Name: Studying Macrophage-Epithelial Cell Interactions in Salivary Gland Regeneration After Injury (Video) | JoVE
Uploaded: 2023-11-17T13:10:00
Duration: 1 min 30 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Studying Macrophage-Epithelial Cell Interactions in Salivary Gland Regeneration After Injury at JoVE.com

SE финансируется грантом Wellcome Trust 108906/Z/15/Z; EE финансируется за счет гранта UKRI/MRC MR/S005544/1 и стипендии канцлера Эдинбургского университета. Рисунок 1A создан с помощью BioRender.com.

Все процедуры были одобрены Министерством внутренних дел Великобритании и выполнены в соответствии с PPL PB5FC9BD2 и PP0330540. Все эксперименты проводятся в соответствии с рекомендациями ARRIVAL и Эдинбургского университета.
Мыши дикого типа были получены в промышленных масштабах (см. Таблицу материалов). Крт14КреЭР; Мыши R26mTmG были выведены в домашних условиях путем скрещивания мышей Krt14CreER/+ 31 с мышами R26mTmG/ mTmG 32. Во всех экспериментах использовались самки мышей в возрасте 8-10 недель.
1. Сбор и встраивание пистолета-пулемёта
<ol><li>Усыпьте мышей/мышей, подвергнув их воздействию растущей концентрации углекислого газа (CO2). После этого опрыскайте область разреза 70% этанолом (EtOH) и с помощью ножниц и щипцов осторожно отделите SMG от окружающих тканей (рис. 1A). Удалите жир и соединительную ткань с помощью щипцов и поместите железу в сборную пробирку, содержащую ледяной сбалансированный солевой раствор Хэнкса (HBSS, см. Таблицу материалов).</li>
	<li>Разделите железу на кусочки размером примерно 1 см2 каждый с помощью щипцов.</li>
	<li>Нагрейте 4%-ную агарозу до 50 °С, а затем перелейте ее прямо в посуду диаметром 35 мм.</li>
	<li>Небольшое количество растопленной 50 °C агарозы вылить в отдельную посуду и тщательно промыть железу, перемещая ее в избытке агарозы. ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг необходим для удаления лишней жидкости из желез. Избыток жидкости может помешать железам правильно прилипнуть к агарозе.</li>
	<li>Поместите 4-6 кусочков железы в агарозу, следя за тем, чтобы они лежали ровно и находились в одной плоскости (рисунок 1А). ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что железы не касаются поверхности агара или дна пластины.</li>
	<li>Накройте тарелку крышкой 35 мм и переложите ее в холодильник, накрыв тарелку льдом.</li>
	<li>Подождите 5-10 минут, чтобы агароза застыла.</li>
</ol>2. Секционирование
<ol><li>С помощью скальпеля осторожно разрежьте вросший в железу агарозный блок, удалив блок, содержащий ткань, из чашки. Оставьте границу примерно 5 мм.</li>
	<li>Прикрепите агарозный блок к ступени вибратома (см. Таблицу материалов), нанеся каплю суперклея, следя за тем, чтобы вся нижняя поверхность блока соприкасалась с суперклеем.</li>
	<li>Дайте суперклею затвердеть примерно 5 минут. Затем заполните вибратомную камеру ледяным 1x фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS), содержащим 1% пенициллина-стрептомицина (P/S).</li>
	<li>Добавьте лед как сбоку, так и на дно вибратомной камеры. ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте очень холодную среду и заменяйте лед по мере необходимости.</li>
	<li>Обрежьте излишки агарозы и создайте 5-миллиметровые зазоры между каждым кусочком железы, сделав надрезы скальпелем. В результате получаются отдельные ломтики.</li>
	<li>Совместите лопасть вибратома с поверхностью агарозного блока и установите начальную и конечную точки секций для достижения желаемой толщины среза.</li>
	<li>Перед началом процесса резки убедитесь, что лезвие не соприкасается с блоком. Эта мера предосторожности предотвратит случайное отрезание крупных кусков агарозы и потерю частей образца.</li>
	<li>Вырезать участки толщиной 150 мкм с низкой скоростью и высокой вибрацией (например, скорость 3 и настройка вибрации 8-10 по шкале 1-10 для каждого параметра) (рис. 1А).</li>
	<li>После того, как секция вырезана и выпущена в окружающий PBS, соберите кусочки с помощью кисти и поместите их в чашку, содержащую предварительно подогретый носитель Мемориального института Розуэлл-Парка (RPMI) с P/S.</li>
</ol>3. Культивирование и окрашивание срезов пистолета-пулемета
<ol><li>Культивирование<ol><li>Добавьте 1,5 мл фильтрующего материала RPMI в каждую лунку 6-луночного планшета, содержащего фильтр 0,4 мкм. Убедитесь, что под фильтром нет пузырьков воздуха.</li>
		<li>Перенесите 1-6 ломтиков на каждый фильтр с помощью кисти, стараясь не сломать ломтики. ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что ломтики не погружены в фильтрующий материал, а плавают на фильтре. Если они полностью погружены в воду, они могут задохнуться во время культивирования.</li>
		<li>Инкубируйте при 37 °C с 5%CO2 и меняйте среду каждые 3 дня (Рисунок 1A).</li>
		<li>Облучают экспериментальные планшеты однократной дозой гамма-излучения 10 Гр с помощью имеющегося в продаже облучателя (см. таблицу материалов). После этого верните их в инкубатор.</li>
	</ol></li>
	<li>Окрашивание для визуализации в реальном времени<ol><li>С помощью кисти осторожно извлеките срезы из фильтра и поместите их в 24-луночный планшет, содержащий 500 мкл питательной среды на лунку, куда ломтики будут погружены.</li>
		<li>Добавляют соответствующие конъюгированные антитела и ядерное окрашивание (см. таблицу материалов) в среду в соответствующих концентрациях27.</li>
		<li>Инкубируют срезы с антителами в течение 2 ч при 37 °C при легком перемешивании.</li>
		<li>Промойте ломтики, погрузив их в питательную среду и промыв в течение 3 циклов по 10 минут при 37 °C при легком перемешивании.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Монтаж и визуализация в реальном времени
<ol><li>С помощью щипцов снимите ленту с одной стороны двусторонней прокладки и приклейте ее клейкой стороной вниз к нижней части 6-луночной пластины со стеклянным дном.</li>
	<li>Пипетка 50 мкл среды в зазор в центре прокладки.</li>
	<li>Поместите срез в носитель с помощью кисти, убедившись, что он лежит ровно, без застрявших пузырьков воздуха.</li>
	<li>С помощью пипетки осторожно удалите 20 мкл среды из зазора.</li>
	<li>Снимите ленту с верхней стороны распорки с помощью щипцов и положите сверху круглое покровное стекло диаметром 25 мм. Надавите на край распорки, чтобы убедиться, что защитное стекло надежно прикреплено, соблюдая осторожность, чтобы не сломать защитный лист, приложив слишком большое усилие (Рисунок 1A).</li>
	<li>Изображение среза на конфокальном микроскопе в течение желаемого периода времени или интервалов (например, каждые 15 минут в течение 12 часов с использованием 20-кратного водяного объектива).</li>
</ol>

Real-Time Live Imaging of Mouse Submandibular Gland Regeneration

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Возможность культивирования тканей слюнных желез ex vivo предоставляет прекрасную возможность для изучения межклеточных взаимодействий в контексте как гомеостаза, так и реакции на повреждение. Несмотря на то, что прижизненная визуализация подчелюстной железы мыши осуществима39,40, этот метод основан на использовании флуоресцентных репортерных мышей для эндогенной маркировки интересующих клеток и должен выполняться под терминальной анестезией. Здесь описан метод культивирования срезов подчелюстной железы ex vivo с сохранением клеточной архитектуры и межклеточных взаимодействий. Этот подход совершенствует существующие методы визуализации в реальном времени и обеспечивает альтернативу прижизненной визуализации.
Долгосрочное сохранение тканей с помощью этого метода основано на культивировании срезов на границе раздела воздух-жидкость. Предыдущие модели эксплантов26,41, вероятно, достигли успешной культуры всего за несколько дней, потому что они были погружены в среду и, по сути, «задохнулись». В отличие от этого, использование системы культивирования на границе раздела воздух-жидкость поддерживает здоровье и структуру тканей в течение длительного периода времени, обеспечивая высокое качество визуализации. Метод монтажа срезов SMG перед визуализацией с небольшим количеством материала и в камере с ограниченным пространством, чтобы срез оставался плоским, является неотъемлемой частью успеха этого метода. Визуализация клеток в этом анализе зависит от эндогенно меченых репортерных мышей или флуоресцентно-конъюгированных антител. Обилие трансгенных флуоресцентных репортерных мышей и конъюгированных антител, нацеленных на определенные типы и субпопуляции клеток, делает этот метод подходящим для изучения различных клеточно-специфических взаимодействий.
Несмотря на то, что этот метод обеспечивает хорошую модель тканей in situ, а радиационное повреждение ex vivo приводит к ацинарной и протоковой атрофии, аналогичной тому, что происходит in vivo13, некоторые элементы не могут быть воспроизведены ex vivo. К ним относятся недостаток функционирующих сосудов и нейронов, а также отсутствие инфильтрирующих воспалительных клеток. Учитывая хорошо задокументированную роль кровеносных сосудов и нервов в гомеостазе и регенерации слюнных желез26,42 и важность мигрирующих иммунных клеток43, таких как Т- и В-клетки, в функции слюнных желез, реакции на повреждение, инфекцию и патогенез синдрома Шегрена (СС) (как рассмотрено в44), этот анализ может упустить некоторые важные клеточные взаимодействия. Кроме того, очень быстрые миграционные события, такие как движение естественных клеток-киллеров (NK)45 и дендритных клеток (DC)46, могут быть пропущены при визуализации каждые 15 минут. Тем не менее, интервалы визуализации могут быть оптимизированы для изучения конкретных взаимодействий между клетками, а возможность получения изображений в 3-х измерениях с помощью z-стеков позволяет оценивать 3D-движение клеток. Надежная фиксация ткани во время визуализации имеет решающее значение для количественной оценки, например, для отслеживания клеток. Кроме того, несмотря на то, что в этом исследовании использовалась мышиная ткань, протокол обеспечивает жизнеспособный метод изучения межклеточных взаимодействий в слюнных железах человека, генерируя ценную трансляционную информацию, недостижимую другими методами.
В то время как роль тканевых резидентных макрофагов в гомеостазе и регенерации была продемонстрирована в нескольких тканях 2,10,11,12, их роль в слюнных железах остается в значительной степени нерешенной. Хотя известно, что макрофаги необходимы для регенерации эпителия после лучевого поражения13, точные механизмы, лежащие в основе этого эффекта, остаются неизвестными. Визуализация срезов срезов слюнных желез в режиме реального времени позволяет визуализировать и анализировать сложную динамику тканей, которые часто упускаются из виду при традиционной конфокальной визуализации. Кроме того, очевидно, что макрофаги претерпевают динамические изменения формы, выполняя различные функции in vivo 47,48,49, и этот протокол, вероятно, обеспечивает лучшее представление этих изменений, чем типичный статический вид в фиксированной ткани. В будущих исследованиях этот метод может быть использован для изучения того, как межклеточная коммуникация изменяется в ходе гомеостаза, повреждения и регенерации/разрешения. Этот подход будет полезен для выяснения ключевых сигнальных путей и событий, которые в конечном итоге могут принести терапевтическую пользу.

Было показано, что макрофаги играют все более важную роль в процессах регенерации и репарации, выходя за рамки их классической иммунной функции 1,2. Действительно, макрофаги участвуют во множестве процессов, связанных с регенерацией, проявляя важнейшую регуляторную активность на всех стадиях репарации, а также образования рубцов и фиброза 3,4. Тканевые резидентные макрофаги представляют собой крайне гетерогенные типы клеток со сложными механизмами, управляющими различными клеточными фенотипами, и они играют важную роль в развитии органов, функционировании и гомеостазе (как рассмотрено в5). Тканевые резидентные макрофаги первоначально возникают из предшественников в желточном мешке и печени плода, а затем они замещаются пролиферацией или моноцитами крови костного мозга с различной скоростью, в зависимости от продолжительности жизни существующих макрофагов и ткани или ниши, в которойони находятся.
Важно отметить, что тканевые резидентные макрофаги распределены по всем тканям и участвуют в различных функциях органов. Они уникально запрограммированы своим микроокружением на выполнение функций, специфичных для ниши. По этой причине локализация макрофагов в ткани дает представление об их функциях, при этом уникальные популяции наблюдаются в легких, молочной железе, кишечнике, коже и мышцах 8,9,10. Во время развития молочной железы протоковые макрофаги тесно связаны с протоковым деревом, и их истощение приводит к значительному уменьшению ветвления11. Кроме того, макрофаги необходимы для морфогенеза в период полового созревания и альвеологенеза во время беременности, где они активно контролируют эпителий. При мышечном повреждении специфическая популяция макрофагов «обитает» в месте повреждения, обеспечивая временную нишу, в которой они поставляют индуцированные пролиферацией сигналы, необходимые для пролиферации стволовых клеток. Таким образом, они демонстрируют специализированную роль отдельных популяций макрофагов в управлении процессом репарации2. В легких аналогичное явление происходит, когда интерстициальные макрофаги праймируют интерлейкин (IL)-R1-экспрессирующие альвеолярные клетки II типа (AT2) для превращения в ассоциированные с повреждением транзиторные предшественники путем высвобожденияIL-1B 12. Кроме того, недавние исследования показали, что макрофаги необходимы для регенерации подчелюстной слюнной железы (СМГ) мыши после лучевого поражения, и при их отсутствии регенерация эпителия нарушается13. Взятые вместе, эти данные подчеркивают важность активации и функции макрофагов в транзиторных воспалительных нишах после повреждения тканей, а также во время гомеостаза.
Макрофаги являются активными клетками, и их функции включают взаимодействие с различными типами клеток, включая прямой межклеточный контакт14,15, а также более косвенные методы, такие как секреция растворимых факторов 2,16, которые необходимы для регуляции ниши. В то время как классическая иммунофлуоресцентная визуализация полезна для того, чтобы начать разгадывать эти взаимодействия, она ограничена отображением только одного снимка во времени, тем самым пропуская многочисленные временные точки, критически важные для высокодинамичного регенеративногопроцесса. По мере того, как важность времени и возникновения различных волн регенерации становится все более очевидной, важно проанализировать эти процессы более подробно.
Лучевая терапия является жизненно важным методом лечения для многих людей, у которых диагностирован рак. Несмотря на то, что лучевая терапия часто эффективна для уменьшения или устранения опухоли (опухолей), она также может повредить здоровые ткани, лежащие в поле облучения, и вызвать иммунный ответ. Лучевое поражение может индуцировать быстрое рекрутирование макрофагов, а также прямые и косвенные иммуномодулирующие реакции19,20. Слюнные железы часто непреднамеренно облучаются во время лечения рака головы и шеи21,22, что приводит к повреждению эпителия, атрофии клеток и фиброзу23,24, что приводит к ксеростомии или хронической сухости во рту25.
Слюнная железа состоит из множества типов клеток и структур, включая, помимо прочего, эпителиальные клетки (как ацинарные клетки, продуцирующие слюну, так и протоковые клетки, транспортирующие слюну), миоэпителиальные клетки, эпителиальные клетки-предшественники, нервы, кровеносные сосуды, иммунные клетки, фибробласты и внеклеточный матрикс (ВКМ). Роль и реакция многих из этих типов клеток в регенеративном ответе были описаны ранее 26,27,28,29,30. Однако то, как эти различные клетки взаимодействуют во время гомеостаза и регенерации, и, в частности, как ведут себя иммунные клетки, такие как макрофаги, изучено менее хорошо. В данной статье описывается недавно разработанный метод изучения живых взаимодействий между макрофагами SMG и другими клетками, представляющими интерес в тканях ex vivo. Пистолет-пулемет нарезается на вибратоме, окрашивается для поверхностных маркеров и визуализируется в течение 12 часов. С помощью этого метода можно наблюдать фагоцитоз окружающих клеток макрофагами, изучать кинетику миграции макрофагов и демонстрировать прямые межклеточные взаимодействия между макрофагами и эпителиальными клетками.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.4 &#181;m filter cell culture inserts (Nunc)</td>
			<td>Avantor/VWR</td>
			<td>734-2240</td>
			<td>Inserts pre-packed in 6-well multidishes, 20 mm &#215; 25 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 well plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3524</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 well plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>Paul Marienfeld GmbH &#38; Co. KG</td>
			<td>111650</td>
			<td>Deckglaser Cover Glasses 25 mm diameter&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double-sided sticker</td>
			<td>Grace Bio-Labs</td>
			<td>654004</td>
			<td>SecureSeal Imaging Spacers SS1 x 13, 13 mm diameter x 0.12 mm depth, 25 mm x 25mm OD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Scientific Laboratories Supplies</td>
			<td>CHE1924</td>
			<td>Absolute ethanol (EtOH) AR, 99.7%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F4/80 antibody</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>17-4801-82</td>
			<td>F4/80 Monoclonal Antibody (BM8), APC, eBioscience</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91113-10</td>
			<td>Student Fine Forceps Straight Broad Shanks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bottom 6 well plate</td>
			<td>Cellvis</td>
			<td>P06-1.5H-N</td>
			<td>6 well glass bottom plate with high performance #1.5 cover glass</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>14025050</td>
			<td>+calcium +magnesium, no phenol red</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>14533</td>
			<td>Alternative name: bisBenzimide H 33342 trihydrochloride</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice box</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>11339623</td>
			<td>Azlon Polyurethane Ice Buckets with Lid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging and analysis software</td>
			<td>Harmony</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low Melting Agarose</td>
			<td>Merck</td>
			<td>&#160;A9414-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paintbrush</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Watercolour brush, 10 mm x 2mm tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P4333</td>
			<td>10,000 units penicillin and 10 mg streptomycin/mL, 0.1 &#956;m filtered</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>20012027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>12634010</td>
			<td>Gibco Advanced DMEM/F-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td></td>
			<td>Disposable scalpels, No. 11 blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14088-10</td>
			<td>Extra Narrow Scissors 10.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shepherd Mark-I-68A 137Cs irradiator</td>
			<td>JL Shepherd &#38; Associates</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superglue</td>
			<td>Bostik</td>
			<td></td>
			<td>Multi-purpose superglue, fast setting, ultra strong</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibratome</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>Leica VT 1000 S</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibratome blades</td>
			<td>Astra</td>
			<td></td>
			<td>Superior Platinum Double Edge blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wild-type (C57BL/BJ) mice</td>
			<td>Charles River</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

interrogating cell-cell interactions in the salivary gland via ex vivo live cell imaging

Регенерация слюнных желез представляет собой сложный процесс, включающий сложные взаимодействия между различными типами клеток. Недавние исследования пролили свет на ключевую роль, которую играют макрофаги в управлении регенеративным ответом. Тем не менее, наше понимание этой важнейшей роли в первую очередь опиралось на статические изображения, полученные при фиксированной биопсии тканей. Чтобы преодолеть это ограничение и получить представление об этих взаимодействиях в режиме реального времени, в этом исследовании описывается комплексный протокол культивирования ткани слюнных желез ex vivo и получения изображений миграции клеток в реальном времени.
Протокол включает в себя несколько ключевых этапов: сначала ткань подчелюстной слюнной железы мыши тщательно срезается с помощью вибратома, а затем культивируется на границе раздела воздух-жидкость. Эти срезы могут быть намеренно повреждены, например, в результате воздействия радиации, чтобы вызвать повреждение клеток и запустить регенеративную реакцию. Для отслеживания конкретных клеток, представляющих интерес, они могут быть эндогенно помечены, например, с использованием ткани слюнных желез, собранной у генетически модифицированных мышей, где определенный белок помечен зеленым флуоресцентным белком (GFP). В качестве альтернативы флуоресцентно-конъюгированные антитела могут быть использованы для окрашивания клеток, экспрессирующих специфические маркеры клеточной поверхности, представляющие интерес. После подготовки срезы слюнных желез подвергаются визуализации в реальном времени с использованием системы конфокальной визуализации с высоким содержанием в течение 12 часов с интервалом в 15 минут. Полученные изображения затем компилируются для создания фильма, который впоследствии может быть проанализирован для извлечения ценных параметров поведения клеток. Этот инновационный метод предоставляет исследователям мощный инструмент для изучения и лучшего понимания взаимодействий макрофагов в слюнных железах после травмы, тем самым расширяя наши знания о регенеративных процессах, происходящих в этом динамичном биологическом контексте.

Interrogating Cell-Cell Interactions in the Salivary Gland via Ex Vivo Live Cell Imaging

Watch this Scientific Journal Video about Studying Macrophage-Epithelial Cell Interactions in Salivary Gland Regeneration After Injury at JoVE.com

Studying Macrophage-Epithelial Cell Interactions in Salivary Gland Regeneration After Injury (Video) | JoVE

Иммунофлуоресцентная визуализация ограничена возможностью наблюдать сложные, зависящие от времени биологические процессы всего за один снимок во времени. В этом исследовании описывается подход к визуализации в реальном времени, проводимый на прецизионно вырезанных срезах подчелюстной железы мыши. Такой подход позволяет в режиме реального времени наблюдать за межклеточными взаимодействиями во время гомеостаза и процессами регенерации и репарации.

Исследование межклеточных взаимодействий в слюнных железах с помощью визуализации живых клеток ex vivo

Salivary gland regeneration is a complex process involving intricate interactions among various cell types. Recent studies have shed light on the pivotal ...

Мои исследования посвящены роли иммунной системы в регенерации и восстановлении. Я сосредотачиваюсь на понимании того, как макрофаги взаимодействуют с эпителиальными клетками-предшественниками во время повреждения регенерации слюнных желез, и как это взаимодействие формирует процесс репарации. В области иммунологии и регенеративной медицины недавние клинические испытания, проведенные в Эдинбургском университете, показали, что введение макрофагов в качестве терапии псориаза печени эффективно в уменьшении рубцевания печени и является жизнеспособным методом лечения печеночной недостаточности.Использование ex vivo модели культуры с точным срезом в сочетании с живой визуализацией флуоресцентно меченных клеток позволяет нам исследовать межклеточные взаимодействия в режиме реального времени, но в состоянии, близком к ткани in vivo. Понимание локализации макрофагов после травмы дает нам представление о том, с какими типами клеток макрофаги преимущественно взаимодействуют после травмы. Это, в конечном счете, позволяет нам использовать другие методы, такие как анализ секвенирования РНК одной клетки, чтобы попытаться разгадать молекулярную основу таких взаимодействий для информирования о будущих терапевтических вариантах.Мы исследуем двунаправленную передачу сигналов между макрофагами и эпителиальными клетками и проверим, можно ли спасти гомеостаз слюнных желез путем экзогенной замены этих отсутствующих сигналов.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Collection, Embedding, Sectioning, and Staining of the Mouse Submandibular Salivary Gland for Live Cell Imaging of Cell-Cell Interactions

Collection, Embedding, Sectioning, and Staining of the Mouse Submandibular Salivary Gland for Live Cell Imaging of Cell-Cell Interactions (Video) | JoVE 