Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu makale, klinik araştırmalar için insanları larva Ixodes scapularis'e maruz bırakma metodolojisini sunmaktadır. Teknik nispeten basittir, araştırma gönüllüleri tarafından tolere edilebilir ve deneysel ihtiyaçlara göre değiştirilebilir. İnsan denekleri içeren bu tür araştırmalar, uygun düzenleyici makamlar tarafından onaylanan klinik çalışma protokolleri kapsamında yürütülmelidir.

Özet

Kene kaynaklı hastalıklar, Amerika Birleşik Devletleri'nde ve dünya çapında önemli bir halk sağlığı sorunudur. Keneler zorunlu kanla beslenen eklembacaklılardır; Bir Ixodid kene, konakçının cildine bağlı kalmalı ve kan unu elde etmek için çok günlük beslenme sürecini tamamlamalıdır. Hayvanları kenelere maruz bırakmak, kene ısırıklarına ve kene kaynaklı hastalıklara konakçı tepkilerini incelemek için yaygın bir uygulamadır. Prosedürü geliştirdik, ilk insan araştırma çalışmasını gerçekleştirdik ve insan gönüllülerin enfekte olmamış larva Ixodes scapularis kenelerine maruz bırakılmasına ilişkin bulguları yayınladık. Bu makale, muhafaza pansumanını oluşturmak için kullanılan metodolojiyi, kenelerin konakçıya nasıl uygulanacağını ve sabitleneceğini, pansumanın nasıl korunacağını ve kenelerin konakçıdan nasıl çıkarılacağını açıklamaktadır. Gönüllüleri kene ısırıklarına maruz bırakmak deneysel bir prosedürdür ve uygun düzenleyici makamlar tarafından onaylanmış bir klinik araştırma protokolü kapsamında gerçekleştirilmelidir. Bu yöntem, kene ısırıklarına insan tepkisini daha iyi anlamak ve kene kaynaklı hastalıklar için teşhis, önleme ve tedavilerin geliştirilmesini teşvik etmek için translasyonel araştırmalara izin verir.

Giriş

Sert keneler (Ixodidae: Acari), dünya çapında meydana gelen ve bakteriler, virüsler ve parazitler dahil olmak üzere büyük tıbbi ve veterinerlik öneme sahip çok çeşitli patojenleri iletebilen zorunlu kanla beslenen ektoparazitlerdir. Ixodid keneleri, bir kan yemeğini tamamlamak için günlerce konakçıya bağlı kalmalıdır ve tanınmaktan kaçınırken, yerel kan pıhtılaşmasını önlerken ve uzun süreli beslenmeyi kolaylaştırırken cilde bağlı kalma kapasitesine sahiptirler 1,2,3. Hayvan çalışmaları, izin verilmeyen konakçıların, tekrarlanan kene maruziyetleri ile kene ısırıklarına karşı direnç kazandığını, bunun da bir patojeni iletme yeteneğinin azalmasına yol açabileceğini, kenelerin ise izin veren konakçıları tekrar tekrar parazitleyebileceğini göstermiştir. Edinilmiş kene direnci, konakçı bağışıklık tepkisinindoğasına bağlıdır 4,5,6,7.

Kene kaynaklı hastalıklar Amerika Birleşik Devletleri'nde (ABD) artan bir tehdittir ve bildirilen vaka sayısı 2004 ile 2016 yılları arasında iki kattan fazla artmıştır 8,9. İklim değişikliği nedeniyle, farklı kenelerin coğrafi aralıkları genişlemeye devam ediyor10,11. ABD'de önde gelen kene kaynaklı hastalıklar arasında Lyme hastalığı, anaplazmoz, ehrlichiosis, benekli ateş riketsiosis, babesiosis, tularemi ve Powassan virüsü hastalığıbulunur 8. Borrelia burgdorferi sensu lato enfeksiyonunun neden olduğu Lyme hastalığı, ABD ve Avrupa'da en sık görülen kene kaynaklı hastalıktır12. ABD'de yılda yaklaşık 476.000 kişiye Lyme hastalığı teşhisi konulduğunda, bireylere ve topluma hem halk sağlığı hem de ekonomik bir yük getirmektedir 13,14,15.

Ixodes scapularis (siyah bacaklı veya geyik kenesi), Lyme hastalığının yanı sıra anaplazmoz, babesiosis, Borrelia miyamotoi hastalığı ve ABD'deki Powassan virüsü hastalığı için birincil vektördür. ABD'deki diğer tıbbi açıdan önemli kene türleri arasında Amblyomma americanum (Yalnız yıldız kene), Dermacentor variabilis (Amerikan köpek kenesi), Ixodes pacificus (Batı siyah bacaklı kene), Dermacentor andersoni (Rocky Mountain ahşap kene), Ixodes cookei (Köstebek kenesi), Dermacentor occidentalis (Pasifik Kıyısı kenesi), Rhipicephalus sanguineus (kahverengi köpek kenesi) ve Amblyomma maculatum (Körfez Kıyısı kene)16.

Araştırma gönüllülerini kene ısırıklarına maruz bırakmak için bir yöntem geliştirmek, enfeksiyon kanıtı aramak için doğal vektörü kullanan çalışmaları, ksenodiagnosis 17,18,19,20,21 olarak bilinen bir prosedürü destekler ve kenelere maruz kalmanın neden olduğu bağışıklık hakkında daha fazla bilgi edinmek için bu da bir kene önleyici aşının keşfine katkıda bulunabilir 5,6,7. Burada açıklanan prosedür, 2014 yılında yayınlanan antibiyotik tedavisi (NCT01143558) sonrası B. burgdorferi enfeksiyonunun ksenodiagnostiği için laboratuvarda yetiştirilen Ixodes scapularis larvası kullanılarak geliştirilmiş ve kullanılmıştır19. Sistem, pozitif bir ksenodiagnoagnozun Lyme hastalığının (NCT02446626) antibiyotik tedavisinden sonra semptomların kalıcılığı ile ilişkili olup olmadığını araştıran bir faz 2 çalışmasında ve kene ısırıklarına (NCT05036707) konakçı tepkisini araştıran bir çalışmada başarıyla kullanılmıştır.

Bu prosedür protokolü, muhafaza örtüsünün oluşturulması, kene yerleştirme prosedürü ve kene çıkarma prosedürünün yanı sıra muhafaza örtüsünün sürdürülmesi için gereken saha bakımının oluşturulması sürecini açıklar. Yukarıda belirtilen çalışmalar için kullanılan patojen içermeyen I. scapularis kene kolonisi ve kene maruziyet prosedürleri ile ilgili ayrıntılar daha önce açıklanmıştır19,22. Bu metodoloji, kene ısırıklarına insan konakçı tepkisinin farklı yönlerini, kene önleme ilaçlarının etkinliğini, ayrıca Lyme hastalığını ve diğer kene kaynaklı hastalıkları incelemek için uyarlanabilen esnek bir araştırma aracı sunar.

Protokol

Gönüllüleri kene ısırıklarına maruz bırakmak deneysel bir yöntemdir ve ilgili düzenleyici makamlar tarafından onaylanmış bir klinik araştırma protokolü kapsamında yürütülmelidir. Klinik çalışmalar (NCT01143558, NCT02446626 ve NCT05036707) ilgili kurumsal inceleme kurulları tarafından onaylanmış, ABD Gıda ve İlaç Dairesi tarafından verilen araştırma cihazı muafiyetleri kapsamında yürütülmüş ve İyi Klinik Uygulama kılavuzlarına uygun olarak yürütülmüştür. Ayrıca bu çalışmalar ClinicalTrials.gov kayıt altına alınmış ve tüm katılımcılardan yazılı bilgilendirilmiş onam alınmıştır.

1. Muhafaza pansuman hazırlığı

  1. Bir ölçüm şablonu oluşturmak için, ölçüm çizgilerinin kenarı boyunca 3" x 3" hidrokolloid muhafaza örtüsünün fotokopisini çekin (Şekil 1A ve Malzeme Tablosu).
  2. Fotokopi ile çoğaltılan şablonu 1" çizgi boyunca kesin. Ardından, 2" çizgi boyunca kesin ve merkezi 2" olan 1" bir daire oluşturun (Şekil 1B).
  3. Bu şablonu kullanarak, 1" merkezli 2" bir daire oluşturmak için yapışkan olmayan köpük sargıyı kesin (Şekil 2A, B ve Malzeme Tablosu).
  4. Aynı şablonu kullanarak, 2" x 4" ekstra ince hidrokolloid sargının ortasında 4" bir daire kesin (Şekil 2C,D).
  5. 3" x 3" muhafaza sargısının hidrokolloid tabakasını 11/2" çizgisinde kesin.
  6. Yapıştırıcıyı ortaya çıkarmak için muhafaza sargısının hidrokolloid tabakasının kağıt astarını geri çekin. Kesilmiş köpük sargıyı yapıştırıcının 2 inçlik dairesi içine yerleştirin (Şekil 3A). Bu, köpük sargının, muhafaza sargısının açıklığının ötesine uzanmasını sağlayacaktır. Kağıt astarı pansumanın hidrokolloid tabakasının üzerine yerleştirin (Şekil 3B).
    NOT: Bu ölçümler, 10 larva I. scapularis kenesini içeren çalışmalar için kullanılmıştır. 30'a kadar larva I. scapularis kenesini içeren çalışmalar için, köpük merkezi için şablon, yerleştirme için daha geniş bir alan sağlamak için 1 "ve 11/2" işaretleri arasında kesildi. Muhafaza örtüsünün ölçümleri, çalışma tasarımına uygun olarak uyarlanabilir.

2. Kene yerleşimi

  1. Depolamayı işaretleyin
    1. Larva I. scapularis kenelerini tıbbi sınıf bir buzdolabında, sıcaklığı 9-10 °C'ye ayarlanmış olarak saklayın.
    2. Keneleri, yeterli hava akışı sağlamak için bir ağ kapağı ile kaplı bir şişede saklayın. Nemi korumak ve kurumayı önlemek için kene şişesini hafifçe nemlendirilmiş bir süngerle kapatılabilir bir plastik torbaya koyun.
  2. Kenelerin yerleştirilmesi
    1. Oda sıcaklığına ısınmalarını sağlamak için keneleri buzdolabından çıkarın. Keneler, buzdolabının dışında 15 dakika gibi kısa bir sürede aktif hale gelebilir.
    2. Yanlışlıkla bırakılan onay işaretini kolayca görselleştirmek için yerleştirme alanının etrafına beyaz bir sayfa yerleştirin.
    3. 4 "x 4" gazlı bezi temiz su veya tuzlu su ile nemlendirin ve yerleştirme bölgesinin cildini temizlemek için kullanın. Alan kurulanmalı veya kurumaya bırakılmalıdır.
      NOT: Kene yerleştirme için vücut bölgesini seçerken, gönüllünün günlük aktivitelerini kısıtlamayan ve pansumanın bütünlüğünün katılımcı tarafından kolayca izlenebileceği alanları göz önünde bulundurun. Keneleri doğrudan basınç nedeniyle ezilebilecekleri alanlara (örneğin sırt) koymayın. Katılımcının vücut kıllarını değerlendirin ve gerekirse, cilde zarar vermemek için yapıştırıcı yerinde makas kullanarak aşırı vücut kıllarını dikkatlice kesin. Cilt yaralanması ve enfeksiyon riskini artırabileceğinden epilasyon için tıraş bıçağı kullanmaktan kaçının.
    4. Cilt kuruduktan sonra, hazırlanan pansumanın hidrokolloid tarafından yapışkan astarı çıkarın ve ağ tabakasının açık kalmasını sağlayarak yerleştirme yerinde cilde sıkıca yapıştırın.
    5. Pürüzlü uçları ortaya çıkarmak için tahta çubuğu ( Malzeme Tablosuna bakın) ikiye bölün.
    6. Keneler şişesini dikkatlice açın.
    7. Tahta çubuğun pürüzlü ucunu kullanarak, aktif keneleri şişeden aktarın ve bunları muhafaza sargısı içindeki cilde yerleştirin (Şekil 4A). Kenelerin muhafaza pansumanının içinde kalmasını sağlamak için ek bir ekip üyesinin kene yerleştirme bölgesini izlemesini sağlayın. Bu işlem sırasında flakondan kaçan keneleri yakalamak için yapışkan bant kullanın.
      NOT: Tahta bir çubuğu kırmak ve pürüzlü ucu kullanmak, kenelere zarar vermeden kene manipülasyonu ve transferi için etkilidir. Açık renkte yumuşak kıllara sahip küçük bir fırça, keneleri kaptan cilt bölgesine aktarmak için de çalışır.
    8. Çalışma için belirtilen sayıda kene yerleştirildikten sonra, yapışkan astarı muhafaza sargısının ağ tabakasından çıkarın ve açıklığın üzerine kapatın.
    9. Yapıştırıcının güvenli bir şekilde takıldığından emin olduktan sonra, ek güvenlik için hazırlanan 4" x 4" ekstra ince hidrokolloid sargıyı muhafaza örtüsünün üzerine uygulayın (Şekil 4B).
      NOT: Patojen içermeyen I. scapularis kene kolonisi ve alıntı yapılan çalışmalarda kullanılan kene maruziyet prosedürlerinin süresi ile ilgili ek bilgiler, yayınlanmış çalışmaların yöntemler bölümlerinde bulunabilir19,22.

3. Site bakımı

  1. Araştırma katılımcısına bir su bariyeri kapağı ve 2" hipoalerjenik bant ( Malzeme Tablosuna bakınız) sağlayın.
  2. Kene muhafaza bölgesinin bakımı için talimatlar sağlayın.
    1. Pansumanı periyodik olarak kontrol edin ve cilde güvenli bir şekilde yapışma için kenarları izleyin. Pansuman kenarlarını gerektiği gibi güçlendirmek için ek bant uygulayın.
    2. Pansuman bölgesini çizmeyin ve çalışma süresi boyunca pansumanı açmaktan veya çıkarmaktan kaçının.
    3. Banyo yapmaktan veya suya batırılmaktan kaçının. Ayrıca, sıcak duşlardan kaçının ve duş süresini sınırlayın. Duştan önce, muhafaza sargısını sağlanan su bariyeri kapağı ile koruyun ve duşu tamamladıktan sonra çıkarın. Pansumanı nazikçe kurulayın ve güvenli kaldığından emin olmak için inceleyin.
    4. Aşırı terlemeye yol açabilecek ve pansumanın bütünlüğünü tehlikeye atabilecek aktivitelerden kaçının (ör. aerobik egzersiz, uzun süreli yürüyüşler).

4. Kene kaldırma

  1. Toplama şişelerinin hazırlanması
    1. Kene toplama şişelerini istenen tanımlayıcılarla (örn. çalışma kodu, tarih) etiketleyin.
    2. Canlı kenelerin korunması gerekiyorsa, şişelerin kapağında 20 G'lik bir iğne ile delikler açın. Şişeyi kapatmak için kapakla birlikte bir naylon veya polyester ağ tabakası kullanın. Nemi korumak için kene şişesi ile birlikte sızdırmaz bir torbaya küçük bir parça nemli sünger yerleştirin.
  2. Kenelerin çıkarılması
    1. Bandaj bölgesinin etrafına beyaz çarşaflar yerleştirin ve bir toplama havuzunun ulaşılabilir olduğundan emin olun.
    2. Alkollü mendil kullanarak, bandajı ciltten dikkatlice çıkarın.
    3. Tamamen çıkarıldıktan sonra, bandajı toplama havuzuna yerleştirin ve ayrılmış kenelerin varlığı açısından inceleyin.
    4. Ekli keneler için yerleştirme yerini değerlendirin. Sonuna kadar beslenen keneler ayrılacaktır (Şekil 5A). Kalan bağlı keneler için, çıkarmak için ince uçlu forseps kullanın (Şekil 5B).
    5. Cildi alkollü mendil veya sabun ve su ile temizleyin.

Sonuçlar

Çalışma, prosedürün güvenli ve iyi tolere edildiğini, birincil advers olayın, prosedürlerin% 58'inde gözlenen ısırıkların bulunduğu yerde hafif kaşıntı olduğunu göstermiştir. Laboratuvarda yetiştirilen temiz larva I. scapularis keneleri kullanıldığında prosedürle ilgili ciddi bir advers olay görülmemiştir19. Gerçekleştirilen 43 prosedürde, yerleştirilen kenelere kıyasla bağlı kenelerin ortalama iyileşme yüzdesi %45 ± %27 (SD) olup, medyan yüzde %40...

Tartışmalar

Keneler 4,5,6,7,21 maruz kalmayı içeren hayvan çalışmaları, kene kaynaklı hastalıklara ve kene ısırıklarına konakçı tepkisi hakkındaki anlayışımızı arttırmada paha biçilmez olsa da, bu modellerin insan konakçı tepkisini ne kadar iyi tahmin ettikleri konusunda sınırlamaları vardır. İnsanları kontrollü bir şekilde kene ısırıkla...

Açıklamalar

Dr. Adriana Marques'in US 8,926,989 B2 patenti vardır; ve Global Lyme Alliance ve Amerikan Lyme Hastalığı Vakfı'nın ücretsiz Bilimsel Danışmanıdır. Siu Ping Turk ve Aleah Eschman'ın çıkar çatışması oluşturabilecek bir ilişkisi yok. Bu yayının içeriği, Sağlık ve İnsan Hizmetleri Bakanlığı'nın görüşlerini veya politikalarını yansıtmayabilir ve ticari adlardan, ticari ürünlerden veya kuruluşlardan bahsetmek ABD Hükümeti tarafından onaylandığı anlamına gelmez.

Teşekkürler

Bu araştırma, Ulusal Alerji ve Bulaşıcı Hastalıklar Enstitüsü NIH'nin Intramural Araştırma Programı tarafından desteklenmiştir. Linden T. Hu, Sam R. Telford III, Kenneth Dardick, Carla Williams, Erin Chung ve Christina Brandeburg'a prosedürlerin geliştirilmesine katılımları için teşekkür ederiz.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
20 G needleAny brandFor puncturing the vial cap.
3" x 3" containment dressingMonarch Labs NamesLeFlaphttps://www.monarchlabs.com/ordering
4" x 4" extra-thin hydrocolloid dressingConvaTecDuoDermhttps://www.convatec.com/products/advanced-wound-care/brand-names/pc-wound-duoderm-granluflex/duoderm-extra-thin-dressing/
4" x 4" gauzeMonarch Labs NamesFor cleaning skin
Clean water or salineFor cleaning skin
Moisture barrier (e.g. 7" x 7")AquaGuardTIDIFor showering, ttps://www.tidiproducts.com/product-listing/aquaguard-shower-cover-sheets 
Non-adhesive foam dressingColoplastBiatainhttps://www.coloplast.us/biatain-non-adhesive-en-us.aspx
Roll of 2" hypoallergenic tapeMonarch Labs NamesDuraporeFor reinforcing containment dressing.
Roll of adhesive tapeFor trapping ticks
Vials for collection (e.g. cryovials)EpendorfECC200

Referanslar

  1. Yeh, M. T., et al. Determining the duration of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) attachment to tick-bite victims. J Med Entomol. 32 (6), 853-858 (1995).
  2. Piesman, J., Mather, T. N., Sinsky, R. J., Spielman, A. Duration of tick attachment and Borrelia burgdorferi transmission. J Clin Microbiol. 25 (3), 557-558 (1987).
  3. Vora, A., et al. Ticks elicit variable fibrinogenolytic activities upon feeding on hosts with different immune backgrounds. Sci Rep. 7, 44593 (2017).
  4. Narasimhan, S., et al. Immunity against Ixodes scapularis salivary proteins expressed within 24 hours of attachment thwarts tick feeding and impairs Borrelia transmission. PLoS One. 2 (5), 451 (2007).
  5. Nazario, S., et al. Prevention of Borrelia burgdorferi transmission in guinea pigs by tick immunity. Am J Trop Med Hyg. 58 (6), 780-785 (1998).
  6. Krause, P. J., et al. Dermatologic changes induced by repeated Ixodes scapularis bites and implications for prevention of tick-borne infection. Vector Borne Zoonotic Dis. 9 (6), 603-610 (2009).
  7. Anderson, J. M., et al. Ticks, Ixodes scapularis, feed repeatedly on white-footed mice despite strong inflammatory response: an expanding paradigm for understanding tick-host interactions. Front Immunol. 8, 1784 (2017).
  8. Rosenberg, R., et al. Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and Territories, 2004-2016. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 67 (17), 496-501 (2018).
  9. Paules, C. I., Marston, H. D., Bloom, M. E., Fauci, A. S. Tickborne diseases - confronting a growing threat. N Engl J Med. 379 (8), 701-703 (2018).
  10. Tardy, O., et al. Mechanistic movement models to predict geographic range expansions of ticks and tick-borne pathogens: Case studies with Ixodes scapularis and Amblyomma americanum in eastern North America. Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102161 (2023).
  11. Molaei, G., Eisen, L. M., Price, K. J., Eisen, R. J. Range expansion of native and invasive ticks: a looming public health threat. J Infect Dis. 226 (3), 370-373 (2022).
  12. Marques, A. R., Strle, F., Wormser, G. P. Comparison of Lyme disease in the United States and Europe. Emerg Infect Dis. 27 (8), 2017-2024 (2021).
  13. Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. F. Estimating the frequency of Lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 616-619 (2021).
  14. Schwartz, A. M., Kugeler, K. J., Nelson, C. A., Marx, G. E., Hinckley, A. F. use of commercial claims data for evaluating trends in lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 499-507 (2021).
  15. Hook, S. A., et al. Economic burden of reported Lyme disease in high-incidence areas, United States. Emerg Infect Dis. 28 (6), 1170-1179 (2022).
  16. Eisen, L. Tick species infesting humans in the United States. Ticks Tick Borne Dis. 13 (6), 102025 (2022).
  17. Embers, M. E., et al. Variable manifestations, diverse seroreactivity and post-treatment persistence in non-human primates exposed to Borrelia burgdorferi by tick feeding. PLoS One. 12 (12), 0189071 (2017).
  18. Hodzic, E., Imai, D., Feng, S., Barthold, S. W. Resurgence of persisting non-cultivable Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. PLoS One. 9 (1), 86907 (2014).
  19. Marques, A., et al. Xenodiagnosis to detect Borrelia burgdorferi infection: a first-in-human study. Clin Infect Dis. 58 (7), 937-945 (2014).
  20. Hodzic, E., Imai, D. M., Escobar, E. Generality of post-antimicrobial treatment persistence of Borrelia burgdorferi strains N40 and B31 in genetically susceptible and resistant mouse strains. Infect Immun. 87 (10), e00442 (2019).
  21. Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment. J Infect Dis. 186 (10), 1430-1437 (2002).
  22. Turk, S., Williams, C., Marques, A., Pal, U., Buyuktanir, O. . in Borrelia burgdorferi: Methods in Molecular Biology. , 337-346 (2018).
  23. Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. Antimicrob Agents Chemother. 52 (5), 1728-1736 (2008).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Kene MaruziyetiKene MuhafazasIxodes ScapularisKene Kaynakl Hastal kKene Beslemensan Kene MaruziyetiDeneysel Kene MaruziyetiKene EkiKene karmaTranslasyonel Ara t rmaKlinik Ara t rma Protokol

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır