Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف قياس السعال باستخدام نظام تخطيط التحجم لكامل الجسم (WBP) غير الجراحي وفي الوقت الفعلي والإجراءات المعيارية لحصاد عينات الأنسجة من الفئران ونقدم بعض الطرق لتقييم التهاب مجرى الهواء.

Abstract

السعال المزمن ، الذي يستمر لأكثر من 8 أسابيع ، هو واحد من أكثر الشكاوى شيوعا التي تتطلب عناية طبية ، ويعاني المرضى من عبء اجتماعي واقتصادي ضخم وانخفاض ملحوظ في نوعية الحياة. يمكن أن تحاكي النماذج الحيوانية الفيزيولوجيا المرضية المعقدة للسعال وهي أدوات مهمة لأبحاث السعال. الكشف عن حساسية السعال والتهاب مجرى الهواء له أهمية كبيرة لدراسة الآلية المرضية المعقدة للسعال. توضح هذه المقالة قياس السعال باستخدام نظام تخطيط التحجم لكامل الجسم (WBP) غير الجراحي وفي الوقت الفعلي والإجراءات المعيارية لجمع عينات الأنسجة (بما في ذلك الدم والرئة والطحال والقصبة الهوائية) للفئران. يقدم بعض الطرق لتقييم التهاب مجرى الهواء ، بما في ذلك التغيرات المرضية في أقسام الرئة والقصبة الهوائية الملطخة بالهيماتوكسيلين والإيوزين (HE) ، وتركيز البروتين الكلي ، وتركيز حمض اليوريك ، ونشاط نازعة هيدروجين اللاكتات (LDH) في طاف سائل غسل القصبات الهوائية (BALF) ، وعدد الكريات البيض وعدد الخلايا التفاضلية من BALF. هذه الطرق قابلة للتكرار وتعمل كأدوات قيمة لدراسة الفيزيولوجيا المرضية المعقدة للسعال.

Introduction

السعال هو سلوك دفاعي مهم للحفاظ على سالكية مجرى الهواء وحماية الرئتين من المواد الضارة المحتملة. ومع ذلك ، عندما dysينظم ، يصبح السعال حالة مرضية1. السعال المزمن ، الذي يعرف عادة بأنه يستمر ثمانية أسابيع أو أكثر ، هو أحد الأعراض الأكثر شيوعا التي تتطلب عناية طبية2. نظرا لأن السعال المزمن يستمر بشكل متكرر لسنوات ، يعاني المرضى من عبء اجتماعي واقتصادي ضخم وانخفاض ملحوظ في نوعية الحياة3،4،5. يعتبر السعال المزمن على نطاق واسع متلازمة فرط الحساسية للسعال ويتميز بسعال مزعج غالبا ما يحدث بسبب انخفاض مستويات التعرض الحراري أو الميكانيكي أو الكيميائي6. يرتبط حدوث فرط الحساسية للسعال ارتباطا وثيقا بالتهاب مجرى الهواء7. ومع ذلك ، فإن الآليات الفيزيولوجية المرضية الكامنة وراء تعديل حساسية السعال تحتاج إلى مزيد من التوضيح.

يمكن أن تحاكي النماذج الحيوانية الفيزيولوجيا المرضية المعقدة للسعال وهي أدوات مهمة لأبحاث السعال 8,9. وقد وجدت الدراسات السابقة أن العدوى الفيروسية ، وتقطير إنترفيرون γ داخل الرئة (IFN-γ) ، وتروية المريء لحمض الهيدروكلوريك ، والتعرض للملوثات ، ودخان السجائر ، وحمض الستريك يمكن أن تحفز السعال في10،11،12،13،14،15،16،17. من أجل تقييم السعال والتهاب مجرى الهواء بشكل أفضل ، تم إنشاء نموذج فأر للسعال باستخدام جرعة غير مميتة من فيروس H1N1 في هذه الدراسة. للكشف عن السعال ، تم إنشاء بعض أدوات قياس السعال سريريا لقياس السعال ، بما في ذلك الطرق الذاتية والموضوعية18. تتضمن أدوات التقييم الذاتية لتقييم شدة السعال في المقام الأول مقياسا تناظريا مرئيا ، ودرجة السعال ، واستبيانات جودة الحياة ، وما إلىذلك 19,20. ومع ذلك ، فمن غير المرجح أن تستخدم لتقييم السعال في. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن تقييم السعال بشكل موضوعي من خلال اختبار تحدي السعال ومراقبة تردد السعال. يعد اختبار تحدي السعال باستخدام نظام تخطيط التحجم لكامل الجسم (WBP) طريقة موضوعية تستخدم على نطاق واسع في الدراسات على لقياس حساسية السعال والكشف عن الآليات الأساسية للسعال13,16. استنادا إلى الخصائص التشريحية العصبية لمنعكس السعال ، يشيع استخدام حامض الستريك ، والكابسيسين ، والأدينوزين 5'-ثلاثي الفوسفات (ATP) ، وأليل أيزوثيوسيانات (AITC) ، والوسيط الالتهابي براديكينين كعوامل سعف للحث على السعال 21,22. حمض الستريك هو واحد من أقدم العوامل وأكثرها استخداما على نطاق واسع التي تسبب ردود فعل السعال ، والتي تم التحقق من صحتها لقياس حساسية السعال. إلى جانب ذلك ، يتمتع تحدي حامض الستريك بسلامة جيدة وجدوى وتحمل ويقترح تقييم حساسية منعكس السعال استجابة لعلاجات السعال23. لذلك ، سوف تصف هذه المقالة طريقة قياس حساسية السعال استجابة لحمض الستريك في الفئران باستخدام نظام WBP غير الجراحي وفي الوقت الفعلي.

تتطلب دراسات الفيزيولوجيا المرضية للسعال عينات اختبار ، بما في ذلك عينات من الدم ، وسائل غسل القصبات الهوائية (BALF) ، وأنسجة الرئة والقصبة الهوائية للتحقق من التغيرات في مستويات العوامل الرئيسية24. حاليا ، هناك نقص في الإجراءات المعيارية لجمع عينات الأنسجة من الفئران ، وتستخدم الدراسات ذات الصلة مناهج مختلفة تعقد تقييم التهاب مجرى الهواء. غسل القصبات الهوائية هو وسيلة مهمة لتقييم التهاب مجرى الهواء في أمراض الجهاز التنفسي25. الطرق المختلفة لغسل القصبات الهوائية ستؤدي إلى عدم إمكانية المقارنة بين الدراسات ذات الصلة. علاوة على ذلك ، فإن طرق غسل القصبات الهوائية المختلفة لها تأثير على الخلايا الالتهابية والسيتوكينات الالتهابية في BALF. لذلك ، سوف تصف هذه المقالة إنشاء نموذج فأر للسعال بجرعة غير مميتة من فيروس H1N1 ، وقياس السعال باستخدام نظام WBP ، وطريقة غسل قصبية سنخية موثوقة وآمنة وناجحة للغاية للفئران.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل لجنة رعاية واستخدام بجامعة قوانغتشو الطبية (20240248) وتم تنفيذها بما يتفق بدقة مع الإرشادات المعتمدة. تم استخدام ذكور الفئران C57BL / 6 الخالية من مسببات الأمراض التي تزن 20-25 جم في هذه الدراسة. تم إيواء جميع الفئران تحت درجة حرارة خاضعة للرقابة (22 ± 2 درجة مئوية) ، والرطوبة (50٪ ± 20٪) ، والإضاءة (6:30 صباحا إلى 6:30 مساء) في أقفاص قاعية صلبة مع توفر الطعام والماء حسب الحاجة. يظهر الخط الزمني للبروتوكول في الشكل 1.

1. إنشاء نموذج الماوس من السعال

  1. استخدم فيروس الأنفلونزا A / California / 7/2009 (H1N1). تحديد الجرعة المميتة من فيروس H1N1 في الفئران.
    1. باختصار ، قم بتخدير الفئران (ن = 10 لكل مجموعة) بصوديوم بنتوباربيتال (80 مجم · كجم -1) ثم تصيب الأنف بفيروس مخفف متسلسلا بمقدار 10 أضعاف.
    2. مراقبة الوفاة على مدى 15 يوما. احسب متوسط الجرعة المميتة (LD50) بطريقة Reed-Muench26.
  2. تصيب الفأر بفيروس H1N1.
    1. إذابة 0.8 × LD50 من فيروس H1N1 في 50 ميكرولتر من محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS).
    2. تخدير الفئران بالصوديوم البنتوباربيتال (80 مجم · كجم -1).
    3. عندما يتم تخدير الفئران بعمق ، ضع الفأر في وضع ضعيف مع توجيه الخياشيم لأعلى.
    4. غرس 5-10 ميكرولتر من محلول فيروس H1N1 أو محلول PBS (كعنصر تحكم) داخل الأنف في فتحة أنف واحدة من الفئران باستخدام ماصة (الشكل 2A).
    5. بعد ذلك ، أغلق فم الفأر بالإبهام لجعل أنفه يستنشق بقوة حتى يتم استنشاق محلول فيروس H1N1 في تجويف الأنف بالكامل في الرئتين (الشكل 2B).
    6. كرر الخطوتين 1.2.4 و 1.2.5 في تجويف الأنف الآخر للفئران.
    7. عندما يتم غرس كل فيروس H1N1 المحضر في الخطوة 1.2.1 عن طريق الأنف في رئتي الفأر ، ضعه في وضع الاستلقاء للراحة (الشكل 2C).
  3. قم بقياس حساسية السعال للفأر بعد إنشاء النموذج باستخدام نظام تخطيط التحجم لكامل الجسم للحيوانات الصغيرة Buxco. في اليوم 21 ، قم بتخدير الفأر داخل الصفاق بالصوديوم البنتوباربيتال (150 مجم · كجم -1). جمع ومعالجة أنسجة الدم والطحال و BALF والرئة والقصبة الهوائية (الشكل 1).

2. قياس حساسية السعال

  1. تحضير حامض الستريك (0.4 م): ضع 0.1537 مجم من حامض الستريك في أنبوب طرد مركزي سعة 5 مل وأضف محلول ملحي عادي إلى حجم 2 مل.
  2. فحص الصك
    1. تحقق من القنوات: قم بتوصيل غرف مخطط التحجم لكامل الجسم وفقا لتعليمات الشركة المصنعة وانقر فوق زر المعايرة - يتغير زر المعايرة من البرتقالي إلى الأخضر ، مما يشير إلى نجاح المعايرة (الشكل 3 أ).
    2. معايرة البخاخات:
      1. بعد توصيل البخاخات ، أضف 500 ميكرولتر من المحلول الملحي العادي إلى البخاخات وانقر فوق زر البخاخات.
      2. عندما يكون السائل الموجود في البخاخات رذاذا تماما ، انقر فوق زر الإرذاذ مرة أخرى لمعرفة قوة البخاخات ، والتي تبلغ عموما حوالي 0.3 مل / دقيقة. انقر فوق زر الإرذاذ مرة أخرى لقبول الطاقة الحالية المرذاذة.
    3. بعد التحقق من القنوات ، تأكد من أن قيمة الخطأ أقل من 0.5٪.
  3. تحديد المعلمات
    1. انقر فوق إنشاء دراسة جديدة ، وحدد خيار السعال ، وحدد الماوس في الأنواع ، وانقر فوق التالي.
    2. حدد معلمات CCnt : اضبط مدة فترة التأقلم على 1 دقيقة ، ووقت الاستجابة على 10 دقائق ، وحجم الهباء الجوي على 1 مل ، ومدة التسليم على 10 دقائق.
    3. ضع الفأر الواعي غير المقيد في غرف تخطيط التحجم البلاستيكية الشفافة الفردية لكامل الجسم. أدخل الوزن ومعرف الموضوع للماوس وانقر فوق التالي.
    4. أضف 1 مل من محلول حامض الستريك (0.4 M) إلى البخاخات ولاحظ التغيرات في الوقت الفعلي في CCnt (الشكل 3B).
    5. بعد استخدام حامض الستريك بالكامل، انقر فوق ملف وإنهاء الجلسة لإكمال التجربة.

3. حصاد أنسجة الدم والطحال و BALF والرئة والقصبة الهوائية للفأر (الشكل 4)

  1. جمع الدم.
    1. بعد الكشف عن السعال ، قم بتخدير الفأر بصوديوم بنتوباربيتال (150 مجم · كجم -1) عن طريق الحقن داخل الصفاق. جمع الدم من مدارات الفأر المخدر بعمق. امزج 1 مل من الدم في 0.1 مل من المخزن المؤقت المضاد للتخثر (9.9 مجم / مل من صوديوم الهيبارين المذاب في برنامج تلفزيوني) عند 4 درجات مئوية (الشكل 4 أ).
    2. رج أنبوب جمع الدم لخلط الدم ومضادات التخثر بالكامل لمنع تخثر الدم.
    3. أجهزة الطرد المركزي الدم الذي تم جمعه عند 800 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية. اجمع المادة الطافية ، واخزنها في -80 درجة مئوية (تستخدم لقياس السيتوكين) ، وأعد تعليق الحبيبات في 1 مل من محلول D-Hank. انشر 10 ميكرولتر من معلق خلايا الدم على الشريحة الزجاجية لتحديد ملامح الخلايا.
  2. حصاد الطحال.
    1. افتح صدر الفأر ، واجمع الدم ، واستنزف عبر الشريان (الشكل 4 ب).
    2. قم بإزالة الأذن اليسرى ، ثم قم بتخلل الدورة الدموية الرئوية والجهازية ب 5 مل من المحلول الملحي الطبيعي (الشكل 4C ، D). قم بإزالة الطحال بالكامل من الماوس باستخدام ملقط جراحي (الشكل 4E).
    3. بعد قياس وزن الطحال ، قم بتقطيعه إلى نصفين. إصلاح النصف الأول مع 4 ٪ بارافورمالدهيد في درجة حرارة الغرفة (RT) للتحليل النسيجي. يخزن النصف الثاني عند -80 درجة مئوية لقياس السيتوكين.
  3. غسل القصبات الهوائية
    1. اصنع أنبوب غسل القصبات الهوائية باستخدام ماصة باستور. سخني ماصة باستور باستخدام مصباح كحولي. عندما تصبح ناعمة ، قم بتطويلها لتشكيل أنبوب رفيع. طول أنبوب غسل القصبات الهوائية هو 5 سم. القطر العلوي 5 مم ، والقطر السفلي 1 مم (الشكل 5).
    2. لجمع BALF ، افصل الرئة اليمنى عن طريق الربط في القصبات الهوائية الرئيسية اليمنى. اجمع BALF من الرئتين اليسرى عن طريق الغسل ثلاث مرات باستخدام 0.5 مل من PBS المبرد مسبقا على الجليد. نسبة استرداد BALF أكثر من 80٪ (الشكل 4F).
    3. أجهزة الطرد المركزي BALF المجمعة عند 800 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية. جمع المادة الطافية وقياس تركيز البروتين الكلي وتركيز حمض اليوريك ونشاط LDH وتركيزات السيتوكين.
      ملاحظة: يتم الكشف عن علامات الالتهاب ، بما في ذلك تركيز البروتين الكلي ، وتركيز حمض اليوريك ، ونشاط LDH في طاف BALF ، باستخدام مجموعة الفحص وفقا لإرشادات الشركة المصنعة24.
    4. أعد تعليق الحبيبات في 200 ميكرولتر من PBS ، وعد الكريات البيض في BALF بمساعدة شريحة العد.
    5. لتحديد ملامح الخلية عن طريق العد التفاضلي ، قم بتلطيخ 50 ميكرولتر من تعليق الخلية على الشرائح الزجاجية واتركها تجف.
    6. إصلاح الشريحة مع 4 ٪ بارافورمالدهيد بين عشية وضحاها ، ثم وصمة عار مع الهيماتوكسيلين يوزين (HE). صنف ما لا يقل عن 400 خلية إلى عدلات أو بلاعم أو خلايا ليمفاوية أو حمضات لكل شريحة.
  4. حصاد أنسجة الرئة والقصبة الهوائية للتحليل النسيجي المرضي
    1. بعد جمع BALF ، قم بإزالة وإصلاح نصف الرئة اليمنى (الشكل 4G) والقصبة الهوائية (الشكل 4H) مع 4٪ بارافورمالدهيد في RT للتحليل النسيجي المرضي. قم بتخزين النصف الآخر عند -80 درجة مئوية للنشاف الغربي ، وتفاعل البلمرة المتسلسل الكمي في الوقت الفعلي (qPCR) ، ومقايسة الممتز المناعي المرتبط بالإنزيم (ELISA).

النتائج

يوضح الشكل 6 صورا تمثيلية للتغيرات المرضية في الرئة الملطخة ب HE-CREAM (الشكل 6A ، B) والقصبة الهوائية (الشكل 6C ، D) ، والطحال (الشكل 6E ، F). أدت عدوى فيروس H1N1 إلى تغيرات التهابية في رئتي الفأر ، بما في ذلك ال...

Discussion

بعض السعال المزمن المقاوم للحرارة وما بعد العدوى هي حالات شائعة مرتبطة بعدوى فيروس الجهاز التنفسي27. من أجل تقييم حساسية السعال والتهاب مجرى الهواء بشكل أفضل ، تم إنشاء نموذج فأر للسعال باستخدام فيروس H1N1 في هذه الدراسة. يجب اختيار نماذج سعال الفئران المناسبة لدراسات أخرى وفقا...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل مشروع تخطيط العلوم والتكنولوجيا في قوانغتشو (202002030151) ، والمشروع الرئيسي لمختبر قوانغتشو الوطني (GZNL2024A02001) ، ومنحة مختبر الدولة الرئيسي لأمراض الجهاز التنفسي (SKLRD-Z-202202).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
4% paraformaldehyde BiosharpBL539A
Buxco Small Animal Whole Body Plethysmography System DSI—
Calcium-free and magnesium-free Hank’s Balanced Salt SolutionBeyotimeC0219
Citric acidSigma-AldrichC2404
Hematoxylin-EosinBASO BiotechnologyBA-4098
Heparin sodium Alfa AesarA16198
Influenza A/California/7/2009 (H1N1) virusATCCVR-1894
IsofluraneRWDR510-22
Lactate dehydrogenase assay kitNanjing Jiancheng Bioengineering InstituteA020-2-2
Normal salineGuangzhou Zhongbo Biotechnology1234-1
Pasteur pipetNEST318415
Pentobarbital sodiumMerckP3761
Phosphate buffered saline MeilunbioMA0015
Total protein assay kitNanjing Jiancheng Bioengineering InstituteA045-3
Uric acid assay kitThermo Fisher ScientificA22181

References

  1. Brooks, S. M. Perspective on the human cough reflex. Cough. 7, 10 (2011).
  2. Lai, K., Long, L. Current status and future directions of chronic cough in china. Lung. 198 (1), 23-29 (2020).
  3. Zeiger, R. S., et al. Patient-reported burden of chronic cough in a managed care organization. J Allergy Clin Immunol Pract. 9 (4), 1624-1637.e10 (2021).
  4. Marchant, J. M., et al. What is the burden of chronic cough for families. Chest. 134 (2), 303-309 (2008).
  5. Chamberlain, S. A., et al. The impact of chronic cough: A cross-sectional european survey. Lung. 193 (3), 401-408 (2015).
  6. Morice, A. H., et al. Expert opinion on the cough hypersensitivity syndrome in respiratory medicine. Eur Respir J. 44 (5), 1132-1148 (2014).
  7. Chung, K. F., et al. Cough hypersensitivity and chronic cough. Nat Rev Dis Primers. 8 (1), 45 (2022).
  8. Deng, Z., et al. Pulmonary IFN-γ causes lymphocytic inflammation and cough hypersensitivity by increasing the number of IFN-γ-secreting t lymphocytes. Allergy Asthma Immunol Res. 14 (6), 653-673 (2022).
  9. Hiramatsu, Y., et al. The mechanism of pertussis cough revealed by the mouse-coughing model. mBio. 13 (2), e0319721 (2022).
  10. Lin, L., et al. The duration of cough in patients with H1N1 influenza. Clin Respir J. 11 (6), 733-738 (2017).
  11. Deng, Z., et al. IFN-γ enhances the cough reflex sensitivity via calcium influx in vagal sensory neurons. Am J Respir Crit Care Med. 198 (7), 868-879 (2018).
  12. Chen, Z., et al. Dorsal vagal complex modulates neurogenic airway inflammation in a guinea pig model with esophageal perfusion of HCl. Front Physiol. 5, 536 (2018).
  13. Zhi, H., et al. Gabapentin alleviated the cough hypersensitivity and neurogenic inflammation in a guinea pig model with repeated intra-esophageal acid perfusion. Eur J Pharmacol. 959, 176078 (2023).
  14. Fang, Z., et al. Traffic-related air pollution induces non-allergic eosinophilic airway inflammation and cough hypersensitivity in guinea-pigs. Clin Exp Allergy. 49 (3), 366-377 (2019).
  15. Xiang, J., et al. Fructus mume protects against cigarette smoke induced chronic cough guinea pig. J Med Food. 23 (2), 191-197 (2020).
  16. Chen, Z., et al. A descending pathway emanating from the periaqueductal gray mediates the development of cough-like hypersensitivity. iScience. 25 (1), 103641 (2022).
  17. Chen, Z., et al. Glial activation and inflammation in the nts in a rat model after exposure to diesel exhaust particles. Environ Toxicol Pharmacol. 83, 103584 (2021).
  18. Mai, Y., et al. Methods for assessing cough sensitivity. J Thorac Dis. 12 (9), 5224-5237 (2020).
  19. Lee, K. K., et al. A longitudinal assessment of acute cough. Am J Respir Crit Care Med. 187 (9), 991-997 (2013).
  20. Birring, S. S., et al. Development of a symptom specific health status measure for patients with chronic cough: Leicester cough questionnaire (LCQ). Thorax. 58 (4), 339-343 (2003).
  21. Mazzone, S. B., Farrell, M. J. Heterogeneity of cough neurobiology: Clinical implications. Pulm Pharmacol Ther. 55, 62-66 (2019).
  22. Morice, A. H., Kastelik, J. A., Thompson, R. Cough challenge in the assessment of cough reflex. Br J Clin Pharmacol. 52 (4), 365-375 (2001).
  23. Nurmi, H. M., Lätti, A. M., Brannan, J. D., Koskela, H. O. Comparison of mannitol and citric acid cough provocation tests. Respir Med. 158, 14-20 (2019).
  24. Ding, W., et al. Amg487 alleviates influenza a (H1N1) virus-induced pulmonary inflammation through decreasing IFN-γ-producing lymphocytes and IFN-γ concentrations. Br J Pharmacol. 181 (13), 2053-2069 (2024).
  25. Connett, G. J. Bronchoalveolar lavage. Paediatr Respir Rev. 1 (1), 52-56 (2000).
  26. Wu, X., et al. Correlation of adhesion molecules and non-typeable haemophilus influenzae growth in a mice coinfected model of acute inflammation. Microbes Infect. 23 (8), 104839 (2021).
  27. Capristo, C., Rossi, G. A. Post-infectious persistent cough: Pathogenesis and therapeutic options. Minerva Pediatr. 69 (5), 444-452 (2017).
  28. Kollarik, M., Brozmanova, M. Cough and gastroesophageal reflux: Insights from animal models. Pulm Pharmacol Ther. 22 (2), 130-134 (2009).
  29. Driessen, A. K., et al. A role for neurokinin 1 receptor expressing neurons in the paratrigeminal nucleus in bradykinin-evoked cough in guinea-pigs. J Physiol. 598 (11), 2257-2275 (2020).
  30. Ruhl, C. R., et al. Mycobacterium tuberculosis sulfolipid-1 activates nociceptive neurons and induces cough. Cell. 181 (2), 293-305.e211 (2020).
  31. Chen, L., Lai, K., Lomask, J. M., Jiang, B., Zhong, N. Detection of mouse cough based on sound monitoring and respiratory airflow waveforms. PLoS One. 8 (3), e59263 (2013).
  32. Wallace, E., Guiu Hernandez, E., Ang, A., Hiew, S., Macrae, P. A systematic review of methods of citric acid cough reflex testing. Pulm Pharmacol Ther. 58, 101827 (2019).
  33. Ding, W., et al. Intrapulmonary ifn-γ instillation causes chronic lymphocytic inflammation in the spleen and lung through the CXCR3 pathway. Int Immunopharmacol. 122, 110675 (2023).
  34. Liu, B., et al. Anti-IFN-γ therapy alleviates acute lung injury induced by severe influenza a (H1N1) pdm09 infection in mice. J Microbiol Immunol Infect. 54 (3), 396-403 (2021).
  35. Domagała-Kulawik, J. Bal in the diagnosis of smoking-related interstitial lung diseases: Review of literature and analysis of our experience. Diagn Cytopathol. 36 (12), 909-915 (2008).
  36. Miyata, Y., et al. The effect of bronchoconstriction by methacholine inhalation in a murine model of asthma. Int Arch Allergy Immunol. 181 (12), 897-907 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

210

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved