JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول نهجًا قابلًا للتكرار لجراحة الأعصاب في الوجه في نموذج الفئران ، بما في ذلك أوصاف أنماط مختلفة من الإصابة.

Abstract

يصف هذا البروتوكول طرقًا متسقة وقابلة للاستنساخ لدراسة التجديد المحوري والتثبيط في نموذج إصابة العصب في الوجه الفئران. يمكن التلاعب بعصب الوجه على طوله بأكمله ، من جزئه داخل الجمجمة إلى مساره خارج الزمان. هناك ثلاثة أنواع أساسية من إصابات الأعصاب المستخدمة في الدراسة التجريبية للخصائص التجديدية: سحق الأعصاب، واستئصال، والفجوة العصبية. نطاق التدخلات المحتملة واسع، بما في ذلك التلاعب الجراحي بالعصب، وتسليم الكواشف العصبية أو الخلايا، والتلاعب إما بالأعضاء المركزية أو النهائية. مزايا هذا النموذج لدراسة تجديد الأعصاب تشمل البساطة، والتكاثر، واتساق بين الأنواع، ومعدلات البقاء على قيد الحياة موثوق بها من الفئران، وزيادة حجم التشريحية نسبة إلى نماذج المورين. وتشمل قيوده التلاعب الجيني أكثر محدودية مقابل نموذج الماوس والقدرة التجديدية الفائقة للفئران، بحيث يجب على عالم الأعصاب في الوجه أن يقيّم بعناية النقاط الزمنية للتعافي وما إذا كان سيترجم النتائج إلى الحيوانات العليا والدراسات البشرية. يسمح نموذج الفئران لإصابة الأعصاب في الوجه بمعلمات وظيفية وإلكتروفيسية وأنسجة لتفسير ومقارنة تجديد الأعصاب. وبالتالي فإنه يضم إمكانات هائلة نحو تعزيز فهم وعلاج العواقب المدمرة لإصابة الأعصاب الوجه في المرضى الإنسان.

Introduction

يمكن أن تكون إصابة الأعصاب القحفية في منطقة الرأس والرقبة ثانوية للمسببات الخلقية أو المعدية أو مجهول السبب أو الأياتروبية أو المؤلمة أو العصبية أو الأورام أو المسببات الجهازية1. العصب القحفي السابع، أو العصب الوجهي، يتأثر عادة. يمكن أن يكون حدوث خلل الأعصاب في الوجه كبيرًا ، لأنه يؤثر على 20 إلى 30 لكل 100،000 شخص كل عام2. الفروع الحركية الرئيسية لعصب الوجه هي الفروع الزمنية والزيغوماتية والقراصنة والرصد الهامشي وعنق الرحم. اعتمادا على الفرع المعني، يمكن أن تشمل العواقب عدم الكفاءة عن طريق الفم أو الترويل، جفاف القرنية، عرقلة المجال البصري الثانوي لptosis، dysarthria، أو عدم التماثل في الوجه2،3. تشمل المراضة طويلة الأجل ظاهرة التزامن ، أو الحركة غير الطوعية لمجموعة واحدة من عضلات الوجه ، مع محاولة التقلص الطوعي لمجموعة عضلات الوجه المتميزة. التزامن الأوكري والفم هو الأكثر شيوعا من تجديد شاذ ة كتتمة من إصابة العصب الوجه ويسبب ضعف وظيفي، والإحراج، وتناقص احترام الذات، وسوء نوعية الحياة3. الضرر الذي يلحق بالفروع الفردية يملي الوظائف التي يتم اختراقها بشكل انتقائي.

العلاج السريري لإصابة العصب في الوجه ليست موحدة بشكل جيد، وهي في حاجة إلى مزيد من البحوث لتحسين النتائج. المنشطات يمكن أن تخفف من تورم العصب الوجه الحاد, في حين البوتوك مفيد للحركات synkinetic المؤقتة المؤقتة; ولكن، الخيارات الترميمية الأولية في تسليح الممارس تنطوي على التدخل الجراحي من خلال إصلاح الأعصاب، والاستعاضة، أو إحياء3،4،5،6. اعتمادا على نوع من إصابة العصب الوجه التي لحقت بها، قد يستخدم جراح الأعصاب الوجه عدد من الخيارات. لtransection بسيطة, reanastomosis العصب مفيد في حين أن إصلاح الكبل الكسب غير المشروع هو أكثر ملاءمة لعيب في الأعصاب; لاستعادة وظيفة، قد الجراح اختيار إما ثابت أو ديناميكية إجراءات إحياء الوجه. في العديد من حالات إصابة العصب في الوجه والإصلاح اللاحق ، حتى في أيدي جراحي الأعصاب في الوجه ذوي الخبرة ، لا تزال أفضل نتيجة تؤدي إلى عدم تماثل مستمر في الوجه واختراق وظيفي7.

