JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

ينشئ البروتوكول الحالي ويميز نموذج xenograft المشتق من المريض (PDX) لسرطان الغدة الدرقية الكشمي (ATC) وسرطان الخلايا الحرشفية في الرأس والرقبة (HNSCC) ، حيث أصبحت نماذج PDX بسرعة المعيار في مجال علم الأورام الانتقالي.

Abstract

تحافظ نماذج xenograft المشتقة من المريض (PDX) بأمانة على الخصائص النسيجية والجينية للورم الرئيسي وتحافظ على عدم تجانسه. ترتبط نتائج الديناميكا الدوائية القائمة على نماذج PDX ارتباطا وثيقا بالممارسة السريرية. سرطان الغدة الدرقية الكشمي (ATC) هو النوع الفرعي الأكثر خبيثة من سرطان الغدة الدرقية ، مع غزو قوي ، وسوء التشخيص ، والعلاج المحدود. على الرغم من أن معدل الإصابة ب ATC يمثل 2٪ -5٪ فقط من سرطان الغدة الدرقية ، إلا أن معدل الوفيات يصل إلى 15٪ -50٪. يعد سرطان الخلايا الحرشفية في الرأس والرقبة (HNSCC) أحد أكثر الأورام الخبيثة شيوعا في الرأس والرقبة ، مع أكثر من 600000 حالة جديدة في جميع أنحاء العالم كل عام. هنا ، يتم تقديم بروتوكولات مفصلة لإنشاء نماذج PDX من ATC و HNSCC. في هذا العمل ، تم تحليل العوامل الرئيسية التي تؤثر على معدل نجاح بناء النموذج ، وتمت مقارنة السمات النسيجية المرضية بين نموذج PDX والورم الرئيسي. علاوة على ذلك ، تم التحقق من الأهمية السريرية للنموذج من خلال تقييم الفعالية العلاجية في الجسم الحي للأدوية التمثيلية المستخدمة سريريا في نماذج PDX التي تم بناؤها بنجاح.

Introduction

نموذج PDX هو نموذج حيواني يتم فيه زرع أنسجة الورم البشري في الفئران التي تعاني من نقص المناعة وتنمو في البيئة التي توفرها الفئران1. تعاني نماذج خط الخلايا السرطانية التقليدية من العديد من العيوب ، مثل عدم التجانس ، وعدم القدرة على الاحتفاظ بالبيئة المكروية للورم ، والتعرض للاختلافات الجينية أثناء الممرات المتكررة في المختبر ، والتطبيق السريريالسيئ 2,3. تتمثل العيوب الرئيسية للنماذج الحيوانية المعدلة وراثيا في الخسارة المحتملة للسمات الجينومية للأورام البشرية ، وإدخال طفرات جديدة غير معروفة ، وصعوبة تحديد درجة التماثل بين أورام الفئران والأورام البشرية4. بالإضافة إلى ذلك ، فإن إعداد النماذج الحيوانية المعدلة وراثيا مكلف ويستغرق وقتا طويلا وغير فعال نسبيا4.

يتميز نموذج PDX بالعديد من المزايا مقارنة بنماذج الأورام الأخرى من حيث عكس عدم تجانس الورم. من منظور علم التشريح المرضي ، على الرغم من أن نظير الفأر يحل محل السدى البشري بمرور الوقت ، فإن نموذج PDX يحافظ على البنية المورفولوجية للورم الرئيسي جيدا. بالإضافة إلى ذلك ، يحافظ نموذج PDX على الهوية الأيضية للورم الرئيسي لمدة أربعة أجيال على الأقل ويعكس بشكل أفضل العلاقات المتبادلة المعقدة بين الخلايا السرطانية وبيئتها المكروية ، مما يجعله فريدا في محاكاة النمو ، ورم خبيث ، وتكوين الأوعية ، وكبت المناعة لأنسجة الورم البشري5،6،7. على المستويين الخلوي والجزيئي ، يعكس نموذج PDX بدقة عدم تجانس الأورام البشرية بين الأورام وداخلها ، بالإضافة إلى الخصائص المظهرية والجزيئية للسرطان الأصلي ، بما في ذلك أنماط التعبير الجيني ، وحالة الطفرة ، ورقم النسخ ، ومثيلة الحمض النووي والبروتينات 8,9. نماذج PDX ذات الممرات المختلفة لها نفس الحساسية للعلاج الدوائي ، مما يشير إلى أن التعبير الجيني لنماذج PDX مستقر للغاية10,11. أظهرت الدراسات وجود علاقة ممتازة بين استجابة نموذج PDX للدواء والاستجابات السريرية للمرضى لهذا الدواء12,13. لذلك ، ظهر نموذج PDX كنموذج بحثي قوي قبل السريري ومتعدي ، خاصة لفحص الأدوية والتنبؤ بالتشخيص السريري.

سرطان الغدة الدرقية هو ورم خبيث شائع في نظام الغدد الصماء وهو ورم خبيث بشري أظهر زيادة سريعة في الإصابة في السنوات الأخيرة14. سرطان الغدة الدرقية الكشمي (ATC) هو أكثر أنواع سرطان الغدة الدرقية خبثا ، حيث يبلغ متوسط بقاء المريض على قيد الحياة 4.8 شهرا فقط15. على الرغم من أن أقلية فقط من مرضى سرطان الغدة الدرقية يتم تشخيصهم ب ATC كل عام في الصين ، إلا أن معدل الوفيات يقترب من 100٪ 16،17،18. عادة ما ينمو ATC بسرعة ويغزو الأنسجة المجاورة للرقبة وكذلك الغدد الليمفاوية العنقية ، وحوالي نصف المرضى لديهم نقائل بعيدة19,20. سرطان الخلايا الحرشفية في الرأس والرقبة (HNSCC) هو سادس أكثر أنواع السرطان شيوعا في العالم وأحد الأسباب الرئيسية لوفيات السرطان ، حيث يعاني ما يقدر بنحو 600000 شخص من HNSCC كل عام21،22،23. يشمل HNSCC عددا كبيرا من الأورام ، بما في ذلك الأورام الموجودة في الأنف والجيوب الأنفية والفم واللوزتين والبلعوم والحنجرة24. ATC و HNSCC هما من الأورام الخبيثة الرئيسية في الرأس والرقبة. من أجل تسهيل تطوير عوامل علاجية جديدة وعلاجات شخصية ، من الضروري تطوير نماذج حيوانية قوية ومتقدمة قبل السريرية مثل نماذج PDX من ATC و HNSCC.

تقدم هذه المقالة طرقا مفصلة لإنشاء نموذج PDX تحت الجلد ل ATC و HNSCC ، وتحلل العوامل الرئيسية التي تؤثر على معدل أخذ الورم في بناء النموذج ، وتقارن الخصائص النسيجية المرضية بين نموذج PDX والورم الرئيسي. وفي الوقت نفسه ، في هذا العمل ، تم إجراء اختبارات الديناميكا الدوائية في الجسم الحي باستخدام نماذج PDX التي تم إنشاؤها بنجاح من أجل التحقق من أهميتها السريرية.

Protocol

تم إجراء جميع التجارب على الحيوانات وفقا لجمعية تقييم واعتماد إرشادات وبروتوكولات رعاية المختبر المعتمدة من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوان في مستشفى غرب الصين بجامعة سيتشوان. تم استخدام الفئران التي تعاني من نقص المناعة NOD-SCID الذين تتراوح أعمارهم بين 4-6 أسابيع (من كلا الجنسين) وإناث الفئران العارية Balb / c الذين تتراوح أعمارهم بين 4-6 أسابيع في هذه الدراسة. تم الحصول على الحيوانات من مصدر تجاري (انظر جدول المواد). أذنت لجنة الأخلاقيات في مستشفى غرب الصين بالدراسة مع البشر (رقم البروتوكول 2020353). قدم كل مريض موافقة خطية مستنيرة.

1. التحضير التجريبي

  1. قم بترتيب الشفرات التي تستخدم لمرة واحدة ، والمقص والملاقط المعقمة ، والأدوات الأخرى اللازمة لزراعة الورم ، وضعها على طاولة العمل فائقة النظافة ، وقم بتشعيعها بالأشعة فوق البنفسجية مسبقا.
  2. تحضير أطباق ملحية وبتري معقمة لاستخدامها أثناء الاختبار.

2. اكتساب ونقل أنسجة الورم الطازجة

  1. احصل على عينات ورم جديدة (عادة ما تكون أكبر من 5 مم × 5 مم في الحجم) من غرفة العمليات ، وضعها في أنبوب طرد مركزي سعة 15 مل أو 50 مل يحتوي على محلول HTK معقم (انظر جدول المواد) أو محلول ملحي. قم بتسمية أنابيب الطرد المركزي.
    ملاحظة: تم الحصول على عينات الورم الطازجة عن طريق الاستئصال الجراحي أو ثقب من المرضى الذين يعانون من ATC أو HNSCC.
  2. ضع أنابيب الطرد المركزي في صندوق ثلج معد مسبقا.
    ملاحظة: خلال هذا الوقت ، يجب على مشغل الزرع إعداد العناصر اللازمة للزراعة (انظر جدول المواد).
  3. تأكد من أن الوقت بين جمع العينات ونقلها إلى المختبر لبناء PDX لا يتجاوز 2 ساعة. أثناء النقل ، قم بإحاطة الأنابيب التي تحتوي على الأنسجة بخليط من الماء المثلج أو أكياس الثلج للحفاظ على نشاط الأنسجة.

3. زرع الورم

  1. بمجرد وصول أنسجة الورم إلى المختبر ، قم بتسجيلها وإعادة ترقيمها.
    ملاحظة: بالنسبة للدراسة الحالية ، تم الاحتفاظ بمعلومات المريض بسرية تامة. ونفذت الخطوات المتبقية من الإجراء في مختبر من المستوى 2 للسلامة الأحيائية (BSL-2). عند دخول المختبر ، يوصى بارتداء سترة فوق ملابس العمل أو الملابس الواقية وقبعة وقناع. يتم علاج أنسجة الورم في خزانة السلامة الحيوية.
  2. تطهير أنابيب الطرد المركزي التي تحتوي على أنسجة الورم مع الكحول بنسبة 75 ٪ ، ووضعها على طاولة العمليات. نقل أنسجة الورم إلى أطباق بتري 6 سم مملوءة بالمحلول الملحي باستخدام ملقط العيون المعقمة. بعد ذلك ، قم بتقطيعها إلى قطع صغيرة تبلغ حوالي 2 مم × 2 مم و 3 مم × 3 مم باستخدام شفرة.
  3. انقل قطع أنسجة الورم إلى طبق بتري 6 سم يحتوي على الكمية المناسبة من المحلول الملحي ، ولف الطبق بغشاء مانع للتسرب ، وضعه في صندوق ثلج ، واحمله إلى غرفة الحيوانات المحددة الخالية من مسببات الأمراض (SPF) جنبا إلى جنب مع الأدوات اللازمة (مقص ، ملقط ، وإبر تلقيح).
  4. تحضير الحيوان باتباع الخطوات أدناه.
    1. قم بإزالة الشعر الموجود على الصدر الجانبي الأيمن للإناث أو الذكور الذين يعانون من نقص المناعة NOD-SCID بعمر 4-6 أسابيع ، وقم بتطهير الجلد بنسبة 75٪ كحول. تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق من 80 ملغم / كغم من الكيتامين و 10 ملغ / كغ من الزيلازين (انظر جدول المواد) ، وتشويه عيونهم بمرهم بيطري لمنع الجفاف. تأكيد عمق التخدير عن طريق فقدان منعكس الدواسة.
    2. قم بعمل شق 2 مم بمقص عبر الجلد في منتصف الصدر الجانبي الأيمن للفئران.
  5. خذ قطعة ورم من طبق بتري ، وضعها في إبرة المبزل 2.4 مم × 2.0 مم (انظر جدول المواد) بالملقط.
  6. امسك الماوس ، وشد الجلد في موقع البزل ، واستخدم المبزل الذي يحتوي على قطع الورم لإدخال الورم من خلال شق الجلد الأولي 2 مم ، وانتقل إلى الجزء الخلفي من الكتف ، وادفع قلب المبزل.
  7. تأكد من دفع قطعة الورم للخارج وتركها في الجيب الانتقالي الذي يتكون من ثقب المبزل ، ثم اسحب المبزل.
  8. إذا تحرك الورم بالإبرة عند سحبه ، فاستخدم المبزل لإعادة ضبطه وخياطة الشق.
    ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم تلقيح كل فأر في المقدمة الظهرية والأطراف الخلفية. تم تلقيح واحد إلى ثلاثة فئران لكل عينة ورم من كل مريض بناء على حجم الورم.

4. الحفاظ على أنسجة الورم وتثبيتها وتجميد البروتين

ملاحظة: تم استخدام أنسجة الورم المتبقية لحفظ البذور وتثبيتها وتجميد الحمض النووي / الحمض النووي الريبي / البروتين ، على التوالي.

  1. قم بإزالة المحلول الملحي من سطح الورم بشاش معقم قبل وضعه في أنبوب الحفظ بالتبريد للتأكد من أن سطح الورم ليس رطبا بشكل مفرط.
  2. ضع أربع إلى ست قطع من أنسجة الورم 2 مم × 2 مم في أنبوب الحفظ بالتبريد للخلايا سعة 2 مل ، وأضف 1 مل من محلول الحفظ بالتبريد المكون من 90٪ مصل بقري جنيني (FBS) و 10٪ ثنائي ميثيل سلفوكسيد (DMSO) في الأنبوب ، ضع الأنبوب في صندوق تبريد متدرج ، وقم بتجميده عند -80 درجة مئوية طوال الليل ، وأخيرا ، نقله إلى النيتروجين السائل.
  3. ضع كتل أنسجة الورم 3 مم × 3 مم في الفورمالين المخزن بنسبة 10٪ لتثبيت الأنسجة للفحص المرضي.
  4. ضع كتلة الأنسجة 3 مم × 3 مم في أنبوب الحفظ بالتبريد للخلايا سعة 2 مل ، وقم بتجميدها بسرعة في النيتروجين السائل ، ثم انقلها إلى ثلاجة -80 درجة مئوية لاستخراج الحمض النووي / الحمض النووي الريبي والبروتين.
  5. جمع المعلومات السريرية للمرضى ، مثل تاريخ التدخين ، وحجم الورم ، والتمايز ، والنوع الفرعي المرضي ، ودرجة السرطان ، ومرحلة السرطان ، وورم خبيث بعيد ، والأصل ، والتاريخ الطبي ، والكيمياء المناعية ، وعدوى فيروس الورم الحليمي البشري (HPV) في مرضى HNSCC ، وأدوية العلاج.

5. تمرير وحفظ وإنعاش أورام نموذج PDX

  1. قم بقياس طول وعرض الأورام تحت الجلد في الفئران باستخدام ملاقط الورنية مرة واحدة في الأسبوع ، واحسب حجم الورم وفقا للصيغة: حجم الورم = 0.5 × طول × عرض2. ارسم منحنى نمو الورم.
  2. عندما يصل ورم PDX إلى 2000 مم3 ، قم بتمريره إلى الجيل التالي من الفئران ، وقم بإعادة زرع الورم. قم بإعداد الأدوات باتباع الخطوة 4.
  3. القتل الرحيم للفئران عن طريق خلع عنق الرحم بعد تخديره ب 80 مغ / كغ من الكيتامين.
  4. تطهير الجلد مع الكحول 75 ٪. ثم ، قم بقص الجلد المحيط بالورم باستخدام المقص ، ثم قم بإزالة الورم بالملقط ، وضعه في طبق بتري.
  5. قم بإجراء عملية زرع الورم باتباع الخطوة 3.
  6. قم بإجراء الحفظ والحفظ بالتبريد لأورام نموذج PDX باتباع الخطوة 4.
  7. لإنعاش أنسجة الورم ، اتبع مبدأ التجميد البطيء والذوبان السريع. بعد إخراج المبردات من النيتروجين السائل ، ضعها بسرعة في حمام مائي عند 37 درجة مئوية للذوبان السريع.
  8. هز بلطف cryovials في حمام مائي لتسريع عملية الذوبان.
  9. ذوبان الجليد ، ونقل قطع الورم إلى المياه المالحة العادية المعدة للغسيل ، ثم تلقيح الجيل القادم من الفئران. بالنسبة للعملية المحددة ، يرجى الاطلاع على إجراء زرع الأنسجة في الخطوة 3.

6. تحديد الفعالية العلاجية للينفاتينيب والسيسبلاتين في نموذج ATC PDX

ملاحظة: تم استخدام نموذج ATC PDX لاختبار التأثير العلاجي لمثبط التيروزين كيناز lenvatinib وعقار العلاج الكيميائي سيسبلاتين25،26،27.

  1. حدد نسيج الورم من الجيل P5 لنموذج ATC PDX (THY-017) ، مقطعة إلى 2-4 مم 3 قطع أنسجة ، وقم بتلقيحها تحت الجلد (الخطوة3 ) إلى الجزء الخلفي الأيمن من عشرة فئران عارية من 4-6 أسابيع Balb / c.
  2. حدد 15 فأرا بأحجام ورم تتراوح بين 50-150 مم3 ، وقسمها إلى ثلاث مجموعات.
  3. تطبيق لينفاتينيب (10 ملغ/ كغ) داخل المعدة لمجموعة واحدة مرة واحدة يوميا لمدة 15 يوما، تطبيق سيسبلاتين (3 ملغ/كغ) داخل الصفاق لمجموعة واحدة كل 3 أيام لما مجموعه ست جرعات، وتطبيق المجموعة الضابطة بنفس الحجم من المحلول الملحي العادي.
  4. قياس وزن الجسم وحجم الورم من الفئران مرتين في الأسبوع.
  5. في نهاية الاختبار ، القتل الرحيم للفئران (الخطوة 5.3) ، ووزن الأورام.

النتائج

تم زرع ما مجموعه 18 عينة من سرطان الغدة الدرقية ، وتم بناء خمسة نماذج PDX لسرطان الغدة الدرقية بنجاح (معدل أخذ الورم بنسبة 27.8٪) ، بما في ذلك أربع حالات من سرطانات الغدة الدرقية غير المتمايزة وحالة واحدة من سرطان الغدة الدرقية الكشمي. تم تحليل العلاقة بين معدل نجاح بناء النموذج والعمر والجنس وق...

Discussion

نجحت هذه الدراسة في إنشاء نماذج PDX تحت الجلد ل ATC و HNSCC. هناك العديد من الجوانب التي يجب الانتباه إليها أثناء عملية بناء نموذج PDX. عندما يتم فصل أنسجة الورم عن المريض ، يجب وضعها في صندوق الثلج وإرسالها إلى المختبر للتلقيح في أقرب وقت ممكن. بعد وصول الورم إلى المختبر ، يجب على المشغل الانتباه إ...

Disclosures

لا يتم الكشف عن أي تضارب محتمل في المصالح.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل برنامج دعم العلوم والتكنولوجيا في مقاطعة سيتشوان (رقم المنحة 2019JDRC0019 و 2021ZYD0097) ، ومشروع 1.3.5 لتخصصات التميز ، مستشفى غرب الصين ، جامعة سيتشوان (رقم المنحة ZYJC18026) ، مشروع 1.3.5 لتخصصات التميز - مشروع حضانة البحوث السريرية ، مستشفى غرب الصين ، جامعة سيتشوان (المنحة رقم 2020HXFH023) ، صناديق البحوث الأساسية للجامعات المركزية (SCU2022D025) ، مشروع التعاون الدولي لمكتب تشنغدو للعلوم والتكنولوجيا (المنحة رقم 2022-GH02-00023-HZ) ، ومشروع شرارة الابتكار بجامعة سيتشوان (المنحة رقم 2019SCUH0015) ، وصندوق تدريب المواهب للتكامل الطبي الهندسي لمستشفى غرب الصين - جامعة العلوم والتكنولوجيا الإلكترونية (رقم المنحة. HXDZ22012).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2.4 mm x 2.0 mm trocarShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-9065
Balb/c nude miceBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.401
Biosafety cabinetSuzhou AntaiBSC-1300IIA2
BladeShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-0823
Centrifuge tube Corning430791/430829
Cryopreservation tubeChengdu Dianrui Experimental Instrument Co., Ltd/
Custodiol HTK-SolutionCustodiol2103417
Dimethyl sulfoxide(DMSO)SIGMA-ALORICHD5879-500mL
Electronic balanceMETTLERME104
Electronic digital caliperChengdu Chengliang Tool Group Co., Ltd0-220
fetal bovine serum(FBS)VivaCellC04001-500
IBM SPSS Statistics 26IBM
KetamineJiangsu Zhongmu Beikang Pharmaceutical Co., Ltd 100761663
LenvatinibApexBioA2174
NOD-SCID immunodeficient miceBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.406
Pen-Strep SolutionBiological Industries03-03101BCS
Petri dishWHBWHB-60/WHB-100
Saline Sichuan KelunW220051705
ScissorShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-0110
TweezerShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-1241
Vet ointmentPfizer Inc.P10015353
XylazineDunhua Shengda Animal Medicine Co., Ltd070031777

References

  1. Toolan, H. W. Successful subcutaneous growth and transplantation of human tumors in X-irradiated laboratory animals. Proceedings of The Society for Experimental Biology and Medicine. 77 (3), 572-578 (1951).
  2. Gillet, J. P., et al. Redefining the relevance of established cancer cell lines to the study of mechanisms of clinical anti-cancer drug resistance. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (46), 18708-18713 (2011).
  3. Hausser, H. J., Brenner, R. E. Phenotypic instability of Saos-2 cells in long-term culture. Biochemical & Biophysical Research Communications. 333 (1), 216-222 (2005).
  4. Pérez-Mancera, P., Guerra, C., Barbacid, M., Tuvesonet, D. A. What we have learned about pancreatic cancer from mouse models. Gastroenterology. 142 (5), 1079-1092 (2012).
  5. Bruna, A., et al. A biobank of breast cancer explants with preserved intra-tumor heterogeneity to screen anticancer compounds. Cell. 167 (1), 260-274 (2016).
  6. Choi, S., et al. Lessons from patient-derived xenografts for better in vitro modeling of human cancer. Advanced Drug Delivery Reviews. 79-80, 222-237 (2014).
  7. Blomme, A., et al. Murine stroma adopts a human-like metabolic phenotype in the PDX model of colorectal cancer and liver metastases. Oncogene. 37 (9), 1237-1250 (2018).
  8. Wang, D., et al. Molecular heterogeneity of non-small cell lung carcinoma patient-derived xenografts closely reflect their primary tumors. International Journal of Cancer. 140 (3), 662-673 (2016).
  9. Jung, J., et al. Generation and molecular characterization of pancreatic cancer patient-derived xenografts reveals their heterologous nature. Oncotarget. 7 (38), 62533-62546 (2016).
  10. Keysar, S., et al. A patient tumor transplant model of squamous cell cancer identifies PI3K inhibitors as candidate therapeutics in defined molecular bins. Molecular Oncology. 7 (4), 776-790 (2013).
  11. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer. Clinical Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  12. Fiebig, H. H., et al. Development of three human small cell lung cancer models in nude mice. Recent Results in Cancer Research. 97, 77-86 (1985).
  13. Morelli, M. P., et al. Prioritizing phase I treatment options through preclinical testing on personalized tumorgraft. Journal of Clinical Oncology. 30 (4), 45-48 (2012).
  14. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA. 68 (6), 394-424 (2018).
  15. Onoda, N., et al. Evaluation of the 8th edition TNM classification for anaplastic thyroid carcinoma. Cancers. 12 (3), 552 (2020).
  16. Nel, C., et al. Anaplastic carcinoma of the thyroid: A clinicopathologic study of 82 cases. Mayo Clinic Proceedings. 60 (1), 51-58 (1985).
  17. Mazzaferri, E. L. Increasing incidence of thyroid cancer in the United States, 1973-2002. Yearbook of Medicine. 2007, 496-499 (2007).
  18. Kebebew, E., Greenspan, F. S., Clark, O. H., Woeber, K. A., Mcmillan, A. Anaplastic thyroid carcinoma. Treatment outcome and prognostic factors. Cancer. 103 (7), 1330-1335 (2005).
  19. Lin, B., et al. The incidence and survival analysis for anaplastic thyroid cancer: A SEER database analysis. American Journal of Translational Research. 11 (9), 5888-5896 (2019).
  20. Maniakas, A., Dadu, R., Busaidy, N. L., Wang, J. R., Zafereo, M. Evaluation of overall survival in patients with anaplastic thyroid carcinoma, 2000-2019. JAMA Oncology. 6 (9), 1397-1404 (2020).
  21. Gilardi, M., et al. Tipifarnib as a precision therapy for HRAS-mutant head and neck squamous cell carcinomas. Molecular Cancer Therapeutics. 19 (9), 1784-1796 (2020).
  22. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2016. CA. 66 (1), 7-30 (2016).
  23. Chow, L. Q. M. Head and neck cancer. New England Journal of Medicine. 382 (1), 60-72 (2020).
  24. Swiecicki, P. L., Brennan, J. R., Mierzwa, M., Spector, M. E., Brenner, J. C. Head and neck squamous cell carcinoma detection and surveillance: Advances of liquid biomarkers. Laryngoscope. 129 (8), 1836-1843 (2019).
  25. Wang, R., et al. Distribution and activity of lenvatinib in brain tumor models of human anaplastic thyroid cancer cells in severe combined immune deficient mice. Molecular Cancer Therapeutics. 18 (5), 947-956 (2019).
  26. Takahashi, S., et al. A phase II study of the safety and efficacy of lenvatinib in patients with advanced thyroid cancer. Future Oncology. 15 (7), 717-726 (2019).
  27. Ferrari, S. M., et al. Lenvatinib exhibits antineoplastic activity in anaplastic thyroid cancer in vitro and in vivo. Oncology Reports. 39 (5), 2225-2234 (2018).
  28. Cabanillas, M. E., Habra, M. A. Lenvatinib: Role in thyroid cancer and other solid tumors. Cancer Treatment Reviews. 42, 47-55 (2016).
  29. Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The generation and application of patient-derived xenograft model for cancer research. Cancer Research and Treatment. 50 (1), 1-10 (2018).
  30. Peng, S., et al. Tumor grafts derived from patients with head and neck squamous carcinoma authentically maintain the molecular and histologic characteristics of human cancers. Journal of Translational Medicine. 11, 198 (2013).
  31. Derose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514-1520 (2011).
  32. Chen, X., Shen, C., Wei, Z., Zhang, R., Xiao, K. Patient-derived non-small cell lung cancer xenograft mirrors complex tumor heterogeneity. Cancer Biology and Medicine. 18 (1), 184-198 (2021).
  33. Choi, Y. Y., et al. Establishment and characterisation of patient-derived xenografts as paraclinical models for gastric cancer. Scientific Reports. 6, 22172 (2016).
  34. Maider, I. V., Andrés, C., Alberto, B. Preclinical models for precision oncology. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Cancer. 1872 (2), 239-246 (2018).
  35. Okada, S., Vaeteewoottacharn, K., Kariya, R. Establishment of a patient-derived tumor xenograft model and application for precision cancer medicine. Chemical & Pharmaceutical Bulletin. 66 (3), 225-230 (2018).
  36. Michael, G., et al. Tumor take rate optimization for colorectal carcinoma patient-derived xenograft models. BioMed Research International. 2016, 1715053 (2016).
  37. Bernardo, C., Costa, C., Sousa, N., Amado, F., Santos, L. Patient-derived bladder cancer xenografts: a systematic review. Translational Research. 166 (4), 324-331 (2015).
  38. Facompre, N. D., et al. Barriers to generating PDX models of HPV-related head and neck. Laryngoscope. 127 (12), 2777-2783 (2017).
  39. Kang, H. N., Kim, J. H., Park, A. Y., Choi, J. W., Kim, H. R. Establishment and characterization of patient-derived xenografts as paraclinical models for head and neck cancer. BMC Cancer. 20 (1), 316 (2020).
  40. Ahn, S. H., et al. An orthotopic model of papillary thyroid carcinoma in athymic nude mice. Archives of Otolaryngology-Head & Neck Surgery. 134 (2), 190-197 (2008).
  41. Nucera, C., et al. A novel orthotopic mouse model of human anaplastic thyroid carcinoma. Thyroid. 19 (10), 1077-1084 (2009).
  42. De Rose, F., et al. Galectin-3 targeting in thyroid orthotopic tumors opens new ways to characterize thyroid cancer. Journal of Nuclear Medicine. 60 (6), 770-776 (2019).
  43. Pearson, A. T., et al. Patient-derived xenograft (PDX) tumors increase growth rate with time. Oncotarget. 7 (7), 7993-8005 (2016).
  44. Huo, K. G., D'Arcangelo, E., Tsao, M. S. Patient-derived cell line, xenograft and organoid models in lung cancer therapy. Translational Lung Cancer Research. 9 (5), 2214-2232 (2020).
  45. Kumari, R., Xu, X., Li, H. Q. Translational and clinical relevance of PDX-derived organoid models in oncology drug discovery and development. Current Protocols. 2 (7), e431 (2022).
  46. Takahashi, N., et al. Construction of in vitro patient-derived tumor models to evaluate anticancer agents and cancer immunotherapy. Oncology Letters. 21 (5), 406 (2021).
  47. Barasch, A., et al. Photobiomodulation effects on head and neck squamous cell carcinoma (HNSCC) in an orthotopic animal model. Supportive Care in Cancer. 28 (6), 2721-2727 (2020).
  48. Wang, M., et al. Humanized mice in studying efficacy and mechanisms of PD-1-targeted cancer immunotherapy. FASEB Journal. 32 (3), 1537-1549 (2018).
  49. Wu, C., Wang, X., Shang, H., Wei, H. Construction of a humanized PBMC-PDX model to study the efficacy of a bacterial marker in lung cancer immunotherapy. Disease Markers. 2022, 1479246 (2022).
  50. Yao, L. C., et al. Creation of PDX-bearing humanized mice to study immuno-oncology. Methods in Molecular Biology. 1953, 241-252 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

196

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved