Name: normothermic ex vivo liver machine perfusion in mouse
Uploaded: 2023-09-25T14:25:00
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Durante la stesura di questo documento, ho ricevuto un grande sostegno e assistenza. Vorrei ringraziare in particolare il mio compagno di squadra XinPei Chen per la sua meravigliosa collaborazione e il supporto paziente durante la mia operazione.

Gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti secondo le attuali normative e linee guida tedesche per il benessere degli animali e le linee guida ARRIVE per la segnalazione della ricerca sugli animali. Il protocollo di sperimentazione animale è stato approvato dal Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Turingia, Germania (numero di approvazione: UKJ - 17 - 106).
NOTA: I topi maschi C57BL/6J del peso di 34 ± 4 g (errore medio ± standard della media [SEM]) sono stati utilizzati come...

Passaggi critici nel protocollo I due passaggi cruciali nell'espianto di fegato sono l'incannulamento della vena porta (PV) e il successivo incannulamento del dotto biliare (BD). Questi passaggi sono di fondamentale importanza per garantire il successo del prelievo degli organi e delle successive procedure di perfusione o trapianto.
Sfide e soluzioni L'incannulamento fotovoltaico presenta tre sfide: lesione della parete del vaso, spostamento del catetere...

Il trapianto di fegato rappresenta il trattamento gold standard per gli individui con malattia epatica allo stadio terminale. Purtroppo, la domanda di organi da donatore supera l'offerta disponibile, portando a una carenza significativa. Nel 2021, circa 24.936 pazienti erano in lista d'attesa per un trapianto di fegato, mentre solo 9.234 trapianti sono stati eseguiti con successo1. La significativa disparità tra l'offerta e la domanda di innesti di fegato evidenzia la pressante necessità di studiare strategie alternative per ampliare il pool di donatori e migliorare l'accessibilità degli innesti di fegato. Un modo per espandere il pool di donatori consiste nell'utilizzare donatori marginali2. I donatori marginali includono quelli con età avanzata, steatosi moderata o grave. Sebbene il trapianto di organi marginali possa produrre risultati favorevoli, i risultati complessivi rimangono non ottimali. Di conseguenza, è attualmente in corso lo sviluppo di strategie terapeutiche volte a migliorare la funzione dei donatori marginali 3,4.
Una delle strategie è quella di utilizzare la perfusione della macchina, in particolare la perfusione della macchina ossigenata normotermica, per migliorare la funzione di questi organi marginali5. Tuttavia, esiste ancora una comprensione limitata dei meccanismi molecolari che sono alla base degli effetti benefici della perfusione normotermica ossigenata (NEVLP). I topi, con la loro abbondante disponibilità di ceppi geneticamente modificati, servono come modelli preziosi per studiare i percorsi molecolari. Ad esempio, l'importanza delle vie autofagiche nel mitigare il danno da ischemia-riperfusione epatica è stata sempre più riconosciuta 6,7. Un'importante via molecolare nel danno da ischemia-riperfusione epatica è la via 8 di miR-20b-5p/ATG7. Attualmente, sono disponibili un certo numero di ceppi di topi knockout ATG e knock-out condizionali, ma nessun ceppo di ratto corrispondente9.
Sulla base di questo background, l'obiettivo era quello di generare una piattaforma NEVLP miniaturizzata per innesti di fegato di topo. Questa piattaforma faciliterebbe l'esplorazione e la valutazione di potenziali strategie geneticamente modificate volte a migliorare la funzionalità del fegato del donatore. Inoltre, era essenziale che il sistema fosse adatto alla perfusione a lungo termine, consentendo il trattamento ex vivo del fegato, comunemente indicato come "riparazione d'organo".
Considerando la limitata disponibilità di dati in vitro rilevanti sulla perfusione epatica di topo, la revisione della letteratura si è concentrata su studi condotti sui ratti. Una ricerca sistematica della letteratura che va dal 2010 al 2022 è stata eseguita utilizzando parole chiave come "perfusione epatica normotermica", "ex vivo o in vitro" e "ratti". Questa ricerca mirava a identificare le condizioni ottimali nei roditori, permettendoci di determinare l'approccio più appropriato.
Il sistema di perfusione è costituito da un serbatoio tampone di vetro sigillato con camicia d'acqua, una pompa a rulli peristaltica, un ossigenatore, una trappola a bolle, uno scambiatore di calore, una camera d'organo e un sistema di tubi ciclici chiusi (Figura 1). Il sistema garantisce il mantenimento preciso di una temperatura di perfusione costante di 37 °C utilizzando una macchina termostatica dedicata. La pompa a rulli peristaltici guida il flusso del perfusato in tutto il circuito. Il circuito di perfusione inizia nel serbatoio isolato con camicia d'acqua. Successivamente, il perfusato viene diretto attraverso l'ossigenatore, che riceve una miscela di gas del 95% di ossigeno e del 5% di anidride carbonica da una bombola di gas dedicata. Dopo l'ossigenazione, il perfusato passa attraverso la trappola a bolle, in cui eventuali bolle intrappolate vengono reindirizzate al serbatoio dalla pompa peristaltica. Il perfusato rimanente scorre attraverso lo scambiatore di calore ed entra nella camera dell'organo, da dove ritorna al serbatoio.
Qui, riportiamo le nostre esperienze nella creazione di un NEVLP per fegati di topo e condividiamo i risultati promettenti di un esperimento pilota eseguito utilizzando il mezzo ossigenato senza vettori di ossigeno.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 ml Micro Tube PP</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>72699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 Fr Rubber Cannula</td>
			<td>Vygon</td>
			<td>Sample Cannula</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 &#181;L Micro Syringe</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>701N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 Fr Rubber Cannula</td>
			<td>Vygon</td>
			<td>Sample Cannula</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 G Butterfly Cannula</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>SR+OF2419</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 G Butterfly Cannula</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>SR+DU2619WX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G Hypodermic Needle</td>
			<td>Sterican</td>
			<td>100246</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Syringe Pump</td>
			<td>Braun</td>
			<td>110356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 Perma-Hand Seide</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>639H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arterial Clip</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BH014R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclavable Moist Chamber</td>
			<td>Hugo Sachs Elektronik</td>
			<td>73-4733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Big Cotton Applicator&#160;</td>
			<td>NOBA Verbandmittel Danz GmbH</td>
			<td>974018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bubble Trap</td>
			<td>Hugo-Sachs-Elektronik</td>
			<td>V83163</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenovet (0.3 mg / ml)</td>
			<td>Elanco</td>
			<td>/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CIDEX OPA solution (2 L)</td>
			<td>Cilag GmbH</td>
			<td>20391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Unit for Monopolar Cutting VIO&#174; 50 C</td>
			<td>ERBE</td>
			<td>/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum(500 ml)&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F7524-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas Mixture (95 % oxygen &#38; 5 % carbon dioxide)</td>
			<td>House Supply</td>
			<td>/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Circulating Baths</td>
			<td>Harvard-Apparatus</td>
			<td>75-0310</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin 5000 (I.E. /5 ml)</td>
			<td>Braun</td>
			<td>1708.00.00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrocortisone (100 mg / 2 ml)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>15427276</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin(100 IE / ml)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>I0516-5ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors&#160;</td>
			<td>Fine Science Instruments</td>
			<td>15000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isofluran (250 ml)</td>
			<td>Cp-Pharma</td>
			<td>1214</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Membrane Oxygenator</td>
			<td>Hugo Sachs Elektronik</td>
			<td>T18728</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgery Microscope&#160;</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse Retractor Set&#160;</td>
			<td>Carfil Quality</td>
			<td>180000056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoZoomer 2.0 HT</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-Woven Sponges&#160;</td>
			<td>Kompressen</td>
			<td>866110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin Streptomycin (1 mg / ml)&#160;</td>
			<td>C.C.Pro</td>
			<td>Z-13-M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion Extension Tube (30 cm)</td>
			<td>Braun</td>
			<td>4256000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic Pump</td>
			<td>Harvard-Apparatus</td>
			<td>P-70</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishc 100x15 mm</td>
			<td>VWR&#174;</td>
			<td>391-0578</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidon-Jod (Vet-Sep Spray)</td>
			<td>Livisto</td>
			<td>799-416</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure Transducer Simulator</td>
			<td>UTAH Medical Products</td>
			<td>650-950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reusable Blood Pressure Transducers</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td>MLT-0380/D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S &#38; T Vessel Cannulation Forceps</td>
			<td>Fine Science Instruments</td>
			<td>00608-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Cotton Applicator</td>
			<td>NOBA Verbandmittel Danz GmbH</td>
			<td>974116</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Forceps 10 cm&#160;</td>
			<td>Fine Science Instruments</td>
			<td>00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture Tying Forceps</td>
			<td>Fine Science Instruments</td>
			<td>11063-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 50ml Original Perfusor</td>
			<td>Braun</td>
			<td>8728810F-06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UT - 03 Cannula</td>
			<td>Unique Medical, Japan</td>
			<td>/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Instruments</td>
			<td>15018-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Veterinary Saline (500 ml)</td>
			<td>WDT</td>
			<td>18X1807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water Jacketed Reservoir&#160; 2 L</td>
			<td>Harvard-Apparatus</td>
			<td>73-3441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>William&#39;s E Medium (500 ML)</td>
			<td>Thermofischer Scientific</td>
			<td>A1217601</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

normothermic ex vivo liver machine perfusion in mouse

Questo protocollo presenta un sistema NEVLP ottimizzato privo di eritrociti utilizzando fegati di topo. La conservazione ex vivo dei fegati di topo è stata ottenuta impiegando cannule modificate e tecniche adattate dalle tradizionali apparecchiature commerciali di perfusione ex vivo . Il sistema è stato utilizzato per valutare i risultati di conservazione dopo 12 ore di perfusione. I topi C57BL / 6J sono serviti come donatori di fegato e i fegati sono stati espiantati inannulando la vena porta (PV) e il dotto biliare (BD), e successivamente lavando l'organo con soluzione salina eparinizzata calda (37 ° C). Quindi, i fegati espiantati sono stati trasferiti nella camera di perfusione e sottoposti a perfusione normotermica ossigenata (NEVLP). I campioni di perfusato in ingresso e in uscita sono stati raccolti a intervalli di 3 ore per l'analisi del perfusato. Al termine della perfusione, sono stati ottenuti campioni di fegato per l'analisi istologica, con integrità morfologica valutata utilizzando Suzuki-Score modificato attraverso la colorazione dell'ematossilina-eosina (HE). Gli esperimenti di ottimizzazione hanno prodotto i seguenti risultati: (1) i topi di peso superiore a 30 g sono stati ritenuti più adatti per l'esperimento a causa delle maggiori dimensioni del loro dotto biliare (BD). (2) una cannula in poliuretano da 2 Fr (diametro esterno = 0,66 mm) era più adatta per l'incannulamento della vena porta (PV) rispetto a una cannula in polipropilene. Ciò è stato attribuito alla maggiore presa del materiale poliuretanico, con conseguente riduzione dello slittamento del catetere durante il trasferimento dal corpo alla camera dell'organo. (3) per l'incannulamento del dotto biliare (BD), una cannula in poliuretano da 1 Fr (diametro esterno = 0,33 mm) è risultata più efficace rispetto alla cannula in polipropilene UT - 03 (diametro esterno = 0,30 mm). Con questo protocollo ottimizzato, i fegati di topo sono stati conservati con successo per una durata di 12 ore senza un impatto significativo sulla struttura istologica. La colorazione dell'ematossilina-eosina (HE) ha rivelato un'architettura morfologica ben conservata del fegato, caratterizzata da epatociti prevalentemente vitali con nuclei chiaramente visibili e lieve dilatazione delle sinusoidi epatiche.

Istituzione della procedura chirurgica Un totale di 17 animali sono stati utilizzati per questo esperimento: 14 topi sono stati impiegati per ottimizzare il processo di approvvigionamento degli organi, compreso l'incannulamento della vena porta (PV) e del dotto biliare (BD), mentre 3 topi sono stati utilizzati per convalidare la procedura (Tabella 1). I risultati istologici (Figura 3) sono stati confrontati per facilitare l'identificazione della condizion...

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Normothermic Ex Vivo Liver Machine Perfusion in Mouse

È stato creato un sistema di perfusione epatica normotermica ex vivo (NEVLP) per i fegati di topo. Questo sistema richiede esperienza in microchirurgia, ma consente risultati di perfusione riproducibili. La capacità di utilizzare fegati di topo facilita lo studio dei percorsi molecolari per identificare nuovi additivi perfufulati e consente l'esecuzione di esperimenti incentrati sulla riparazione degli organi.

Perfusione della macchina epatica Normothermic Ex Vivo nel topo

This protocol presents an optimized erythrocytes-free NEVLP system using mouse livers. Ex vivo preservation of mouse livers was achieved by employing ...

Perfusione della macchina epatica ex-vivo normomica nel topo. La perfusione epatica ossigenata normadremica è una strategia promettente per salvare gli organi marginali ed è stata recentemente introdotta nella pratica clinica. Tuttavia, i meccanismi molecolari sottostanti non sono ben compresi.È necessario un modello murino per studiare ulteriormente i percorsi molecolari, sfruttando animali geneticamente modificati, come i topi transgenici, quindi in attesa di stabilire un sistema di perfusione normotermica ossigenata per fegati di topo. Ecco uno schema del nostro intero sistema. Innanzitutto, l'intero sistema è controllato a 37 gradi centigradi da un controller termostatico attraverso la circolazione dell'acqua.Il perfulato viene pompato dal serbatoio da una pompa peristaltica in un ossigenatore. C'è un flusso di gas ininterrotto del 95% di ossigeno e del 5% di anidride carbonica nell'ossigenatore. Il perfusato passa quindi attraverso una trappola a bolle.Il perfusato con bolle d'aria viene pompato nel serbatoio sotto pressione. Il perfusato rimanente scorre verso la camera dell'organo dove il tubo è collegato alla vena porta. Il perfusato viene drenato dal fegato attraverso il cava sopraepatico nella camera dell'organo.Il deflusso del perfulato dalla camera dell'organo viene diretto verso il serbatoio dalla pompa peristaltica. Un tubo di drenaggio della bile è collegato alla camera dell'organo per raccogliere la bile. Questo è il nostro tavolo operatorio.Tutti gli interventi chirurgici vengono eseguiti al microscopio. Manteniamo condizioni operative semi-sterili durante tutta la procedura chirurgica. Tenere la cannula del tubo francese con una pinza.Penetrare la parete della cannula con un ago da 30G a un centimetro di distanza dall'estremità della cannula. Spingere l'ago attraverso la cannula fino a quando la punta dell'ago diventa visibile. Ecco un'immagine di confronto del catetere 26G e della cannula autocostruita; Entrambi sono adatti per l'incannulamento del portale del mouse.Preparare 25 millilitri di soluzione salina eparinizzata con una concentrazione finale di 2.500 unità internazionali per millilitro e posizionare la siringa nell'incubatore impostato a 40 gradi centigradi. Ecco i componenti principali del sistema di perfusione della macchina normotermica ex-vivo. I componenti includono principalmente la camera dell'organo, la macchina termostatica, la pompa a rulli, l'ossigenatore e il serbatoio.Qui puoi vedere una configurazione dettagliata della nostra camera d'organo. Fondamentalmente, è composto da un corpo della camera dell'organo, un sensore di pressione, uno scambiatore di calore e una trappola a bolle. Abbiamo installato un ingresso di perfuso, un'uscita di perfuso e una porta di drenaggio della bile.Questo è il sistema di monitoraggio ADI che utilizziamo per monitorare la pressione della vena porta. Il sistema ADI è costituito da un sensore di pressione, un controller centrale e display. Attiva il programma LabChart per il monitoraggio della pressione.La calibrazione e l'azzeramento sono necessari prima di ogni utilizzo del sensore di pressione. Utilizzare mercurio da zero millimetri e mercurio da 20 millimetri come indicatori per calibrare il sensore di pressione per la calibrazione in due fasi. Sulla base del monitoraggio costante della pressione del portale, possiamo regolare il flurano del portale in base alle variazioni di pressione.A volumi uguali di perfulato al serbatoio e alla camera dell'organo per innescare il sistema, è necessario prestare particolare attenzione al mantenimento della sterilità durante il processo di riempimento. Collegare la camera di induzione con una presa a muro. Portare l'ossigeno a 0,5 litri al minuto.Portare l'isoflurano al 3%Posizionare l'animale in camera fino a raggiungere l'anestesia profonda. Utilizzare micro siringa per applicare la dose adattata al peso corporeo di analgesia. Qui, sette microlitri di buprenorfina.Ora, iniziamo l'operazione chirurgica. Fai un'incisione trasversale nella zona addominale del topo. L'incisione cutanea si estende alla linea ascellare bilaterale della carne su entrambi i lati.Fare con attenzione un'incisione longitudinale lungo la linea alba. Tagliare lo strato muscolare addominale con elettrocoagulazione e forbici. Posizionare con cura un pezzo di garza bagnata per proteggere il fegato dall'elettrocoagulazione.Esporre completamente la cavità addominale del topo. Spostare con attenzione l'intestino tenue fuori dalla cavità addominale con un batuffolo di cotone bagnato per esporre completamente l'ilo. Di seguito è mostrato un diagramma schematico dell'incannulamento della vena porta e dell'incannulamento del dotto biliare.Fondamentalmente, scegliamo la cannula appropriata in base alle dimensioni del mouse e utilizziamo la sutura di seta 6-0 per la fissazione della cannula. Liberare con cura il dotto biliare comune usando una pinza curva fine senza denti. Il dotto biliare comune è molto facilmente danneggiato e si rompe.Una volta che si rompe, non può essere incannulato. A causa della direzione della posizione anatomica, le pinze curve sono più facili da usare. Posizionare due anelli di sutura di seta 6-0 sul dotto biliare comune in preparazione per il passaggio successivo.Forare accuratamente il dotto biliare con un ago da 30 G. Utilizzare una pinza curva appuntita per allargare i piccoli fori, in modo che possa alimentare l'incannulamento del dotto biliare. Utilizzare una pinza per l'incannulamento dei vasi attraverso la cannula del dotto biliare e spingerla nel dotto biliare. Nota.Al momento dell'incannulamento, sentirai la resistenza portata dalla bile. Se la forza non è ben controllata, la cannula verrà spinta fuori dalle vie biliari dalla pressione del deflusso biliare. Regolare con attenzione la profondità della cannula.Se è troppo profondo, può danneggiare il dotto biliare e, se non è abbastanza profondo, potrebbe scivolare fuori. Il flusso biliare può essere osservato nella cannula dopo l'incannulamento riuscito. Bloccare la vena porta con una pinza piatta e liberare con cura il tessuto connettivo con una pinza curva.Non tirare forte qui, in modo da non causare lacerazione della vena porta. Una volta che la vena porta è danneggiata, è difficile rec cannulare la vena porta. Posizionare due 6-0 setura Loop sulla vena porta libera.Utilizzare una clip arteriosa per chiudere la vena porta distale. Forare con molta attenzione la vena porta con una delle cannule della vena porta di cui sopra. Il flusso sanguigno può essere chiaramente osservato all'interno della cannula dopo una puntura di successo.Prendi la soluzione salina di eparina preriscaldata dall'incubatore. Rimuovere tutte le bolle d'aria. Fissare la siringa con soluzione salina eparinizzata preriscaldata nella pompa della siringa.Collegare il tubo di prolunga della pompa a siringa alla cannula della vena porta. Regolare la velocità a due millilitri al minuto e avviare il lavaggio del fegato. Aumentare l'isoflurano al 5% e eutanasia del topo con un'inalazione di isoflurano in sovradosaggio.Osservare il colore del fegato alla fine della procedura di lavaggio. Asportare il fegato una volta che il colore è diventato un giallo omogeneo. Trasferire con cautela il fegato nella camera dell'organo usando una capsula di Petri.Tenere una piccola quantità di soluzione salina nella capsula di Petri per evitare che il fegato venga schiacciato. Nota. La vena porta e il dotto biliare possono essere facilmente attorcigliati durante questa procedura, che può influenzare la perfusione epatica e la raccolta della bile. Infondere lentamente la soluzione salina normale nella cannula della vena porta con una siringa per evacuare le bolle d'aria nella cannula.Collegare la cannula della vena porta nel tubo di deflusso del perfulato nella camera dell'organo. La cannula del dotto biliare del topo viene guidata attraverso una valvola della camera dell'organo, che è chiusa con un cappuccio di gomma. Quindi, il tubo biliare viene inserito in un micro tubo da 0,5 millilitri pre-preparato con un piccolo foro nel piombo.Dopo aver collegato tutto, accendere la pompa peristaltica. Controllare la lettura della pressione della vena porta per regolare la portata. Mantenere la pressione della vena porta tra sette e 10 millimetri di mercurio regolando la portata. Nota.La portata nominale può variare leggermente a seconda dell'età e del posizionamento dei tubi. Questa è la selezione del mezzo di perfuffato, del volume del perfusato e della pressione di perfusione sulla base di un workup della letteratura di studi di perfusione normothermic oxygenated rat machine perfusion. Questa è una prova passo-passo per stabilire il modello di perfusione del mouse.Ci sono voluti circa 14 esperimenti per selezionare i cateteri più adatti. Nelle nostre mani, l'utilizzo di due cateteri in gomma francese per la vena porta, insieme a un catetere in gomma francese per il dotto biliare, è la migliore combinazione per ottenere una perfusione omogenea con tutti i cateteri in posizione. Il livello di pH e il livello di potassio sono rimasti stabili durante la perfusione di 12 ore.Il livello di pH variava da 7,26 a 7,71 e il livello di potassio variava da 5,9 a 6,8 millimole per litro. La colorazione HE mostra che dopo 12 ore di perfusione, l'integrità istologica del fegato di topo era relativamente ben conservata. Nel loro insieme, abbiamo dimostrato qui il successo della creazione di un sistema di perfusione normotermica ossigenata per il fegato del topo.La perfusione di un fegato di topo per 12 ore ha portato a una buona conservazione della morfologia del fegato, anche se non in tutto l'organo. Sono necessari ulteriori sforzi per ottenere una perfusione omogenea completa per un periodo di tempo più lungo. Una volta raggiunto questo obiettivo, può essere preso in considerazione l'uso di animali geneticamente modificati, come l'uso di topi IL-2-knockout per studiare il ruolo dell'infiammazione.

Research

JoVE Journal

Engineering

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