وقد حفزت هذه النتائج دون المستوى الأمثل البحوث واسعة النطاق على تجديد العصب الوجه. وتشمل المواضيع العريضة ذات الأهمية اتقان وابتكار تقنيات إصلاح الأعصاب، وتحديد تأثير عوامل تجديد الأعصاب المختلفة، وتقييم إمكانات مثبطات عصبية محددة للمساعدة في مكافحة النتيجة على المدى الطويل من synkinesis8،9،10،11. في حين يمكن استخدام النماذج المختبرية لتقييم بعض خصائص العوامل المؤيدة للنمو أو المثبطة ، فإن أفضل طريقة لتحقيق البحوث الانتقالية الحقيقية حول هذا الموضوع عبر نماذج الحيوانات القابلة للترجمة.

يمكن أن يكون قرار النموذج الحيواني الذي يجب استخدامه تحديًا ، حيث استخدم الباحثون كل من الحيوانات الكبيرة ، مثل الأغنام والنماذج الحيوانية الصغيرة ، مثل الفئران12،13. في حين أن النماذج الحيوانية الكبيرة تقدم التصور التشريحي المثالي ، فإن استخدامها يتطلب معدات متخصصة وأفرادًا غير متوفرين بسهولة أو بسهولة. وعلاوة على ذلك، فإن تشغيل دراسة لإثبات الأثر يمكن أن يكون باهظ التكلفة ويمكن ألا يدخل في النطاق الممكن للعديد من المراكز العلمية. وهكذا ، يتم استخدام نموذج الحيوان الصغير في معظم الأحيان. يمكن استخدام نموذج الماوس لتقييم عدد من النتائج المتعلقة بجراحة العصب في الوجه. ومع ذلك ، فإن الطول المحدود للعصب يمكن أن يحد من قدرة العالم على نمذجة أنماط معينة ، مثل إصابة الفجوة الكبيرة14.

وهكذا، برز النموذج الأولي للفئران المورين كنموذج حصان العمل الذي يمكن للعالم من خلاله إجراء عمليات جراحية مبتكرة أو الاستفادة من العوامل المثبطة أو المؤيدة للنمو وتقييم التأثير عبر مجموعة واسعة من معلمات النتائج. تشريح العصب الوجه الفئران هو التنبؤ بها وبسهولة اقترب بطريقة قابلة للاستنساخ. مقياسها الأكبر ، بالمقارنة مع نموذج الماوس ، يسمح بنمذجة مجموعة واسعة من العيوب الجراحية ، بدءًا من الاستئصال البسيط إلى 5 فجوات مم15،16. وهذا يسمح كذلك لتطبيق التدخلات المعقدة في موقع العيب، بما في ذلك الموضع الموضعي للعامل، والحقن داخل العصبية من عامل، ووضع isografts أو الجسور17،,18،,19،,20،,21،,22،,23.

طبيعة الطيعة من الفئران، تشريحها موثوق بها، وميلها لتجديد العصب الفعال يسمح لجمع العديد من التدابير النتائج استجابة للأنماط الجراحية المذكورة أعلاه من الإصابة24. عبر نموذج الفئران ، يكون عالم الأعصاب في الوجه قادرًا على تقييم الاستجابات الفيزيولوجية للإصابة والنتائج النسيجية العصبية والعضلية عبر الكيمياء المناعية ، والنتائج الوظيفية عبر تتبع حركة الوسادة الفيبريسالية وتقييم إغلاق العين ، والتغيرات الدقيقة والعيانية عبر المجهر الفلوري أو المكور ، من بين أمور أخرى11،22،23،25،26،27،28،29. وبالتالي ، فإن البروتوكول التالي يحدد نهجًا جراحيًا لعصب وجه الفئران وأنماط الإصابة التي يمكن حثها.

Protocol

وقد تم تنفيذ جميع التدخلات وفقاً للمبادئ التوجيهية للمعاهد الوطنية للصحة. تمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل لجنة الرعاية والاستخدام المؤسسية للرعاية والاستخدام الحيوانية في جامعة ميشيغان (IACUC) قبل تنفيذه. واستخدمت فئران الإناث البالغات من العمر عشرة أسابيع في سبراغ - دولي.

1. قبل يوم العمل

  1. ضمان مخزون مناسب من الأدوات الجراحية المعقمة والأدوية المسكنة والأدوية التخديرية والأكسجين قبل يوم التشغيل. يرجى الاطلاع على جدول المواد للحصول على قائمة كاملة.

2. الإعداد قبل الجراحة

  1. ضمان مساحة عمل كافية، بما في ذلك مساحة لاثنين على الأقل من الأفراد (الجراح ومساعد).
    ملاحظة: هناك حاجة إلى جدول عمليات مخصص، وغرفة لإعداد جهاز التخدير، ومساحة تخزين كافية للوازم التعقيم والنسخ الاحتياطي.
  2. معايرة مجهر التشغيل للاستخدام أثناء الإجراءات. تأكد من أن الجراح لديه القدرة على ضبط مقابض المجهر وأزرار التكبير / التركيز عن طريق وضع غطاء معقم على مقابض / أزرار
    ملاحظة: لقد استوعنا برقائق الألومنيوم المعقمة على المقابض/ الأزرار.

3. التخدير والتحضير

  1. وضع الحيوان في غرفة التخدير والحث على التخدير العام عن طريق 1.8٪ isoflurane و 0.9 لتر / دقيقة الأكسجين.
    1. تأكد من وجود مستوى كاف من التخدير من خلال تقييم التنفس العفوي وتقييم الوعي من خلال تقييم استجابة الحيوان الكئيب ة لقرصة إصبع القدم.
  2. تطبيق زيوت التشحيم العين على الصعيد الثنائي للحماية من تهيج القرنية أو جفاف.
  3. قم بحلاقة موقع (مواقع) المنطوق بشفرة حلاقة أو مقص آلي.
    1. إنشاء طريقة لتحديد الفئران في هذا الوقت، إما عن طريق علامة الأذن أو تسمية الذيل / وضع العلامات.
  4. إعطاء حقنة تحت الجلد من 0.05 ملغ / كجم buprenorphine على طول ظهر الحيوان للوقاية ضد آلام ما بعد الجراحة.

4. النهج الجراحي وأنماط الإصابة

  1. نقل الحيوان إلى طاولة التشغيل ومواصلة تدفق الغاز عبر nosecone. تأكد من وضع وسادة الاحترار تحت الحيوان والحقل المعقم للحفاظ على درجة حرارة الجسم.
  2. مكان الشاش المعقم (تدحرجت وتثبيتها مع الشريط) لاستخدامها كلفة الرقبة للفأر؛ وهذا سيوفر التعرض المعزز للمجال الجراحي. لاحظ أن تحديد المواقع المناسبة للالحيوان أمر بالغ الأهمية لتحديد الأعصاب وتشريحها بكفاءة.
  3. إعداد جلد وجه الحيوان للعملية. استخدام الكلورهيكسيدين أو محلول قائم على اليود لفرك موقع الجراحة 3x، بالتناوب مع الإيثانول 70٪، لضمان التطهير.
  4. تخطيط ووضع علامة على الشق الجراحي إذا رغبت في ذلك. التلاعب بالأذن ipsilateral في اتجاه الأمامي الخلفي لتحديد الطي الطبيعي للجلد postauricular.
  5. أزياء شق 4-5 ملم في تجعد موضعي باستخدام مقص القزحية حادة أو شفرة رقم 15. يمكن توسيع هذا لاحقاً في الإجراء حسب الضرورة.
  6. تشريح بصراحة من خلال اللفافة تحت الجلد الفورية ووضع مسحب Micro-Weitlaner لتعزيز التعرض. لاحظ أنه قد يكون هناك الأوعية الدموية من العيار الصغير في هذه المنطقة; يتم تجنب هذه أفضل عن طريق التراجع متفوقة أو أقل شأنا عن طريق مسحب Weitlaner.
  7. تحديد عضلة digastric في الرّبية في اتجاه أدنى إلى أعلى نحو إدخالها على طول قاعدة الجمجمة.
    1. تنتشر بلطف من خلال بطن العضلات على طول نقطة الإدراج للكشف عن وتر البطن digastric anterior. لاحظ أن الوتر يظهر كعملية بيضاء سينمائية منبثقة من العضلات مع إدخال صلب على قاعدة الجمجمة.
  8. بعد تحديد العضلات المعدية الداتيرية وأوتارها، قم بضبط متراجع Weitlaner لسحب بطن العضلات. لاحظ أن المنطقة المكشوفة لاحقًا هي الفضاء ثلاثي الأبعاد حيث يكمن الجذع الرئيسي لعصب الوجه.
    ملاحظة: هذه المنطقة يحدها بتفوق وميدياكلياً قاعدة الجمجمة، ولاحقاً بواسطة العضلات المعدية الداتيرية، وposteromedially بواسطة قناة الأذن، وأدنى من هياكل الرقبة، بما في ذلك الشريان الزمني السطحي.
  9. بعد التعرض الكافي ، حدد الجذع الرئيسي لعصب الوجه أثناء انتقاله دون المستوى من تحت وتر العضلات المعدية ، حيث يخرج من الفورانات الستيكي من قاعدة الجمجمة. لاحظ أن العصب يظهر كحبل أبيض لؤلؤي، مغطى في اللفافة السباتية للالحيوانات. ممارسة الحذر عند مزيد من فضح العصب، للأسباب التالية.
    1. تجنب التشريح العدواني، أو فروق السبريد المتعامدة، للحماية من إصابة الأعصاب بوساطة التمدد.
    2. تجنب استئصال الخلفية العدوانية والوسيطة الموجهة للحماية من انتهاك الأنسجة الرقيقة التي تغلب على قناة الأذن لأن هذا يمكن أن يدخل نباتات الأذن الوسطى في المجال الجراحي.
    3. تجنب إتلاف الشريان الزمني السطحي من خلال تشريح واسع وموجه بشكل أدنى. لاحظ أنه سيتم تحديد الإصابة عن طريق النزيف النابض السريع.
      1. إذا أصيب الشريان، فضغط الضغط السريع باستخدام قضيب يحمل رؤوس قطنية أو شاش معقم عبر ملقط. يمكن وضع العوامل الهيموساتيكية أو تسرب الفيبرين السائل على مقربة. ضع في اعتبارك أن الحيوان قد يتطلب حقنة تحت الجلد من محلول مالح معقم بنسبة 0.9٪ لتثبيت السوائل.
  10. تتبع الجذع الرئيسي distally عن طريق تشريح على طول العصب في اتجاه أدنى، distally من الخروج من foramen stylomastoid.
    1. تمديد الشق الأصلي للسماح بالتعرض الكامل للعصب وفروعه. الحرص على تجنب اضطراب الغدة النكفية لأن هذا يمكن أن يؤدي إلى سيلوكيلي ما بعد الجراحة.
  11. حث أنماط الإصابة المطلوبة على النحو التالي.
    1. لإصابة سحق، واستخدام ملقط المجوهرات على نحو سلس السطح لفهم بحزم العصب وضغط عليه9. تطبيق الضغط المستمر واستنساخها على العصب لفترة من 30 ق لضمان إصابة سحق المناسبة.
    2. لتشريح بسيط، فهم اللفافة التي تغلب على العصب، أو epineurium الفوري، مع ملقط غرامة مسننة، واستخدام microscissors حادة لتبديل العصب نظيفة في النقطة المطلوبة مع قطع واحد. الحرص على تجنب الجر الزائد على العصب مع ملقط.
    3. لنموذج الفجوة العصبية، قم بإنشاء الفجوة العصبية المطلوبة باستخدام طريقة مشابهة لإصابة استئصال الغيبوبة البسيطة. استخدام رمح معقم من القطن يميل قضيب قطع إلى الفجوة العصبية المطلوبة طول داخل العملية لضمان تشابه نمط الإصابة بين الحيوانات.

5- إغلاق الجروح

  1. ري الجرح بمحلول معقم وتجفيفه بالشاش المعقم.
  2. تقريبي حواف الجلد بطريقة بسيطة تحت المركبة مع الغرز القابلة للامتصاص، أو استخدام الغراء الجلد أو مقاطع الجرح، والتي هي أيضا مقبولة لإغلاق الجرح. ضع غرزة مدفونة عن طريق تناول لدغة عميقة إلى سطحية لحافة جلد واحدة ثم لدغة سطحية إلى عميقة لاحقة من حافة الجلد المقابلة.

6. الانتعاش بعد الجراحة

  1. إعطاء حقن تحت الجلد من المسكنات المضادة للالتهابات غير الستيرويدية (مثل 0.05 ملغ / كجم من البوبرينورفين و 0.5 ملغ / كغ كاربروفين) للسيطرة على الألم بعد الجراحة. ضع الحقن على ظهر الحيوان.
  2. وقف إدارة عامل التخدير والسماح للالحيوان لاستنشاق الأكسجين لمدة 1 دقيقة إضافية.
  3. ضع الحيوان في دافئ (عبر مصباح حراري) ، قفص عقيم يخلو من مواد الفراش لتجنب الابتلاع العرضي. لاحظ أن الحيوان سوف تظهر عادة علامات الانتعاش في غضون 1-2 دقيقة ويمكن أن تظهر مشوشة، مع تأخر الانتعاش من وظيفة الساق الخلفية.
  4. إعادة الحيوانات إلى أقفاصها في وحدة سكنية مناسبة وإدارة المسكنات بعد الجراحة في يوم ما بعد الجراحة #1 لضمان استمرار الوقاية ضد الألم.
  5. مراقبة الحيوانات 2x يوميا لتقييم علامات سوء التغذية، تهيج القرنية، أو عدوى الموقع الجراحي، والحفاظ على السجلات الجراحية المناسبة.
    1. إدارة 0.9٪ المالحة المعقمة بطريقة تحت الجلد إذا كان هناك فقدان الوزن كبيرة.
    2. تطبيق مرهم العين التشحيم يوميا حتى يتم إعادة منعكس الحيوان وميض.

النتائج

بعد العملية الجراحية الأولية ، هناك نوعان رئيسيان من مقاييس النتائج: القياسات التسلسلية في الحيوان الحي والقياسات التي تتطلب التضحية بالحيوان. ومن أمثلة القياسات التسلسلية الفحوصات الكهروفيزيولوجية، مثل إجراء العضلات المركبة المحتملة قياس30،تقييمات حركة...

Discussion

وقد برز نموذج إصابة العصب الوجه الفئران كنظام الأكثر تنوعا لتقييم العوامل العصبية بسبب إمكانية الوصول الجراحية، ونمط التفريع، وأهمية الفسيولوجية27،29،33،34،35،36. إن الجمع بين عرض ال?...

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

يتم تمويل S.A.A. من قبل الأكاديمية الأمريكية لجراحة تجميل الوجه والجراحة الترميمية ليزلي برنشتاين برنامج المنح.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1.8% isofluraneVetOne13985-030-40
11-0 nylon microsuturesAROSutureTK-117038
4-0 monocryl sutureVWR75982-084
Buprenorphine SRZooPharmMIF 900-006
CarprofenSigma-AldrichMFCD00079028
ChlorhexidineVWRIC19135805
Jeweler forcepsVWR21909-458
Micro Weitlaner retractorVWR82030-146
Micro-scissorsVWR100492-348
Mini tenotomy scissorsVWR89023-522
Number 15 scalpel bladeVWR102097-834
Operating microscopeLeica
Petrolatum eye gelPharmadermB002LUWBEK
Sterile waterVWR89125-834
Tissue adhesiveVetbond, 3MNC9259532
Water conductor padAqua Relief SystemARS2000B
BupivacaineUse as a local analgesic

References

  1. Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
  2. Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
  3. Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
  4. Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
  5. Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
  6. Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
  7. Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
  8. Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
  9. Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
  10. Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
  11. Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
  12. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  13. Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
  14. Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
  15. Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
  16. Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
  17. Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
  18. Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
  19. Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
  20. Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
  21. Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
  22. Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
  23. Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
  24. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  25. Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
  26. Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
  27. Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
  28. Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
  29. Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
  30. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
  31. Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
  32. Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
  33. Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
  34. Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
  35. Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
  36. Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
  37. Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
  38. Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
  39. Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
  40. Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
  41. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
  42. Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
  43. Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
  44. Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
  45. Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
  46. Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
  47. Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
  48. Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
  49. Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
  50. Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
  51. Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

159 GFP

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved