JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Abstract

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

Introduction

لا تزال أمراض القلب السبب الرئيسي للوفاة في العالم 1،2. ليس فقط في البطين الأيسر (LV) الغرفة الأكثر العضلات، المسؤولة عن ضخ الدم من القلب إلى الجسم كله بل هو شائع موقع الإصابة القلبية واحتشاء عضلة القلب بعد 4. البطين الأيسر موت الأنسجة غالبا ما يؤدي إلى فشل القلب الانقباضي. نماذج حيوانية من أمراض القلب أمر لا بد منه للنهوض البحوث الطبية الحيوية القلب والأوعية الدموية. وكانت C57BL / 6 سلالة من الفئران خيارا شعبيا لنماذج حيوانية بسبب وقت سريع التكاثر، تكلفتها المنخفضة وسهولة في تغيرات جينية. معظم النماذج الجراحية الفئران لدراسة أمراض القلب تشمل انسداد فرع LAD من الشريان التاجي الأيسر. ويطلق على الفتى في بعض الأحيان الأيسر منفرجة هامشي 5،6. الفتى إمدادات الدم إلى البطين الأيسر الأمامي والجدران انتيرو الجانبي. وتهدف الدراسات انسداد LAD في حمل احتشاء الأمامية، وأحيانا تمتد كثافة العملياتس المناطق الجدار أدنى والجانبية 7.

تشمل اثنين من النماذج التي يتم استخدامها بشكل متكرر للدراسات احتشاء عضلة القلب المزمن انسداد احتشاء عضلة القلب وعضلة القلب إصابة نقص التروية / ضخه. يتم إنشاء الانسداد المزمن عن طريق خياطة جراحيا حول ومنع تدفق الدم من خلال LAD بشكل دائم. يتم إنشاء إصابة نقص التروية / ضخه من ذلك بكثير في بنفس الطريقة فقط مع عابرة، وعادة 30-60 دقيقة، وفترة الدماغية. لتحقيق نقص تروية عابرة، العلاقات الاغلاق خياطة حول الفتى وأنبوب صغير PE-10 التي وضعت بالتوازي مع الفتى على سطح النخابية من القلب، تليها فترة ضخه حيث يتم إزالة الأنبوب وتسد خياطة والدم السماح بالتدفق مرة أخرى من خلال الشريان وفي عضلة القلب. وقد اعتبرت عملية جراحية نقص التروية / ضخه إلى أن تكون ذات صلة سريريا نظرا لطبيعة الاصابة ضخه في موازاة علاج احتشاء الإنسان والتي تشمل حفلة موسيقيةقسطرة PT التاجي والدعامات الشريان، أو انسداد في الشريان التاجي. عادة، خلال هذه العمليات الجراحية، ويؤكد نقص التروية من LV في قلب فأر من شحوب المرئي من جدار عضلة القلب. ومع ذلك، ببساطة عن طريق إجراء عملية جراحية على وسادة الكهربائي (ECG) في ظل ظروف المراقبة المستمرة، تغييرات مرئية ويمكن ملاحظة في الموجي تخطيط القلب، مما يؤكد نقص التروية وضخه من عضلة القلب الماوس.

على الرغم من أن القلب الفئران يشبه قلب الإنسان في كثير من النواحي، بما في ذلك هيكلها أربع غرف، لديهم قلوب أيضا اختلافات. اختلاف واحد واضح هو متوسط معدل ضربات القلب يستريح من فئران بالغة هو 600-700 نبضة في الدقيقة (بي بي إم) في حين أن البشر البالغين و~ 60-100 نبضة في الدقيقة 8،9. بالإضافة إلى ذلك، في كثير من الأحيان الفئران دمج موجات عودة الاستقطاب، J و T، مع الاستقطاب QRS المعقدة صنع واضح ST-الجزء الصعب أن نتبين 10. إلى تعقيد عملية electrocardiographicallذ يؤكد نقص تروية عضلة القلب، هو ارتفاع تي موجة وST-شريحة التي تستخدم كعلامات لتشخيص نقص التروية وإصابة احتشاء عضلة القلب في البشر، المشار سريريا باسم ST ه levation م yocardial ط nfarction أو STEMI. أحد الفروق الرئيسية بين الطول الموجي الفئران البشرية وهو أنه لا يمكن ق الموجة ويتبع مباشرة يكون J-الموجة التي تنقل مباشرة إلى T-موجة سلبية. خلال نقص تروية عضلة القلب الحاد في الفئران السعة النقص S الموجة ويتبع مباشرة من قبل غير طبيعية J-موجة ومقلوب تي موجة 11. لا يبدو أن تي موجة لتمثل جزءا كبيرا من عودة الاستقطاب في الفئران (11). وعلى الرغم من التسميات والفأرة مقابل الاختلافات البشرية، وتأكيد تخطيط القلب من نقص تروية عضلة القلب الفئران وضخه لا يزال ممكنا وبسيطة نسبيا. من أجل تبسيط الموجي التفسير، ويشار إلى هذا الجزء بين نقابة الصحفيين التونسيين باسم ST-segmeالإقليم الشمالي في هذه الوثيقة.

المبادئ التوجيهية STEMI نشرت في عام 2013 وكثيرا ما ينصح المريض الوقت من الباب إلى بالون أقل من 90 دقيقة 12. هذا يعني أن الإطار الزمني من تحديد انسداد الشريان التاجي المريض حتى الشريان وفتح يجب أن تكون أقل من 90 دقيقة. القلب النابض تعمل باستمرار، وبالتالي، لديها استقلاب الاكسدة العالية وعلى مستوى عال من استهلاك الأوكسجين 3. لتوفير هذا، وهي شبكة من الشعيرات الدموية هي المتاحة لكل العضلية 3. يستغرق سوى قلب القليلة يدق لاستنفاد الأكسجين وتوريد المواد الغذائية. في إطار 90 دقيقة، سيكون قد تم حظر منطقة القلب الدماغية في الإنسان من الحصول على ما بين 5400 و 9000 يدق القلب قيمتها من الدم الغني بالأكسجين. في نفس الإطار 90 دقيقة، فإن الماوس لديها 54،000 إلى 63،000 دقات القلب. نقاط الوقت التجريبية لالفئران إصابة نقص التروية / ضخه وعادة ما تكون بين 30 و 60 دقيقة.

أهمية تطويرجي طريقة التكميلي ليؤكد نقص تروية عضلة القلب وضخه في نموذج الفئران له آثار عميقة على الاتساق واستنساخ البيانات في دراسات نقص التروية / ضخه عضلة القلب. الممارسة الحالية المتمثلة في مراقبة بصريا قلب للتغيير في لون الأنسجة غير كافية كما تشخيص بذاتها. بالإضافة إلى ذلك، ليست مضمونة ضخه بعد إزالة الأنبوب وخياطة. على الرغم من أن لم تعد مرتبطة الشريان الخروج، قد يكون الشريان الضرر المستمر أثناء إجراء وقد يصبح من المستحيل reperfuse. وسيكون من المفيد أن يكون هناك سجل التغييرات electrocardiographic لتأكيد ضخه بدلا من الاعتماد على الملاحظات من شحوب عضلة القلب واحمرار (اللون الأحمر). القلوب التي لا تظهر علامات الإصابة نقص التروية / ضخه يمكن بعد ذلك بسرعة وضع علامة ويمكن اتخاذ قرار بشأن كيفية المضي قدما من قبل المحققين.

وأخيرا، سجلت رقما قياسيا في تخطيط القلب يغير من خط الأساس طوال عشرالبريد فترات الدماغية وضخه يسمح للمحققين أن يواصل رصد القلب بعد الجراحة الأولية. المحققون تفقد حاليا مرأى من القلب بمجرد الانتهاء من عملية جراحية. ECG هو وسيلة بسيطة للحصول على نظرة ثاقبة التغييرات التي تحدث في ساعات عضلة القلب لأيام بعد الجراحة. ECG سجلت في نقطة زمنية بعد الجراحة يمكن أن تكشف Q-موجات وضع في وقت متأخر من يشير إلى استمرار أو تفاقم موت الأنسجة. ومع ذلك، لسبر فعال علامات electrocardiographic جديدة أو تفاقم، يجب أن يكون تخطيط القلب الأساسية المتاحة للمقارنة.

وهذا البروتوكول شرح كيفية إعداد والحصول عليها ووتفسير تخطيط القلب لتأكيد نقص التروية وضخه من القلب الماوس باستخدام 8 - الذكور 12 أسبوعا من العمر C57BL / 6 الفئران.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

وينبغي إجراء جميع العمليات الجراحية التي تجرى على الحيوانات وفقا للدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية 13 أو غيرها من المبادئ التوجيهية الأخلاقية المناسبة. يجب أن يكون وافق البروتوكولات من قبل لجنة الرفق بالحيوان في المؤسسة المناسبة قبل المتابعة.

1. إعداد لتخطيط القلب

ملاحظة: قبل البدء، ارتداء معدات الوقاية الشخصية بما في ذلك القفازات والنظارات ومعطف المختبر نظيفة أو ثوب المتاح.

  1. تنظيف لوحة تخطيط القلب باستخدام عدم الكحول والحل لإزالة التلوث غير مبيض القائم. استخدام بلطف مهمة حساسة مسح لطخة قبالة حل الزائد للتأكد من أن لوحة القطب لا تتلف.
  2. إذا كانت لوحة تخطيط القلب لديه ميزة التدفئة، واستخدامها. الفئران تخدير تميل الى فقدان حرارة الجسم بسرعة. تسخين لوحة إلى 40-42 درجة مئوية للحفاظ على درجة حرارة الجسم سوي الحرارة من 37 درجة مئوية طوال الجراحة 14. رصد المزاج الجسمature باستخدام ميزان حرارة المستقيم. ضبط درجة الحرارة وسادة اللازمة للحفاظ على درجة حرارة الجسم ~ 37 درجة مئوية.
  3. كما يتم تنفيذ معظم thoracotomies مع الماوس ملقاة على ظهرها (مستلق)، تأكد من أن تبديل انقلبت إلى الإعداد "ضعيف". العديد من منصات ECG لها وظيفة للتبديل بين المعرضة للمواقف ومستلق. يمكن أن الفشل في تحديد التوجه الصحيح يؤدي إلى تحريف الأحداث electrocardiographic.
  4. تخدير الماوس باستخدام 5٪ استنشاقه الأيزوفلورين و 1 لتر / دقيقة الأكسجين. مرة واحدة يتم تخدير الماوس ونقل الماوس لوحة ECG مجهزة مع التخدير مخروط الأنف وتقليل الأيزوفلورين إلى 2٪ و 1 لتر / دقيقة الأكسجين. تأكيد التخدير المناسبة من خلال ضمان الماوس لا يتفاعل عندما يتم مقروص القدم الماوس، مع ملقط.
  5. تطبيق طبقة رقيقة من مرهم تزييت العين على عينيه الماوس، لمنع جفاف وتلف القرنية بينما تخدير.
  6. تنظيف الكفوف الماوس، مع مسح الرطب لإزالة كافة الفراش مرئيةالتي قد تكون عالقة على الكفوف أو قد تتداخل مع نقل النبضات الكهربائية من الكفوف إلى لوحة ECG. الكفوف الجافة مع القضاء.
  7. تنطبق على كمية صغيرة (أقل قليلا من دولار الدايم) من هلام بالكهرباء موصل للغاية لكل من الأقطاب المعدنية الأربع على لوحة ECG.
    ملاحظة: تأكد من تطبيق سوى كمية صغيرة من هلام كما الكثير من هلام يجعل من الصعب كبح جماح الكفوف إلى لوحة باستخدام الشريط. بالإضافة إلى ذلك، من المرجح أن يخرج من ضبط النفس أثناء الجراحة إذا كانت مبللة قبل تطبيق الشريط الكفوف.
  8. مع الماوس في موقف ضعيف، استخدم شريط طبي واضح لكبح جماح كل مخلب في القطب المقابل لها (الشكل 1). الصحفي الأول كل مخلب لقطعة لها من الشريط ومن ثم تلتزم الشريط إلى لوحة ECG. تأكد من أن كل مخلب ضبط النفس في اتصال مع هلام المنحل بالكهرباء والقطب.

2. اكتساب تخطيط القلب

  1. اعتمادا على المعدات المستخدمة للحصول على تخطيط القلب، أسيوطigure الآلة بحيث الموجي تخطيط القلب يمكن تصور في الوقت الحقيقي. للحصول على تسجيلات تخطيط القلب باستخدام إعدادات المراقبة الفسيولوجية على جهاز تخطيط صدى القلب، وصورة B-وضع الحية لديها الموجي تخطيط القلب على طول الجزء السفلي من الشاشة.
    ملاحظة: انظر أدلة المستخدم آلة الفردية لتحديد أفضل السبل لتكوين تلك المعدات.
  2. تمكين التصور في الوقت الحقيقي من ECG الموجي عن طريق الضغط على مفتاح B-وضع على جهاز تخطيط صدى القلب أو ما يعادلها على أجهزة تسجيل تخطيط القلب الأخرى.
    1. ضبط دقة لحساب الفروق في السعة. إذا كانت ذروة R-موجة أو الحوض الصغير (وادي) من Q-موجة خارج الإطار البصرية، وضبط دقة حتى يمكن ملاحظة ارتفاع كامل الموجي.
      ملاحظة: يمكن أن يتم ذلك تحت علامة التبويب إعدادات الفسيولوجية على جهاز تخطيط صدى القلب. انقر على زيادة أو نقصان السهام حتى الموجي كامل مرئيا.
  3. أي وقت أن الصورة هي أن تكون OBTained، مسح لوحة ECG من الأدوات. ولمس الماوس أثناء تسجيل تخطيط القلب مع ملقط أو الأصابع تعكير صفو الموجي. تأكد من أن الفأر هو لا يزال ويمسها على لوحة ECG قبل تسجيل أي رسم القلب.
  4. استخدام الجهاز "السجل" أو "مخزن" ميزة قبل اتخاذ أي شقوق جراحية على الماوس. وسيتم استخدام هذه الصورة كأساس للمقارنة في وقت لاحق.

3. إجراء العمليات الجراحية وتسجيل تخطيط القلب

  1. حقن تخدير الماوس مع مسكن (البوبرينورفين، 1.5 ميكروغرام، داخل الصفاق) قبل بداية. ويمكن أيضا تفاصيل نقص التروية / ضخه إجراء العمليات الجراحية يمكن العثور عليها في أي مكان آخر 5.
  2. إزالة الشعر حول موقع الجراحية كيميائيا أو ميكانيكيا وتطهير المنطقة بمحلول betadine. استخدام مشرط لجعل مواز شق عمودي إلى المريء والقصبة الهوائية. تحرك بلطف الغدد الليمفاوية في كل جانب من شق حتى أنسجة رقيقة تغطي القصبة الهوائية هيمعرض للخطر. باستخدام ملقط، فصل بلطف الأنسجة حتى الحلقات الغضروف البيضاء من القصبة الهوائية واضحة.
    ملاحظة: نحن نستخدم عادة ناير لإزالة الشعر محلول. تطبيق المستحضر على موقع الجراحية الخاصة ب ~ 1 دقيقة. ثم يتم غسلها ناير تماما قبالة باستخدام المياه المالحة أو المياه. ويفضل هذا الأسلوب في المختبر لدينا بسبب عالية الدقة ضربات القلب يتم تنفيذ (والتي يمكن الكشف عن بصيلات الشعر) قبل وبعد الجراحة. ومع ذلك، ينبغي اتخاذ الحذر لتجنب المناطق الحساسة مثل الأعضاء التناسلية، ومن ثم غسلها جيدا وناير لتفادي حروق الجلد المحتملة.
  3. بسرعة إزالة الأنف الماوس، من مخروط الأنف وإدراج أنابيب التهوية في فم الفأر ونحو الحلق. عندما غيض من أنابيب التهوية مرئيا من خلال منطقة الرقبة مكشوفة، محاذاة أنبوب مع بداية القصبة الهوائية. تذبذب بلطف الجانب أنبوب إلى جنب مع تطبيق الضغط التصاعدي حتى الشرائح الأنبوب في القصبة الهوائية والتي يمكن التأكد بصريا رhrough القصبة الهوائية شفافة.
  4. تأكد من أن الماوس لا يزال تخدير أثناء إجراء التنبيب. وقفة من التنبيب والعودة الماوس إلى مخروط الأنف إذا كان يبدأ في إثارة.
  5. باستخدام حلقة من سلسلة ربط اثنين من أسنانه الأمامية الماوس، خلال الحلقة والشريط سلسلة تنتهي إلى لوحة تخطيط القلب لتحقيق الاستقرار في الرأس من الفأرة وضمان أنابيب التهوية لا يتحرك أثناء الجراحة. نعلق بسرعة أنابيب التهوية لجهاز التنفس الصناعي القوارض وضبط إعدادات التهوية وفقا لوزن الماوس. شريط أنابيب التهوية في المكان.
  6. تغطية القصبة الهوائية الماوس، يتعرض مع الشاش غارقة في المياه المالحة الدافئة للحفاظ على نسيج من الجفاف.
  7. جعل شق عمودي باستخدام مشرط على طول الجانب الأيسر من القص.
  8. باستخدام ملقط، فصل بلطف طبقة اللفافة من الطبقة العضلية. قطع بعناية طبقات العضلات الأساسية دون قطع الأوعية الدموية وضوحا.
  9. باستخدام ملقط، والاستيلاء على الضلع الثالث وسحبصعودا بلطف. الحفاظ على قبضته على ضلع بيد واحدة واستخدام مقص جراحي لخفض بعناية الأنسجة الوربية بين الأضلاع الثالث والرابع. تأكد من أن الرئتين لم تتضرر.
    ملاحظة: سوف الرئتين تتراجع في عمق تجويف الصدر على الفور تقريبا بعد تضرر تجويف الصدر عن طريق شق جراحي بسبب فقدان التدرج الضغط. الانتظار حتى تراجع الرئتين قبل المتابعة.
  10. استخدام ملقط لانتزاع وفصل طبقة رقيقة من التامور الذي يحيط القلب بلطف.
  11. إدراج مبعدات أو يدويا باستخدام ملقط كما مبعدات ضلع للتحرك الضلوع في موقف حيث قلب مرئيا بين الضلوع.
    ملاحظة: هو ممارسة شائعة لنقل مخلب اليسرى السفلى الماوس، بحيث يتم تداخل مخلب الأيمن السفلي أثناء وضع ربطة. وهذا يساعد على وضع القلب بحيث لاحقة الأذين الأيسر، أو الأذن، مرئيا بسهولة خلال وضع ربطة. كن على علم بأن ECG صحيح ثلن يتم الحصول على aveforms بينما مخلب الأيسر السفلي من القطب. لهذا السبب فإنه من المستحسن للعودة مخلب إلى القطب به بعد يتم تمرير ضمد خياطة من خلال أنسجة عضلة القلب ولكن قبل أن يتم تشديد عقدة.
  12. تحديد موقع LAD بصريا، تحت الأذن اليسرى. إدراج بسرعة 7-0 الحرير مدبب إبرة خياطة في عضلة القلب عميقا بما فيه الكفاية لتمرير تحت LAD ولكن ليست عميقة بحيث تخترق تجويف LV. سحب ربطة خياطة من خلال حتى يكون هناك حوالي 4 سم من الحرير خياطة اليسار على (غير الإبرة) نهاية خالية من ربطة خياطة.
  13. البدء في ربط الخيط عقدة بسيطة. مرة واحدة وقد تم سحب نهاية خالية من الحرير خياطة من خلال الحلقات على شكل عقدة، وقفة.
  14. عقد كل من النهايات الحرة وإبرة خياطة الحرير مع ملقط، إدراج مقطع سم ~ 1 من PE-10 أنابيب تحت عقدة تشكيل وفوق سطح النخابية.
  15. إذا عبرت مخلب الأيسر الماوس، والعودة مخلب لالموالية لهافي القطب. تشديد عقدة بحيث يتم تخييط أنابيب PE-10 إلى القلب. الإفراج عن جميع الاتصال الجسدي مع الماوس للسماح تخطيط القلب ليتم تسجيلها.
  16. السماح ECG الموجي للتنقل عبر ل~ 10 ثانية. تحقق ECG الموجي بصريا وسجل الموجي بأنه "وقت الإنسداد". إذا لم T-موجة زيادة في السعة في 1 دقيقة، إعادة تقييم وضع رباط.
    1. إذا لم السعة T-موجة زيادة، إما تجاهل الحيوان من دراسة أو محاولة لتصحيح وضع رباط.
  17. فحص البصر لون عضلة القلب لتأكيد سياج الدماغية من LV.
  18. إذا كانت التغييرات تخطيط القلب ويتغير لون عضلة القلب وتشير نقص التروية، عقدة مزدوجة خياطة حول أنابيب PE-10.
  19. تغطية تجويف الصدر مفتوح مع الشاش المالحة الدافئة.
  20. سجل ECG كل 5-10 دقائق لمدة فترة الدماغية.

4. تأكيد ضخه عن طريق تخطيط القلب

  1. إزالة المياه المالحة الشاش كوفدق تجويف الصدر وتصور القلب.
  2. استخدام شفرة لقطع الحرير خياطة فوق أنابيب PE-10. مرة واحدة يتم قطع رباط، وإزالة قسم من أنابيب PE-10 و إزالة بلطف ربطة خياطة من عضلة القلب.
  3. الإفراج عن جميع الاتصال الجسدي مع الماوس، والسماح للالموجي تخطيط القلب ~ 10 ثانية للدورة. الموجي كما سجل "حان الوقت لإعادة إشباع الخلايا." الاستمرار في تسجيل الطول الموجي تخطيط القلب كل 5-10 دقائق حتى يتم الوصول إلى نقطة زمنية التجريبية المطلوبة.
  4. ضبط دقة لإجراء تغييرات في السعة حسب الحاجة. إذا لم تتغير تي موجة على إزالة أنابيب PE-10 و ضمد، ليست مؤكدة ضخه.
    1. إذا لم T-موجة تغيير على إزالة الأنابيب، وإما تجاهل الحيوان من دراسة أو محاولة لتصحيح وضع رباط.
  5. تفقد البصر عضلة القلب لتأكيد إضافي ضخه عن طريق العودة إلى اللون الأحمر.
  6. انهيار تجويف الصدر عن طريق خياطة الفضاء وربي مع 5-0خياطة الحرير مع تطبيق ضغط لطيف على الصدر الماوس لطرد الهواء الزائد التي دخلت خلال عملية جراحية. ثم خياطة طبقات العضلات وأخيرا، والجلد. ملاحظة: تطبيق الضغط على تجويف الصدر قد لا يكون كافيا لاخلاء تجويف الصدر من الهواء في كل الفئران. ولذلك، ينبغي استخدام طريقة المحاقن والإبر الإخلاء لضمان أن كل هواء تم طرد.
  7. تسجيل تخطيط القلب الماضي قبل ان يتحول التخدير عن طريق الاستنشاق وإيقاف إزالة الكفوف الماوس، من الأقطاب الكهربائية. زيادة الأكسجين إلى 2 لتر / دقيقة والحفاظ على التهوية حتى يستعيد وعيه الماوس.
  8. السماح الماوس لاسترداد في درجة الحرارة للرقابة بيئة ثابتة، مثل وسادة التدفئة أو الحاضنة الدافئة، لتجنب التقلبات احتشاء. علاج الفأر مع البوبرينورفين 24 ساعة بعد الجراحة وبعد ذلك حسب الحاجة كما هو مبين في جدول الماوس كشر.
    ملاحظة: يتم مناقشة إجراءات ضخه أيضا بالتفصيل شو وآخرون 5.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

يتم عرض تخطيط القلب الفئران العادية في الشكل 2 مع علامات أبجدية للأحداث الكهربائية P، Q، R، S، J و ت ف هو الاستقطاب الأذيني الأولي. QRS هي موجة الاستقطاب على البطينين. J هو عودة الاستقطاب المبكر وتي يمثل عودة الاستقطاب غير المتجانسة المعروف أيضا ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

باستخدام التغيرات ECG كوسيلة تكميلية لتأكيد نقص تروية عضلة القلب وضخه يضمن وضع دقيق للرباط الاغلاق. دقة الرباط التنسيب أمر بالغ الأهمية للحد من تقلب البيانات بين الحيوانات. الفتى في قلب الفأر هو شريان الصعب تصور. لذلك، المكمل شحوب البصرية مع التغييرات electrocardiographic سوف ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by Merit Review awards (BX002332 and BX000640) from the Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), and funds from Institutional Research and Improvement account. The project is supported in part by the National Institutes of Health grant C06RR0306551.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Vevo 1100Fujifilm
Visual Sonics
Echocardiography Machine
Mouse Handling PlateFujifilm
Visual Sonics
Heated ECG plate
Signa-Gel Highly Conductive Multi-
Electrode GelParker15-25Purpose Electrolyte
Transpore Medical Tape3M1527-0
PI-Spray IIPharmaceutical InnovationsNDC 36-2013-25Cleaning agent for ECG plate
C57Bl6 MiceThe Jackson Laboratory000664Male, 8 - 12 wk
IsoThesia-IsofluraneHenry ScheinNDC 1169-0500-1
ExcelMicrosoft
Systane Nighttime Lubricant Eye OintmentAlcon65050935
7-0 Perma-Hand Silk SuturesEthicon640.O32
5-0 Perma-Hand Silk SuturesEthiconK809.O32
Surgical ScissorsROBOZRS-5881
ForcepsFine Science Tools11052-10
GauzeBio Nuclear Diagnostics IncDIS-022B
Needle HolderFine Science Tools12565-14
Buprenex CIII Patterson Veterinary0-891-9756Buprenorphine Hydrochloride Analgesic 
BetadinePurdue Products67618-150-08
NairChurch and Dwight Co.NRSL-22339-05

References

  1. Kochanek, K. D., Murphy, S. L., Xu, J. Deaths: Final Data for 2011. Natl Vital Stat Rep. 63 (3), 1-120 (2015).
  2. World Health Organization. The 10 leading causes of death in the world. , Available from: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs310/en/ (2012).
  3. Klabunde, R. E. Cardiovascular Physiology Concepts 2edn. , Wolters Kluwer Health Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 243(2012).
  4. Bhardwaj, R., Kandoria, A., Sharma, R. Myocardial infarction in young adults-risk factors and pattern of coronary artery involvement. Niger Med J. 55 (1), 44-47 (2014).
  5. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. J Vis Exp. (86), (2014).
  6. Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. J Anat. 212 (1), 12-18 (2008).
  7. Thaler, M. S. The Only EKG Book You'll Ever Need. , Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 4 edn (2003).
  8. Poirier, P. Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery? Circulation. 129 (21), 2085-2087 (2014).
  9. Boudoulas, K. D., Borer, J. S., Boudoulas, H. Heart Rate, Life Expectancy and the Cardiovascular System: Therapeutic Considerations. Cardiology. 132 (4), 199-212 (2015).
  10. Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. Mouse electrocardiography: an interval of thirty years. Cardiovasc Res. 45 (1), 231-237 (2000).
  11. Boukens, B. J., Rivaud, M. R., Rentschler, S., Coronel, R. Misinterpretation of the mouse ECG: 'musing the waves of Mus musculus. J Physiol. 592 (21), 4613-4626 (2014).
  12. O'Gara, P. T., et al. ACCF/AHA guideline for the management of ST-elevation myocardial infarction: executive summary: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines: developed in collaboration with the American College of Emergency Physicians and Society for Cardiovascular Angiography and Interventions. Catheter Cardiovasc Interv. 82 (1), E1-E27 (2013).
  13. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , National Academies Press. Washington DC. 8 edn (2011).
  14. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  15. Jong, W. M., et al. Reduced acute myocardial ischemia-reperfusion injury in IL-6-deficient mice employing a closed-chest model. Inflamm Res. 65 (6), 489-499 (2016).
  16. Nadtochiy, S. M., et al. In vivo cardioprotection by S-nitroso-2-mercaptopropionyl glycine. J Mol Cell Cardiol. 46 (6), 960-968 (2009).
  17. Preda, M. B., Burlacu, A. Electrocardiography as a tool for validating myocardial ischemia-reperfusion procedures in mice. Comp Med. 60 (6), 443-447 (2010).
  18. Speerschneider, T., Thomsen, M. B. Physiology and analysis of the electrocardiographic T wave in mice. Acta Physiol (Oxf. 209 (4), 262-271 (2013).
  19. Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase. Anesthesiology. 87 (2), 361-370 (1997).
  20. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).
  21. Curtis, M. J., et al. The Lambeth Conventions (II): guidelines for the study of animal and human ventricular and supraventricular arrhythmias. Pharmacol Ther. 139 (2), 213-248 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

117

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved