a murine model of lipopolysaccharide (LPS) -induced acute lung injury (ALI).</a> Peking Union Medical College. , (2010).</li><li>Lv, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tenuigenin+ameliorates+acute+lung+injury+by+inhibiting+NF-&#954;B+and+MAPK+signalling+pathways.">Tenuigenin ameliorates acute lung injury by inhibiting NF-&#954;B and MAPK signalling pathways.</a> Respiratory Physiology &amp; Neurobiology. 216, 43-51 (2015).</li><li>Yang, H., Lv, H., Li, H., Ci, X., Peng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oridonin+protects+LPS-induced+acute+lung+injury+by+modulating+Nrf2-mediated+oxidative+stress+and+Nrf2-independent+NLRP3+and+NF-&#954;B+pathways.">Oridonin protects LPS-induced acute lung injury by modulating Nrf2-mediated oxidative stress and Nrf2-independent NLRP3 and NF-&#954;B pathways.</a> Cell Communication and Signaling. 17 (1), 62 (2019).</li><li>Im, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+orthotopic+lung+cancer+mouse+model+via+thoracotomy+and+orotracheal+intubation+enabling+in+vivo+imaging+studies.">Improvement of orthotopic lung cancer mouse model via thoracotomy and orotracheal intubation enabling in vivo imaging studies.</a> Laboratory Animals. 48 (2), 124-131 (2014).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42 (2), 222-230 (2008).</li><li>Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+orotracheal+intubation+in+mice.">Repeated orotracheal intubation in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (157), e60844 (2020).</li><li>Zhang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microvesicles+packaging+IL-1&#946;+and+TNF-&#945;+enhance+lung+inflammatory+response+to+mechanical+ventilation+in+part+by+induction+of+cofilin+signaling.">Microvesicles packaging IL-1&#946; and TNF-&#945; enhance lung inflammatory response to mechanical ventilation in part by induction of cofilin signaling.</a> International Immunopharmacology. 63, 74-83 (2018).</li><li>Feng, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+study+of+different+intratracheal+instillation+in+acute+lung+injury+model+of+mice.">Comparative study of different intratracheal instillation in acute lung injury model of mice.</a> Jilin University. , (2010).</li><li>Chen, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+acute+lung+injury+mice+model+established+by+intranasal+and+intratracheal+instillation+of+lipopolysaccharide.">Comparison of acute lung injury mice model established by intranasal and intratracheal instillation of lipopolysaccharide.</a> Pharmacology and Clinics of Chinese Materia Medica. 38 (02), 222-227 (2022).</li><li>Luckow, B., Lehmann, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+bronchoalveolar+lavage+in+mice+by+orotracheal+intubation+avoiding+tracheotomy.">A simplified method for bronchoalveolar lavage in mice by orotracheal intubation avoiding tracheotomy.</a> BioTechniques. 71 (4), 534-537 (2021).</li><li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung.">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).</li></ol>

Dans un premier temps, nous avons regardé à l’intérieur de la cavité buccale pour trouver l’emplacement de la trachée19. Cependant, au cours de ce processus, nous avons découvert que la trachée des souris C57 / BL est étroite, ce qui rend difficile de trouver l’emplacement correct par cette méthode sans l’aide d’équipements tels qu’un endoscope20. Après une exploration plus approfondie, nous avons constaté que la lumière de la lampe à intubateur po...

Les lésions pulmonaires aiguës (LAI) sont un syndrome clinique courant. Sous une variété de facteurs pathogènes, la perturbation de la barrière physiologique des cellules épithéliales pulmonaires et des cellules endothéliales vasculaires entraîne une augmentation de la perméabilité alvéolaire, entraînant ainsi une diminution de la compliance pulmonaire, un œdème pulmonaire et une hypoxémie sévère1. Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) est la forme la plus grave de LAI. L’inflammation incontrôlée et les dommages causés par le stress oxydatif sont considérés comme les principales causes de l’ALI et du SDRA2 plus grave. Lorsque les cellules épithéliales alvéolaires sont directement endommagées en raison d’un traumatisme, la chaîne de réponse inflammatoire des macrophages alvéolaires est activée, entraînant une inflammation du poumon3. À l’échelle mondiale, il y a plus de 3 millions de patients atteints de SDRA aigu par an, et ils représentent environ 10 % des admissions en unité de soins intensifs; De plus, le taux de mortalité dans les cas graves atteint 46 %4,5,6. Par conséquent, il est nécessaire d’établir un modèle animal approprié d’ALI pour étudier sa pathogenèse. La souris est l’animal expérimental le plus couramment utilisé dans l’étude de l’ALI, car ses voies respiratoires peuvent bien simuler les voies respiratoires humaines pour les études sur l’ALI. De plus, l’ALI se manifeste par une infiltration massive de cellules inflammatoires, une augmentation de la perméabilité vasculaire pulmonaire et un œdème pulmonaire. Les changements dans les cytokines inflammatoires dans le sérum et le rapport poids sec-humide des poumons reflètent le degré d’ALI7.
À l’heure actuelle, les principales méthodes de modélisation de l’ALI induite par le LPS chez la souris comprennent l’intubation trachéale intranasale et chirurgicale 8,9. Ici, nous proposons une nouvelle méthode pour délivrer du LPS dans la trachée par intubation oropharyngée non invasive. Cette méthode utilise un intubateur éclairé pour trouver la trachée de la souris, puis délivre du LPS dans la trachée et les poumons. Cette méthode délivre le LPS aux poumons avec plus de précision que la méthode d’administration intranasale. Par rapport à l’intubation trachéale chirurgicale, cette méthode ne nécessite pas de chirurgie, évite de causer des plaies et réduit la douleur chez la souris10. Par conséquent, cette méthode peut être utilisée pour établir un modèle murin plus convaincant de l’IAL.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Lipopolysaccharide</td>
			<td>MERK</td>
			<td>L4130</td>
			<td>LPS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microliter Syringes</td>
			<td>SHANGHAI GAOGE INDUSTRY AND TRADE CO., LTD</td>
			<td>10028505008124</td>
			<td>To deliver LPS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse cannula</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>803-03008-00</td>
			<td>Mouse cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse intubation kit</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>903-03027-00</td>
			<td>Including a base, a riser, a intubator, a surgical forceps and some strings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette</td>
			<td>Biosharp life science</td>
			<td>BS-XG-03</td>
			<td>To verify the success of intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital sodium</td>
			<td>Beijing Chemical Co., China</td>
			<td>20220918</td>
			<td>To anesthetize mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

noninvasive intratracheal lipopolysaccharide instillation in mice

Le modèle murin de lésion pulmonaire aiguë (LAI) induite par le lipopolysaccharide (LPS) ou l’endotoxine est toujours parmi les modèles les plus couramment utilisés dans les études animales de lésions pulmonaires aiguës ou d’inflammation aiguë. Les méthodes actuellement les plus couramment utilisées dans les modèles murins de lésions pulmonaires aiguës sont l’injection intrapéritonéale de LPS et la trachéotomie pour la perfusion trachéale de LPS. Cependant, la première méthode manque de ciblage pulmonaire et endommage d’autres organes, et la dernière méthode induit un traumatisme opératoire, un risque d’infection et un faible taux de survie. Ici, nous recommandons une méthode d’intubation endotrachéale oropharyngée non invasive pour l’instillation de LPS chez la souris. Dans cette méthode, le LPS est introduit de manière non invasive dans la trachée par la cavité oropharyngée pour être instillé dans les poumons à l’aide d’un appareil d’intubation endotrachéale. Cette méthode assure non seulement le ciblage pulmonaire, mais évite également les dommages et le risque de mort chez les animaux. Nous nous attendons à ce que cette approche soit largement utilisée dans le domaine des lésions pulmonaires aiguës.

La méthode proposée pour l’instillation de LPS chez la souris a été vérifiée en évaluant l’expression de la cytokine inflammatoire TNF-α et le rapport poids sec-humide des poumons 12 h après l’instillation de LPS. Il y avait quatre groupes dans l’expérience: témoin à blanc (sans aucun traitement), intubation chirurgicale16, intranasale17,18 et intubation oropharyngée non invasive (n = 6...

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Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice

Ici, nous proposons un protocole pour l’administration intratrachéale de lipopolysaccharides (LPS) via une intubation endotrachéale oropharyngée non invasive. Cette méthode minimise le traumatisme de l’intervention chirurgicale pour l’animal et délivre avec précision le LPS à la trachée, puis aux poumons.

Instillation intratrachéale non invasive de lipopolysaccharides chez la souris

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of ...

Notre protocole propose une nouvelle méthode d’administration non invasive du LPS de la trachée au poumon, avec plus de précision. Les personnes qui essaient cette méthode pour la première fois devraient faire beaucoup d’efforts pour trouver la position de la trachée. Pour préparer la plate-forme d’intubation, passez la ficelle à travers les deux trous et attachez ses extrémités aux petites saillies au sommet du riser.Ensuite, fixez deux élastiques à chaque extrémité du trombone et collez-les à l’arrière de la colonne montante. Enfin, fixez la colonne montante à la base à un angle de 90 degrés. Assemblez la canule sur un stylo canule et allumez la lumière du stylo.Ensuite, désinfectez les petites pinces chirurgicales et la pipette Pasteur en utilisant 70% d’alcool. Pour préparer la solution du composé d’essai, ajouter trois milligrammes de lipopolysaccharide, ou LPS, dans un millilitre de pH 7,2 PBS. Ensuite, dissoudre 10 milligrammes de pentobarbital sodique dans un millilitre de solution saline normale et filtrer la solution à l’aide d’un filtre à seringue de 0,45 micromètre.Placez la souris anesthésiée sur la plateforme d’intubation. Ensuite, fixez les dents de devant supérieures avec la ficelle et les deux avant-pieds avec les élastiques. À l’aide d’une pince à épiler, retirez la langue et tenez-la.Poussez lentement la canule le long de la bouche jusqu’à l’épiglotte mandibulaire. Localisez la trachée avec la lumière du stylo canule et insérez-y lentement la canule. Retirez ensuite le stylo d’intubation en laissant la canule à l’intérieur.Insérez la pipette Pasteur dans le joint de la canule et appuyez sur la tête. Après une intubation endotrachéale réussie, à l’aide d’une microseringue à tête plate, instiller la solution de LPS préparée à raison de trois milligrammes par kilogramme à travers la canule. Une fois terminé, sortez la microseringue et la canule.Retirez la souris de la plate-forme d’intubation et placez-la dans une cage séparée pour récupérer. Observez l’état respiratoire de la souris jusqu’à ce qu’elle récupère et reprenne conscience. 12 heures après l’instillation trachéale de LPS, l’expression d’une cytokine inflammatoire, le TNF-alpha, et le rapport poids sec-humide des poumons ont été évalués et comparés à d’autres méthodes d’instillation.Les taux sériques de TNF-alpha dans le groupe d’intubation oropharyngée non invasive ont été significativement augmentés par rapport au groupe témoin blanc. Le rapport poumon poids sec-humide a également été augmenté, atteignant le même niveau que dans le groupe d’intubation trachéale chirurgicale. Il est important de ne pas gratter la trachée dans le processus de recherche de l’emplacement de la trachée.La technique pourrait également être utilisée pour administrer d’autres médicaments qui doivent atteindre les poumons de manière non invasive.

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