Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تقدم هذه المقالة منهجية تعريض البشر ليرقات Ixodes scapularis للبحوث السريرية. هذه التقنية بسيطة نسبيا ، ويمكن تحملها من قبل المتطوعين في البحث ، ويمكن تعديلها وفقا للاحتياجات التجريبية. يجب إجراء مثل هذه الأبحاث التي تشمل البشر بموجب بروتوكولات الدراسة السريرية المعتمدة من قبل السلطات التنظيمية المناسبة.

Abstract

الأمراض المنقولة بالقراد هي مشكلة صحية عامة كبيرة في الولايات المتحدة وفي جميع أنحاء العالم. القراد ملزمون المفصليات التي تتغذى على الدم. يجب أن تظل علامة ixodid ملتصقة بجلد المضيف وتكمل عملية التغذية التي تستغرق عدة أيام للحصول على وجبة الدم. يعد تعريض للقراد ممارسة شائعة لدراسة استجابات المضيف لدغات القراد والأمراض المنقولة بالقراد. لقد طورنا الإجراء ، وأجرينا أول دراسة بحثية بشرية ، ونشرنا النتائج حول تعريض المتطوعين من البشر لقراد Ixodes scapularis غير المصاب. توضح هذه المقالة المنهجية المستخدمة لبناء ضمادة الاحتواء ، وكيفية تطبيق القراد وتأمينه على المضيف ، وكيفية الحفاظ على الضمادة ، وكيفية إزالة القراد من المضيف. يعد تعريض المتطوعين لدغات القراد إجراء تجريبيا ويجب إجراؤه بموجب بروتوكول بحث سريري معتمد من قبل السلطات التنظيمية المناسبة. تسمح هذه الطريقة بإجراء أبحاث متعدية لفهم الاستجابة البشرية لدغات القراد بشكل أفضل وتعزيز تطوير التشخيص والوقاية والعلاجات للأمراض المنقولة بالقراد.

Introduction

القراد الصلب (Ixodidae: Acari) هي طفيليات خارجية تتغذى على الدم تحدث في جميع أنحاء العالم وقادرة على نقل مجموعة واسعة من مسببات الأمراض ، بما في ذلك البكتيريا والفيروسات والطفيليات ، ذات الأهمية الطبية والبيطرية الرئيسية. يجب أن تظل قراد Ixodid ملتصقا بالمضيف لعدة أيام لإكمال وجبة الدم ، ولديها القدرة على البقاء ملتصقة بالجلد مع تجنب التعرف عليها ، ومنع تخثر الدم الموضعي ، وتسهيل التغذية طويلة الأجل1،2،3. أظهرت الدراسات التي أجريت على أن المضيفين غير المتساهلين يكتسبون مقاومة لدغات القراد مع التعرض المتكرر للقراد ، مما قد يؤدي إلى انخفاض القدرة على نقل العامل الممرض ، بينما يمكن للقراد أن يتطفل بشكل متكرر على المضيفين المتساهلين. تعتمد مقاومة القراد المكتسبة على طبيعة الاستجابة المناعية للمضيف4،5،6،7.

تشكل الأمراض المنقولة بالقراد تهديدا متزايدا في الولايات المتحدة (الولايات المتحدة) ، حيث زاد عدد الحالات المبلغ عنها بأكثر من الضعف بين عامي 2004 و 2016 8,9. بسبب تغير المناخ ، تستمر النطاقات الجغرافية للقراد المختلفة في التوسع10,11. تشمل الأمراض الرئيسية المنقولة بالقراد في الولايات المتحدة مرض لايم ، وداء الحساسية المفرطة ، وداء إيرليخ ، والحمى المبقعة ، وداء البابيزيا ، والتولاريميا ، ومرض فيروس بواسان8. مرض لايم ، الناجم عن العدوى ب Borrelia burgdorferi sensu lato ، هو أكثر الأمراض المنقولة بالقراد شيوعا في الولايات المتحدة وأوروبا12. مع تشخيص ما يقرب من 476,000 فرد بمرض لايم سنويا في الولايات المتحدة ، هناك عبء على الصحة العامة والاقتصاد على الأفراد والمجتمع 13,14,15.

Ixodes scapularis (القراد ذو الأرجل السوداء أو الغزلان) هو الناقل الرئيسي لمرض لايم ، وكذلك مرض الحساسية المفرطة ، وداء البابيزيا ، ومرض بوريليا مياموتوي ، ومرض فيروس بواسان في الولايات المتحدة. تشمل أنواع القراد المهمة طبيا الأخرى في الولايات المتحدة Amblyomma americanum (قراد النجم الوحيد) ، Dermacentor variabilis (قراد الأمريكي) ، Ixodes pacificus (القراد الغربي ذو الأرجل السوداء) ، Dermacentor andersoni (قراد خشب جبال روكي) ، Ixodes cookei (قراد جرذ الأرض) ، Dermacentor occidentalis (قراد ساحل المحيط الهادئ) ، Rhipicephalus sanguineus (قراد البني) ، و Amblyomma maculatum (قراد ساحل الخليج)16.

إن تطوير طريقة لتعريض المتطوعين الباحثين لدغات القراد يدعم الدراسات التي تستخدم الناقل الطبيعي للبحث عن أدلة على الإصابة ، وهو إجراء يعرف باسم التشخيص الجيني17،18،19،20،21 ، ولمعرفة المزيد عن المناعة الناجمة عن التعرض للقراد ، والتي يمكن أن تسهم في اكتشاف لقاح مضاد للقراد5،6،7. تم تطوير الإجراء الموصوف هنا واستخدامه في أول دراسة بحثية بشرية باستخدام يرقة Ixodes scapularis التي يتم تربيتها في المختبر للتشخيص الجيني لعدوى B. burgdorferi بعد العلاج بالمضادات الحيوية (NCT01143558) ، والتي نشرت في عام 201419. تم استخدام النظام بنجاح في دراسة المرحلة 2 التي تبحث فيما إذا كان التشخيص الإيجابي للأجانب مرتبطا باستمرار الأعراض بعد العلاج بالمضادات الحيوية لمرض لايم (NCT02446626) وفي دراسة تستكشف استجابة المضيف لدغات القراد (NCT05036707).

يصف بروتوكول الإجراء هذا عملية إنشاء ضمادة الاحتواء ، وإجراء وضع القراد ، وإجراء إزالة القراد ، بالإضافة إلى رعاية الموقع اللازمة للحفاظ على ضمادة الاحتواء. تم وصف التفاصيل المتعلقة بمستعمرة القراد I. scapularis الخالية من مسببات الأمراض وإجراءات التعرض للقراد المستخدمة في الدراسات المذكورة أعلاهسابقا 19,22. تقدم هذه المنهجية أداة بحث مرنة يمكن تكييفها لدراسة الجوانب المختلفة لاستجابة المضيف البشري لدغات القراد ، وفعالية أدوية الوقاية من القراد ، وكذلك مرض لايم والأمراض الأخرى المنقولة بالقراد.

Protocol

يعد تعريض المتطوعين لدغات القراد طريقة تجريبية ويجب إجراؤها بموجب بروتوكول بحث سريري معتمد من قبل السلطات التنظيمية ذات الصلة. تمت الموافقة على الدراسات السريرية (NCT01143558 و NCT02446626 و NCT05036707) من قبل مجالس المراجعة المؤسسية المعنية ، والتي أجريت بموجب إعفاءات الأجهزة التجريبية الممنوحة من قبل إدارة الغذاء والدواء الأمريكية ، وتم تنفيذها وفقا لإرشادات الممارسة السريرية الجيدة. بالإضافة إلى ذلك ، تم تسجيل هذه الدراسات مع ClinicalTrials.gov ، وتم الحصول على موافقة خطية مستنيرة من جميع المشاركين.

1. إعداد خلع الملابس الاحتواء

  1. لإنشاء قالب قياس ، قم بتصوير ضمادة احتواء الغرواني المائي مقاس 3 × 3 بوصة على طول جانب خطوط القياس (الشكل 1 أ وجدول المواد).
  2. قص القالب المنسوخ على طول السطر 1 بوصة. بعد ذلك ، قم بقص الخط 2 بوصة ، وإنشاء دائرة 2 بوصة بمركز 1 بوصة (الشكل 1 ب).
  3. باستخدام هذا القالب ، قم بقص ضمادة الرغوة غير اللاصقة لإنشاء دائرة مقاس 2 بوصة بمركز 1 بوصة (الشكل 2 أ ، ب ، وجدول المواد).
  4. باستخدام نفس القالب ، قم بقص دائرة مقاس 2 بوصة في وسط الضمادة الغروانية المائية الرقيقة للغاية مقاس 4 × 4 بوصة (الشكل 2 ج ، د).
  5. اقطع الطبقة الغروانية المائية لضمادة الاحتواء مقاس 3 × 3 بوصة عند خط 11/2 بوصة.
  6. اسحب البطانة الورقية للطبقة الغروانية المائية لضمادة الاحتواء لكشف المادة اللاصقة. ضع ضمادة الرغوة المقطوعة داخل دائرة 2 بوصة من المادة اللاصقة (الشكل 3 أ). سيضمن ذلك أن تمتد ضمادة الرغوة إلى ما بعد فتحة ضمادة الاحتواء. استبدل بطانة الورق على الطبقة الغروانية المائية للضمادة (الشكل 3 ب).
    ملاحظة: تم استخدام هذه القياسات للدراسات التي شملت ما يصل إلى 10 قراد كتفي I. اليرقات. بالنسبة للدراسات التي شملت ما يصل إلى 30 رقدا يرقيريا I. scapularis ، تم قطع قالب مركز الرغوة بين علامات 1 "و 11/2" للسماح بمساحة أكبر لوضعها. يمكن تكييف قياسات ضمادة الاحتواء وفقا لتصميم الدراسة.

2. وضع القراد

  1. تخزين القراد
    1. قم بتخزين اليرقات I. scapularis القراد في ثلاجة طبية مع ضبط درجة الحرارة على 9-10 درجة مئوية.
    2. قم بتخزين القراد في قنينة مغطاة بغطاء شبكي للسماح بتدفق الهواء الكافي. قم بتعبئة قارورة القراد في كيس بلاستيكي قابل للغلق باستخدام اسفنجة مبللة قليلا للحفاظ على الرطوبة ومنع الجفاف.
  2. وضع القراد
    1. أخرج القراد من الثلاجة للسماح لها بالتسخين إلى درجة حرارة الغرفة. يمكن أن تصبح القراد نشطة في أقل من 15 دقيقة خارج الثلاجة.
    2. ضع ورقة بيضاء حول منطقة الموضع لتصور أي علامة تم إسقاطها عن غير قصد بسهولة.
    3. بلل وسادة شاش مقاس 4 × 4 بوصات بالماء النظيف أو المالحة واستخدمها لتنظيف جلد موقع التنسيب. يجب تجفيف المنطقة أو تركها تجف في الهواء.
      ملاحظة: عند اختيار موقع الجسم لوضع القراد ، ضع في اعتبارك المناطق التي لا تقيد الأنشطة اليومية للمتطوع وحيث يمكن للمشارك مراقبة سلامة الضمادة بسهولة. لا تضع القراد في المناطق التي يمكن سحقها بسبب الضغط المباشر (على سبيل المثال ، الظهر). قم بتقييم شعر جسم المشارك ، وإذا لزم الأمر ، قم بقص شعر الجسم الزائد بعناية باستخدام مقص في موقع المادة اللاصقة ، وتجنب تلف الجلد. تجنب استخدام ماكينة حلاقة لإزالة الشعر ، لأنها قد تزيد من خطر إصابة الجلد والعدوى.
    4. بمجرد أن يجف الجلد ، قم بإزالة البطانة اللاصقة من الجانب الغرواني المائي للضمادة المحضرة وثبتها بإحكام على الجلد في موقع التنسيب ، مع التأكد من بقاء الطبقة الشبكية مفتوحة.
    5. اكسر المسحة الخشبية (انظر جدول المواد) إلى نصفين لكشف الأطراف الخشنة.
    6. فتح بعناية قارورة القراد.
    7. باستخدام الطرف المستخرج من المسحة الخشبية ، انقل القراد النشط من القارورة وضعه على الجلد داخل ضمادة الاحتواء (الشكل 4 أ). اطلب من عضو إضافي في الفريق مراقبة موقع وضع القراد لضمان بقاء القراد داخل ضمادة الاحتواء. استخدم شريطا لاصقا لاحتجاز القراد الذي يهرب من القارورة أثناء هذه العملية.
      ملاحظة: يعد كسر المسحة الخشبية واستخدام الطرف الخشنة فعالا في معالجة القراد ونقله دون التسبب في تلف القراد. تعمل الفرشاة الصغيرة ذات الشعيرات الناعمة بلون فاتح أيضا على نقل القراد من الحاوية إلى موقع الجلد.
    8. بمجرد وضع العدد المحدد من القراد للدراسة ، قم بإزالة البطانة اللاصقة من الطبقة الشبكية لضمادة الاحتواء وأغلقها فوق الفتحة.
    9. بعد التأكد من توصيل المادة اللاصقة بإحكام ، ضع الضمادة الغروانية المائية الرقيقة جدا مقاس 4 × 4 بوصة على ضمادة الاحتواء لمزيد من الأمان (الشكل 4 ب).
      ملاحظة: يمكن العثور على معلومات إضافية بخصوص مستعمرة القراد I. scapularis الخالية من مسببات الأمراض ومدة إجراءات التعرض للقراد المستخدمة في الدراسات المذكورة في أقسام الطرق في الدراسات المنشورة19،22.

3. رعاية الموقع

  1. توفير غطاء حاجز مائي وشريط مضاد للحساسية مقاس 2 بوصة (انظر جدول المواد) للمشارك في البحث.
  2. تقديم تعليمات لرعاية موقع احتواء القراد.
    1. تحقق بشكل دوري من الضمادة وراقب الحواف من أجل الالتصاق آمن بالجلد. ضع شريطا إضافيا لتقوية حواف الضمادة حسب الحاجة.
    2. لا تخدش موقع الضمادة، وامتنع عن فتح أو إزالة الضمادة خلال فترة الدراسة.
    3. تجنب الاستحمام أو النقع في الماء. أيضا ، تجنب الاستحمام بالماء الساخن والحد من مدة الاستحمام. قبل الاستحمام ، احم ضمادة الاحتواء بغطاء حاجز الماء المرفق وقم بإزالته بعد الانتهاء من الاستحمام. جفف الضمادة برفق وافحصها للتأكد من أنها تظل آمنة.
    4. تجنب الأنشطة التي قد تؤدي إلى التعرق الشديد وتعرض سلامة الضمادة للخطر (على سبيل المثال ، التمارين الهوائية ، والمشي لمسافات طويلة).

4. إزالة القراد

  1. إعداد قوارير المجموعة
    1. قم بتسمية قوارير جمع القراد بالمعرفات المطلوبة (على سبيل المثال ، رمز الدراسة والتاريخ).
    2. إذا كان الحفاظ على القراد الحي ضروريا ، فقم بثقب الثقوب في غطاء القوارير بإبرة 20 جم. استخدم طبقة من شبكة النايلون أو البوليستر مع الغطاء لإغلاق القارورة. ضع قطعة صغيرة من الإسفنج الرطب في كيس قابل للغلق مع قارورة القراد للحفاظ على الرطوبة.
  2. إزالة القراد
    1. ضع ملاءات بيضاء حول موقع الضمادة وتأكد من أن حوض التجميع في متناول اليد.
    2. باستخدام مناديل الكحول ، قم بإزالة الضمادة بعناية من الجلد.
    3. بمجرد إزالتها بالكامل ، ضع الضمادة في حوض التجميع وافحصها بحثا عن وجود قراد منفصل.
    4. تقييم موقع التنسيب للقراد المرفقة. سيتم فصل القراد الذي تم تغذيته على التجديد (الشكل 5 أ). بالنسبة للقراد المتبقي المرفق ، استخدم ملقط رفيع الطرف للإزالة (الشكل 5 ب).
    5. نظف البشرة بمناديل الكحول أو الماء والصابون.

النتائج

أظهرت الدراسة أن الإجراء آمن وجيد التحمل ، مع كون الحدث الضار الأساسي هو الحكة الخفيفة في موقع اللدغات ، والتي لوحظت في 58٪ من الإجراءات. لم تكن هناك أحداث سلبية خطيرة تتعلق بالإجراء عند استخدام اليرقات النظيفة التي يتم تربيتها في المختبر I. scapularis القراد19. في الإجراءات ال 43...

Discussion

في حين أن الدراسات التي أجريت على والتي تنطوي على التعرض للقراد4،5،6،7،21 كانت لا تقدر بثمن في زيادة فهمنا لاستجابة المضيف للأمراض المنقولة بالقراد ولدغات القراد ، فإن هذه النماذج لها قيود في مدى توقعه...

Disclosures

الدكتورة أدريانا ماركيز حاصلة على براءة اختراع أمريكية 8,926,989 B2; وهو مستشار علمي غير مدفوع الأجر لتحالف لايم العالمي ومؤسسة مرض لايم الأمريكية. ليس لدى سيو بينغ ترك وآليا إيشمان رابطة قد تشكل تضاربا في المصالح. لا يعكس محتوى هذا المنشور بالضرورة آراء أو سياسات وزارة الصحة والخدمات الإنسانية ، ولا يعني ذكر الأسماء التجارية أو المنتجات التجارية أو المنظمات موافقة حكومة الولايات المتحدة.

Acknowledgements

تم دعم هذا البحث من قبل برنامج البحوث الداخلية التابع للمعاهد الوطنية للصحة ، المعهد الوطني للحساسية والأمراض المعدية. نشكر ليندن تي هو ، وسام آر تيلفورد الثالث ، وكينيث دارديك ، وكارلا ويليامز ، وإيرين تشونغ ، وكريستينا برانديبورغ على مشاركتهم في تطوير الإجراءات.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
20 G needleAny brandFor puncturing the vial cap.
3" x 3" containment dressingMonarch Labs NamesLeFlaphttps://www.monarchlabs.com/ordering
4" x 4" extra-thin hydrocolloid dressingConvaTecDuoDermhttps://www.convatec.com/products/advanced-wound-care/brand-names/pc-wound-duoderm-granluflex/duoderm-extra-thin-dressing/
4" x 4" gauzeMonarch Labs NamesFor cleaning skin
Clean water or salineFor cleaning skin
Moisture barrier (e.g. 7" x 7")AquaGuardTIDIFor showering, ttps://www.tidiproducts.com/product-listing/aquaguard-shower-cover-sheets 
Non-adhesive foam dressingColoplastBiatainhttps://www.coloplast.us/biatain-non-adhesive-en-us.aspx
Roll of 2" hypoallergenic tapeMonarch Labs NamesDuraporeFor reinforcing containment dressing.
Roll of adhesive tapeFor trapping ticks
Vials for collection (e.g. cryovials)EpendorfECC200

References

  1. Yeh, M. T., et al. Determining the duration of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) attachment to tick-bite victims. J Med Entomol. 32 (6), 853-858 (1995).
  2. Piesman, J., Mather, T. N., Sinsky, R. J., Spielman, A. Duration of tick attachment and Borrelia burgdorferi transmission. J Clin Microbiol. 25 (3), 557-558 (1987).
  3. Vora, A., et al. Ticks elicit variable fibrinogenolytic activities upon feeding on hosts with different immune backgrounds. Sci Rep. 7, 44593 (2017).
  4. Narasimhan, S., et al. Immunity against Ixodes scapularis salivary proteins expressed within 24 hours of attachment thwarts tick feeding and impairs Borrelia transmission. PLoS One. 2 (5), 451 (2007).
  5. Nazario, S., et al. Prevention of Borrelia burgdorferi transmission in guinea pigs by tick immunity. Am J Trop Med Hyg. 58 (6), 780-785 (1998).
  6. Krause, P. J., et al. Dermatologic changes induced by repeated Ixodes scapularis bites and implications for prevention of tick-borne infection. Vector Borne Zoonotic Dis. 9 (6), 603-610 (2009).
  7. Anderson, J. M., et al. Ticks, Ixodes scapularis, feed repeatedly on white-footed mice despite strong inflammatory response: an expanding paradigm for understanding tick-host interactions. Front Immunol. 8, 1784 (2017).
  8. Rosenberg, R., et al. Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and Territories, 2004-2016. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 67 (17), 496-501 (2018).
  9. Paules, C. I., Marston, H. D., Bloom, M. E., Fauci, A. S. Tickborne diseases - confronting a growing threat. N Engl J Med. 379 (8), 701-703 (2018).
  10. Tardy, O., et al. Mechanistic movement models to predict geographic range expansions of ticks and tick-borne pathogens: Case studies with Ixodes scapularis and Amblyomma americanum in eastern North America. Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102161 (2023).
  11. Molaei, G., Eisen, L. M., Price, K. J., Eisen, R. J. Range expansion of native and invasive ticks: a looming public health threat. J Infect Dis. 226 (3), 370-373 (2022).
  12. Marques, A. R., Strle, F., Wormser, G. P. Comparison of Lyme disease in the United States and Europe. Emerg Infect Dis. 27 (8), 2017-2024 (2021).
  13. Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. F. Estimating the frequency of Lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 616-619 (2021).
  14. Schwartz, A. M., Kugeler, K. J., Nelson, C. A., Marx, G. E., Hinckley, A. F. use of commercial claims data for evaluating trends in lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 499-507 (2021).
  15. Hook, S. A., et al. Economic burden of reported Lyme disease in high-incidence areas, United States. Emerg Infect Dis. 28 (6), 1170-1179 (2022).
  16. Eisen, L. Tick species infesting humans in the United States. Ticks Tick Borne Dis. 13 (6), 102025 (2022).
  17. Embers, M. E., et al. Variable manifestations, diverse seroreactivity and post-treatment persistence in non-human primates exposed to Borrelia burgdorferi by tick feeding. PLoS One. 12 (12), 0189071 (2017).
  18. Hodzic, E., Imai, D., Feng, S., Barthold, S. W. Resurgence of persisting non-cultivable Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. PLoS One. 9 (1), 86907 (2014).
  19. Marques, A., et al. Xenodiagnosis to detect Borrelia burgdorferi infection: a first-in-human study. Clin Infect Dis. 58 (7), 937-945 (2014).
  20. Hodzic, E., Imai, D. M., Escobar, E. Generality of post-antimicrobial treatment persistence of Borrelia burgdorferi strains N40 and B31 in genetically susceptible and resistant mouse strains. Infect Immun. 87 (10), e00442 (2019).
  21. Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment. J Infect Dis. 186 (10), 1430-1437 (2002).
  22. Turk, S., Williams, C., Marques, A., Pal, U., Buyuktanir, O. . in Borrelia burgdorferi: Methods in Molecular Biology. , 337-346 (2018).
  23. Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. Antimicrob Agents Chemother. 52 (5), 1728-1736 (2008).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Ixodes scapularis

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved