1. Lysate التخليص <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنمو E. ثقافات القولونية تحولت مع DNA البلازميد المطلوب في بئر عميقة لوحات (1 مل ​​من ثقافة / جيد) في مرق لوريا مع المضادات الحيوية المناسبة ليلا 37 درجة مئوية مع الهز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيليه كولاي في لوحة الثقافة في 5000 x ج لمدة 10 دقائق ، ثم طاف صب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend كل بيليه في 100 مخزن إعادة تعليق ميكرولتر (50 ملي تريس ، حمض الهيدروكلوريك ، ودرجة الحموضة 8.0 ، 10 ملي EDTA ، 100 ميكروغرام / مل ريبونوكلياز A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 100 مخزن تحلل ميكرولتر / جيد (200 ملي هيدروكسيد الصوديوم ، SDS 1 ٪) ويهز باستخدام لوحة شاكر لمدة 2 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 100 العازلة تحييد ميكرولتر / جيد (3.0 خلات البوتاسيوم م ، ودرجة الحموضة 5.5) ويهز لمدة 2 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل lysate الخلية لوحة lysate التوضيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان لوحة الحمض النووي ملزمة لأعلى من 350 لوحة جمع ميكرولتر ومكان في الجزء السفلي من مشعب فراغ. مشعب تجميع فراغ (انظر الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوحة توضيح مكان lysate على رأس جهاز فراغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق فراغ في 10 بوصة الزئبق (0.34 بار) وجمع الراشح في الحمض النووي لوحة ملزمة. لا تستخدم فراغ أكبر من 12 بوصة من الزئبق. (0.41 بار). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تفكيك متعددة فراغ. 2 مل مكان النفايات لوحة جمع في الجزء السفلي من الجهاز. </li></ol> 2. الحمض النووي ملزم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل لوحة الحمض النووي ملزمة لأعلى متعددة (انظر الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 300 مخزن ميكرولتر / تجليد جيدا (6 M - الجوانيدين حمض الهيدروكلوريك) وماصة صعودا وهبوطا إلى المزيج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق فراغ [~ 5 بوصة زئبق (0.17 بار) للفراغ بطيئا] وتجاهل الترشيح. الحمض النووي هو الآن منضما إلى الغشاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغسل مع 400 ميكرولتر / اغسل جيدا العازلة (80 ٪ إيثانول). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق فراغ ، ثم رفض الترشيح. تجاهل لا لزوم لها في حالة استخدام لوحة جمع 2 مل أو التصفية مباشرة إلى النفايات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكرار غسل مرة واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لطخة أسفل لوحة تصفية على منشفة ماصة لتجف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق فراغ مرة أخرى لمدة 5-10 دقائق لضمان إزالة بقايا الكحول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لطخة أسفل لضمان إزالة قطرات الايثانول. </li></ol> 3. شطف الحمض النووي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 70 العازلة شطف ميكرولتر / جيد (10 ملي تريس ، حمض الهيدروكلوريك ، ودرجة الحموضة 8.0 ، 1 ملم EDTA). إذا كان المطلوب تركيز أعلى الحمض النووي ، يمكن تخفيض حجم إلى 50 ميكرولتر / جيد ، ولكن متوسط ​​العائد الكلي سيكون أقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان لوحة في درجة حرارة الغرفة لمدة دقيقة واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يمكن تنقية eluted الحمض النووي من قبل أي فراغ أو الطرد المركزي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أسلوب فراغ : ضع لوحة جمع النظيفة (الدناز ، ريبونوكلياز مجانا) في مشعب فراغ. لوحة مكان تصفية على رأس مشعب الفراغ ، فراغ تنطبق على 15 بوصة من الزئبق (0.5 بار) لمدة 1 دقيقة حتى شطف جميع العازلة مرت لوحة الحمض النووي ملزمة. جمع الحمض النووي النقي (انظر الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> طريقة الطرد المركزي : ضع لوحة تنقية تصفية على أعلى لوحة النظيفة وجمع الطرد المركزي في 1000 x ج لمدة 5 دقائق. </li></ol> 4. الكمي والنوعي تحليلات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> OD قياس 260 / 280 ، وحساب تركيز تنقية الحمض النووي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل أداء agarose هلام من pDNA المنقى. </li></ol> 5. ممثل النتائج كولاي lysate توضيح باستخدام الطرد المركزي التقليدية وبول لوحات lysate مقدما توضيحا AcroPrep تصفية أظهرت انخفاض ملموس من الحطام من بدء المادية. (الشكل 4). وقد ارتفعت DNA البلازميد في ثلاثة تجمعات في TE العازلة ومرت عبر لوحة مقدما توضيحا AcroPrep lysate التصفية. مقارنة بين تركيز الحمض النووي البلازميد ، قبل وبعد الترشيح ، يظهر الانتعاش ~ 100 ٪ (الشكل 5) على جميع التركيزات الثلاثة. للتدليل على الانتعاش من الحمض النووي من توضيح E. وقد ارتفعت lysate القولونية ، DNA البلازميد في lysate الخام وأوضحت ثم عن طريق الترشيح. وأضيف على نفس الحمض النووي البلازميد الى خلية lysate الترشيح التالية. تم تنفيذ الكهربائي على aliquots من كل عينة (الشكل 6). واحد ، والفرقة واضحا من كثافة مماثلة من كل عينة يوضح وجدت القليل من فقدان الحمض النووي خلال الخطوة توضيح الترشيح مقرا لها. ثقافات E. وكانت تحتوي على الحمض النووي المنقى القولونية pCAT البلازميد من E. القولونية lysates به بال ال 350 مل و 1 ميكروليتر DNA لوحات تصفية ملزمة ، فضلا عن اثنين من الماركات الأخرى من 350 لوحات DNA ميكرولتر ملزمة. وأجريت جميع التنقيات على النحو المحدد في بروتوكول الشركة المصنعة الموصى بها. وينظر الى أعلى تركيز الحمض النووي والمحصول الكلي من بول في المقدمة AcroPrep 1 مل صفيحة تصفية تنقية الحمض النووي (الشكل 7 والجدول 2). على الرغم من أن المنافس W يظهر أيضا ارتفاع تركيز الحمض النووي (155 نانوغرام / ميكرولتر) ، ومجموع العائد الحمض النووي هو أدنى (4.7 ميكروغرام / أيضا) بسبب انخفاض حجم الانتعاش ، ~ 30 ميكرولتر. أعطى M منافس بأقل تركيز الحمض النووي في 108 نانوغرام / ميكرولتر مع تحقيق عائد إجمالي قدره 5.6 ميكروغرام / أيضا. آغارويظهر تحليل OSE هلام تنقية الحمض النووي pCAT من لوحات مختلفة three الحمض النووي الملزمة في الشكل 8. تم تعديل حجم العينة التي جمعت كل إلى 65 ميكرولتر لتصحيح الاختلافات في حجم الانتعاش قبل الكهربائي. تظهر supercoiled جميع عينات من الحمض النووي البلازميد ، ولكن يختلف العائد من الحمض النووي من كل من لوحات تصفية. ويبين الشكل 9 DNA أعد كل شيء في شكل supercoiled وتركيز مماثل. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. التجمع من فراغ المنوع استجلاء Lysate. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2. التجمع من أجل ربط كهربائية المنوع الحمض النووي. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig3.jpg" alt="الشكل 3" /> الشكل 3. التجمع من أجل شطف المنوع فراغ الفراغ. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig4.jpg" alt="الشكل 4" /> الشكل 4. الترشيح يبسط توضيح العينة. عينات من ثلاث نسخ من 300 ميكرولتر من lysate الخام عن طريق الترشيح توضيح الفراغ (350 متقدم لوحة AcroPrep ميكرولتر lysate توضيح التصفية) أو الطرد المركزي التقليدي. OD 320 قياسها قبل وبعد التوضيح. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig5.jpg" alt="الشكل 5" /> الشكل 5. الاسترداد الكامل للpDNA بعد المرور عبر لوحة AcroPrep lysate المسبق تصفية التوضيح. 300 العازلة TE ميكرولتر ارتفعت مع pCAT في 50 و 25 و 100 ميكروغرام / مل. تركيز الحمض النووي والانتعاش المحسوبة من OD 260 قبل وبعد الترشيح ، 2 = ن. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig6.jpg" alt="الشكل 6" /> الشكل 6. الانتعاش من الحمض النووي pCAT بعد التوضيح. كميات متساوية من pUC19 ارتفعت الى lysate قبل أو بعد التوضيح ، المخفف ثم 1 إلى 10 في TE العازلة. تحميل 2 ميكرولتر / حارة على 1.2 ٪ Agarose هلام. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig7.jpg" alt="الشكل 7" /> الشكل 7. ارتفاع العائد DNA البلازميد بشكل جيد مع الحمض النووي لكل بظلالها Acroprep المسبق لوحة من لوحات تصفية ملزمة منافس. pCAT العائد DNA البلازميد (OD 260) باستخدام لوحات وأشار تنقية الحمض النووي مع 1 مل (بول والمنافس M) أو 1.5 مل (W المنافس) بين عشية وضحاها من الثقافة DH5α. تنقية باستخدام بروتوكول المصنعة للوحة الموصى بها. أشرطة الخطأ تشير إلى الخطأ المعياري (ن&gt; 6). <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig8.jpg" alt="الشكل 8" /> الشكل 8. Agarose هلام تحليل الحمض النووي pCAT تنقية الحمض النووي على لوحة تشير ملزمة. 1.2 agarose هلام الكهربائي ٪ من pDNA المنقى. تجميع عينات من ثلاث التنقيات منفصلة ، شطافة تعديلها إلى 65 ميكرولتر 1:10 بعد ، وتنقية المخفف. تحميل 2 ميكرولتر لكل حارة. <img src="/files/ftp_upload/2407/2407fig9.jpg" alt="الشكل 9" /> الرقم 9. الجودة والانتعاش من الحمض النووي محض مماثل عندما تستخدم أجهزة الطرد المركزي أو فراغ أساليب جمع النهائي الكهربائي شطافة agarose هلام من pDNA المنقى. وأعقب البروتوكول أوصت الشركة المصنعة للحصول على سلفة AcroPrep تصفية لوحات لتنقية pDNA. تم تنفيذ شطف بواسطة الطرد المركزي في 1000 x ج لمدة 5 دقائق أو 15 بوصة مع فراغ الزئبق (0.5 بار) لمدة 2 دقيقة.

الكتاب من هذه المادة عن طريق الفيديو والعاملين في علوم الحياة بال الذين ينتجون الصك والكواشف واردة في الفيديو والنص.

نحن وصف سطحي ، والبروتوكول مبسطة لوحات AcroPrep تصفية مسبقا أن يوفر العديد من المزايا. هذا الأسلوب يوفر أقصى غلة DNA البلازميد ، عندما يتم معالجتها في كتيب ، وشبه الآلي ، أو مؤتمتة بالكامل ، مقدما نماذج AcroPrep. وprefilter متكاملة عن لوحة إزالة lysate يقدم الترشيح ثابت من العينات ، وحتى تلك التي تحتوي على مستويات عالية من الجسيمات. هندسة جيدا لوحة النتائج في أسرع معدلات الترشيح عبر أكثر اتساقا مع حجم اللوحة اجراء متابعة الحد الأدنى ، وهندسة تلميح يوفر منفذا مباشرا لتدفق العينات في لوحة الاستقبال دون مخاوف من تلوث الصليب. الأهم من ذلك ، تم تحسين قدرات عالية غشاء ملزمة في الحمض النووي لوحة ملزمة للتقدم لوحات AcroPrep تصفية لاسترداد الحد الأقصى من الحمض النووي البلازميد ذات جودة عالية.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>AcroPrep Advance Filter plate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PALL</td>
<td>PN 8175 (1 mL) or PN 8075 (350 &mu;l)</td>
<td>3 &mu;m glass fiber 0.2 &mu;m Supor&reg; membrane for clarification</td>
</tr>
<tr>
<td>AcroPrep Advance Filter Plate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PALL</td>
<td>PN 8132</td>
<td>for DNA Binding</td>
</tr>
<tr>
<td>Vacuum manifold</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PALL</td>
<td>PN 5017</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vacuum pressure pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PALL</td>
<td>PN 13157</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

streamlined purification of plasmid dna from prokaryotic cultures

نحن تصف العملية الكاملة لتصفية AcroPrep المسبق لوحات لمدة 96 بلازميد التحضيرات ، بدءا من ثقافة بدائية وتنتهي مع الحمض النووي عالية النقاء. على أساس متعدد كذلك الترشيح لإزالة lysate البكتيرية وتنقية الحمض النووي ، وهذا الأسلوب يخلق عملية مبسطة لإعداد البلازميد. ويمكن بسهولة لوحات تحتوي على فلتر السيليكا وسائل الاعلام يمكن معالجتها عن طريق الترشيح أو الطرد المركزي للفراغ ينتج كميات ملحوظة من الحمض النووي البلازميد. تحاليل الحمض النووي تحديد كمية تنقية البلازميد هو دائما ذات جودة عالية مع متوسط ​​نسب 260/280 OD 1.97. عموما ، تقدم عوائد البلازميد الحمض النووي أكثر نقاء للتطبيقات المصب ، مثل الاستنساخ وتسلسلها. هذه طريقة مبسطة لاستخدام لوحات AcroPrep تصفية متقدم يسمح للتجهيز الخط ، وشبه الآلي أو مؤتمتة بالكامل.

Watch this Scientific Journal Video about Streamlined Purification of Plasmid DNA From Prokaryotic Cultures at JoVE.com

Streamlined Purification of Plasmid DNA From Prokaryotic Cultures

هذا البروتوكول هو بديل فعالة من حيث التكلفة لتوضيح موازية كفاءة وتنقية البلازميد الحمض النووي من<em&gt; E. القولونية</em&gt; الثقافات. عملية المسبق AcroPrep يبدأ مع لوحة lysate توضيح الأمثل فلتر تنقية تليها على ارتفاع صفيحة سعة ملزم الحمض النووي تصفية ملزمة.

تبسيط تنقية DNA البلازميد من ثقافات بروكاريوتيك

We describe the complete process of AcroPrep Advance Filter Plates for 96 plasmid preparations, starting from prokaryotic culture and ending with high ...

streamlined-purification-of-plasmid-dna-from-prokaryotic-cultures

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

19.9K Views.  Pall Life Sciences.  中文 

Video: Streamlined Purification of Plasmid DNA From Prokaryotic Cultures

Purifying Plasmid DNA from Bacterial Colonies Using the Qiagen Miniprep Kit

Plasmid DNA purification from E. coli is a core technique for molecular cloning. Small scale purification (miniprep) from less than 5 ml of bacterial culture is a quick way for clone verification or DNA isolation, followed by further enzymatic reactions (polymerase chain reaction and restriction enzyme digestion). Here, we video-recorded the general procedures of miniprep through the QIAGEN's QIAprep 8 Miniprep Kit, aiming to introducing this highly efficient technique to the general beginners for molecular biology techniques. The whole procedure is based on alkaline lysis of E. coli cells followed by adsorption of DNA onto silica in the presence of high salt. It consists of three steps: 1) preparation and clearing of a bacterial lysate, 2) adsorption of DNA onto the QIAprep membrane, 3) washing and elution of plasmid DNA. All steps are performed without the use of phenol, chloroform, CsCl, ethidium bromide, and without alcohol precipitation. It usually takes less than 2 hours to finish the entire procedure.

تنقية DNA البلازميد من المستعمرات البكتيرية باستخدام Miniprep Qiagen كيت

Plasmid DNA purification from E. coli is a core technique for molecular cloning. Small scale purification (miniprep) from less than 5 ml of bacterial ...

Transformation of Plasmid DNA into E. coli Using the Heat Shock Method

Transformation of plasmid DNA into E. coli using the heat shock method is a basic technique of molecular biology. It consists of inserting a foreign plasmid or ligation product into bacteria. This video protocol describes the traditional method of transformation using commercially available chemically competent bacteria from Genlantis. After a short incubation in ice, a mixture of chemically competent bacteria and DNA is placed at 42&deg;C for 45 seconds (heat shock) and then placed back in ice. SOC media is added and the transformed cells are incubated at 37&deg;C for 30 min with agitation. To be assured of isolating colonies irrespective of transformation efficiency, two quantities of transformed bacteria are plated. This traditional protocol can be used successfully to transform most commercially available competent bacteria. The turbocells from Genlantis can also be used in a novel 3-minute transformation protocol, described in the instruction manual.

التحول من الحمض النووي البلازميد في كولاي استخدام أسلوب الصدمة الحرارية

Transformation of plasmid DNA into E. coli using the heat shock method is a basic technique of molecular biology. It consists of inserting a foreign ...

Staining of Proteins in Gels with Coomassie G-250 without Organic Solvent and Acetic Acid

In classical protein staining protocols using Coomassie Brilliant Blue (CBB), solutions with high contents of toxic and flammable organic solvents (Methanol, Ethanol or 2-Propanol) and acetic acid are used for fixation, staining and destaining of proteins in a gel after SDS-PAGE. To speed up the procedure, heating the staining solution in the microwave oven for a short time is frequently used. This usually results in evaporation of toxic or hazardous Methanol, Ethanol or 2-Propanol and a strong smell of acetic acid in the lab which should be avoided due to safety considerations. In a protocol originally published in two patent applications by E.M. Wondrak (US2001046709 (A1), US6319720 (B1)), an alternative composition of the staining solution is described in which no organic solvent or acid is used. The CBB is dissolved in bidistilled water (60-80mg of CBB G-250 per liter) and 35 mM HCl is added as the only other compound in the staining solution. The CBB staning of the gel is done after SDS-PAGE and thorough washing of the gel in bidistilled water. By heating the gel during the washing and staining steps, the process can be finished faster and no toxic or hazardous compunds are evaporating. The staining of proteins occurs already within 1 minute after heating the gel in staining solution and is fully developed after 15-30 min with a slightly blue background that is destained completely by prolonged washing of the stained gel in bidistilled water, without affecting the stained protein bands.

A short protocol for protein staining with Coomassie Brilliant Blue (CBB) G-250 in polyacrylamide gels is described without using organic solvents or acetic acid as in the classical staining procedures with CBB.

تلطيخ من البروتينات في الهلام مع Coomassie G - 250 دون عضوي حمض الخليك والمذيبات

In classical protein staining protocols using Coomassie Brilliant Blue (CBB), solutions with high contents of toxic and flammable organic solvents ...

Purification of Mitochondria from Yeast Cells

Mitochondria are the main site of ATP production during aerobic metabolism in eukaryotic non-photosynthetic cells1. These complex organelles also play essential roles in apoptotic cell death2, cell survival3, mammalian development4, neuronal development and function4, intracellular signalling5, and longevity regulation6. Our understanding of these complex biological processes controlled by mitochondria relies on robust methods for assessing their morphology, their protein and lipid composition, the integrity of their DNA, and their numerous vital functions. The budding yeast Saccharomyces cerevisiae, a genetically and biochemically manipulable unicellular eukaryote with annotated genome and well-defined proteome, is a valuable model for studying the molecular and cellular mechanisms underlying essential biological functions of mitochondria. For these types of studies, it is crucial to have highly pure mitochondria. Here we present a detailed description of a rapid and effective method for purification of yeast mitochondria. This method enables the isolation of highly pure mitochondria that are essentially free of contamination by other organelles and retain their structural and functional integrity after their purification. Mitochondria purified by this method are suitable for cell-free reconstitution of essential mitochondrial processes and can be used for the analysis of mitochondrial structure and functions, mitochondrial proteome and lipidome, and mitochondrial DNA.

We describe a rapid and effective method for purification of mitochondria from the yeast Saccharomyces cerevisiae. This method enables the high-yield isolation of pure mitochondria that are essentially free of contamination by other organelles and retain their structural and functional integrity after their purification.

تنقية الميتوكوندريا من خلايا الخميرة

Mitochondria are the main site of ATP production during aerobic metabolism in eukaryotic non-photosynthetic cells1. These complex organelles also play ...

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos. In brief, a large amount of staged embryos from young and healthy flies are collected, sterilized, and then physically dissociated into a single cell suspension using a glass homogenizer. After being plated on culture plates or chamber slides at an appropriate density in culture medium, these cells can further differentiate into several morphologically-distinct cell types, which can be identified by their specific cell markers. Furthermore, we present conditions for treating these cells with double stranded (ds) RNAs to elicit gene knockdown. Efficient RNAi in Drosophila primary cells is accomplished by simply bathing the cells in dsRNA-containing culture medium. The ability to carry out effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical, cell imaging analyses, will allow a variety of questions to be answered in Drosophila primary cells, especially those related to differentiated muscle and neuronal cells.

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

We provide a detailed protocol for preparing primary cells dissociated from Drosophila embryos. The ability to carry out the effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical and cell imaging methods will allow a variety of questions to be addressed in Drosophila primary cells.

الخلية الأولية من الثقافات ذبابة الفاكهة الأجنة المعيدة

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos.   In brief, a large amount of staged ...

Purification of Progenitors from Skeletal Muscle

Skeletal muscle contains multiple progenitor populations of distinct embryonic origins and developmental potential. Myogenic progenitors, usually residing in a "satellite cell position" between the myofiber plasma membrane and the laminin-rich basement membrane that ensheaths it, are self-renewing cells that are solely committed to the myogenic lineage1,2. We have recently described a second class of vessel associated progenitors that can generate myofibroblasts and white adipocytes, which responds to damage by efficiently entering proliferation and provides trophic support to myogenic cells during tissue regeneration3,4. One of the most trusted assays to determine the developmental and regenerative potential of a given cell population relies on their isolation and transplantation5-7. To this end we have optimized protocols for their purification by flow cytometry from enzymatically dissociated muscle, which we will outline in this article. The populations obtained using this method will contain either myogenic or fibro/adipogenic colony forming cells: no other cell types are capable of expanding in vitro or surviving in vivo delivery. However, when these populations are used immediately after the sort for molecular analysis (e.g qRT-PCR) one must keep in mind that the freshly sorted subsets may contain other contaminant cells that lack the ability of forming colonies or engrafting recipients.

Method for the enzymatic dissociation, surface labeling and purification by flow cytometry of fibro/adipogenic and myogenic progenitors from murine skeletal muscle.

تنقية الأسلاف من الهيكل العظمي والعضلات

Skeletal muscle contains multiple progenitor populations of distinct embryonic origins and developmental potential. Myogenic progenitors, usually residing ...

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a variety of neurodegenerative diseases, understanding microtubule based motor transport and its regulation will likely ultimately lead to improved therapeutic approaches. Kinesin-1 is a eukaryotic motor protein which moves in an anterograde (plus-end) direction along microtubules (MTs), powered by ATP hydrolysis. Here we report a detailed purification protocol to isolate active full length kinesin from Drosophila embryos, thus allowing the combination of Drosophila genetics with single-molecule biophysical studies. Starting with approximately 50 laying cups, with approximately 1000 females per cup, we carried out overnight collections. This provided approximately 10 ml of packed embryos. The embryos were bleach dechorionated (yielding approximately 9 grams of embryos), and then homogenized. After disruption, the homogenate was clarified using a low speed spin followed by a high speed centrifugation. The clarified supernatant was treated with GTP and taxol to polymerize MTs. Kinesin was immobilized on polymerized MTs by adding the ATP analog, 5'-adenylyl imidodiphosphate at room temperature. After kinesin binding, microtubules were sedimented via high speed centrifugation through a sucrose cushion. The microtubule pellet was then re-suspended, and this process was repeated. Finally, ATP was added to release the kinesin from the MTs. High speed centrifugation then spun down the MTs, leaving the kinesin in the supernatant. This kinesin was subjected to a centrifugal filtration using a 100 KD cut off filter for further purification, aliquoted, snap frozen in liquid nitrogen, and stored at -80 &deg;C. SDS gel electrophoresis and western blotting was performed using the purified sample. The motor activity of purified samples before and after the final centrifugal filtration step was evaluated using an in vitro single molecule microtubule assay. The kinesin fractions before and after the centrifugal filtration showed processivity as previously reported in literature. Further experiments are underway to evaluate the interaction between kinesin and other transport related proteins.

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

This is a protocol to isolate active full length Kinesin from Drosophila embryos for single-molecule biophysical studies. We show how to collect embryos, make the embryo lysate, and then polymerize microtubules (MTs). Kinesin is purified by immobilizing it on the MTs, spinning down the Kinesin-MT complexes, and then releasing the kinesin from the MTs via ATP addition.

العزلة وتنقية كينيسين من ذبابة الفاكهة الأجنة

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a ...

Genotyping of Plant and Animal Samples without Prior DNA Purification

The Direct PCR approach facilitates PCR amplification directly from small amounts of unpurified samples, and is demonstrated here for several plant and animal tissues (Figure 1). Direct PCR is based on specially engineered Thermo Scientific Phusion and Phire DNA Polymerases, which include a double-stranded DNA binding domain that gives them unique properties such as high tolerance of inhibitors.
PCR-based target DNA detection has numerous applications in plant research, including plant genotype analysis and verification of transgenes. PCR from plant tissues traditionally involves an initial DNA isolation step, which may require expensive or toxic reagents. The process is time consuming and increases the risk of cross contamination1, 2. Conversely, by using Thermo Scientific Phire Plant Direct PCR Kit the target DNA can be easily detected, without prior DNA extraction. In the model demonstrated here, an example of derived cleaved amplified polymorphic sequence analysis (dCAPS)3,4 is performed directly from Arabidopsis plant leaves. dCAPS genotyping assays can be used to identify single nucleotide polymorphisms (SNPs) by SNP allele-specific restriction endonuclease digestion3. 
Some plant samples tend to be more challenging when using Direct PCR methods as they contain components that interfere with PCR, such as phenolic compounds. In these cases, an additional step to remove the compounds is traditionally required2,5. Here, this problem is overcome by using a quick and easy dilution protocol followed by Direct PCR amplification (Figure 1). Fifteen year-old oak leaves are used as a model for challenging plants as the specimen contains high amounts of phenolic compounds including tannins. 
Gene transfer into mice is broadly used to study the roles of genes in development, physiology and human disease. The use of these animals requires screening for the presence of the transgene, usually with PCR. Traditionally, this involves a time consuming DNA isolation step, during which DNA for PCR analysis is purified from ear, tail or toe tissues6,7. However, with the Thermo Scientific Phire Animal Tissue Direct PCR Kit transgenic mice can be genotyped without prior DNA purification. In this protocol transgenic mouse genotyping is achieved directly from mouse ear tissues, as demonstrated here for a challenging example where only one primer set is used for amplification of two fragments differing greatly in size.

The Direct PCR approach presented here facilitates PCR amplification directly from small amounts of unpurified plant and animal tissue.

التنميط الجيني للعينات النباتية والحيوانية دون تنقية DNA قبل

The Direct PCR approach facilitates PCR amplification directly from small amounts of unpurified samples, and is demonstrated here for several plant and ...

Substrate Generation for Endonucleases of CRISPR/Cas Systems

The interaction of viruses and their prokaryotic hosts shaped the evolution of bacterial and archaeal life. Prokaryotes developed several strategies to evade viral attacks that include restriction modification, abortive infection and CRISPR/Cas systems. These adaptive immune systems found in many Bacteria and most Archaea consist of clustered regularly interspaced short palindromic repeat (CRISPR) sequences and a number of CRISPR associated (Cas) genes (Fig. 1) 1-3. Different sets of Cas proteins and repeats define at least three major divergent types of CRISPR/Cas systems 4. The universal proteins Cas1 and Cas2 are proposed to be involved in the uptake of viral DNA that will generate a new spacer element between two repeats at the 5' terminus of an extending CRISPR cluster 5. The entire cluster is transcribed into a precursor-crRNA containing all spacer and repeat sequences and is subsequently processed by an enzyme of the diverse Cas6 family into smaller crRNAs 6-8. These crRNAs consist of the spacer sequence flanked by a 5' terminal (8 nucleotides) and a 3' terminal tag derived from the repeat sequence 9. A repeated infection of the virus can now be blocked as the new crRNA will be directed by a Cas protein complex (Cascade) to the viral DNA and identify it as such via base complementarity10. Finally, for CRISPR/Cas type 1 systems, the nuclease Cas3 will destroy the detected invader DNA 11,12 .
These processes define CRISPR/Cas as an adaptive immune system of prokaryotes and opened a fascinating research field for the study of the involved Cas proteins. The function of many Cas proteins is still elusive and the causes for the apparent diversity of the CRISPR/Cas systems remain to be illuminated. Potential activities of most Cas proteins were predicted via detailed computational analyses. A major fraction of Cas proteins are either shown or proposed to function as endonucleases 4.
Here, we present methods to generate crRNAs and precursor-cRNAs for the study of Cas endoribonucleases. Different endonuclease assays require either short repeat sequences that can directly be synthesized as RNA oligonucleotides or longer crRNA and pre-crRNA sequences that are generated via in vitro T7 RNA polymerase run-off transcription. This methodology allows the incorporation of radioactive nucleotides for the generation of internally labeled endonuclease substrates and the creation of synthetic or mutant crRNAs. Cas6 endonuclease activity is utilized to mature pre-crRNAs into crRNAs with 5'-hydroxyl and a 2',3'-cyclic phosphate termini.

CRISPR/Cas systems mediate adaptive immunity in Bacteria and Archaea. Many Cas proteins are proposed to act as endoribonucleases acting on crRNA precursors of varying length. Here we illustrate three different approaches to generate pre-crRNA substrates for the biochemical analysis of Cas endonuclease activity.

الجيل الركيزة لEndonucleases من CRISPR / كاس أنظمة

The  interaction of viruses and their prokaryotic hosts shaped the evolution of  bacterial and archaeal life. Prokaryotes developed several strategies to ...

Purification of Transcripts and Metabolites from Drosophila Heads

For the last decade, we have tried to understand the molecular and cellular mechanisms of neuronal degeneration using Drosophila as a model organism. Although fruit flies provide obvious experimental advantages, research on neurodegenerative diseases has mostly relied on traditional techniques, including genetic interaction, histology, immunofluorescence, and protein biochemistry. These techniques are effective for mechanistic, hypothesis-driven studies, which lead to a detailed understanding of the role of single genes in well-defined biological problems. However, neurodegenerative diseases are highly complex and affect multiple cellular organelles and processes over time. The advent of new technologies and the omics age provides a unique opportunity to understand the global cellular perturbations underlying complex diseases. Flexible model organisms such as Drosophila are ideal for adapting these new technologies because of their strong annotation and high tractability. One challenge with these small animals, though, is the purification of enough informational molecules (DNA, mRNA, protein, metabolites) from highly relevant tissues such as fly brains. Other challenges consist of collecting large numbers of flies for experimental replicates (critical for statistical robustness) and developing consistent procedures for the purification of high-quality biological material. Here, we describe the procedures for collecting thousands of fly heads and the extraction of transcripts and metabolites to understand how global changes in gene expression and metabolism contribute to neurodegenerative diseases. These procedures are easily scalable and can be applied to the study of proteomic and epigenomic contributions to disease.

Purification of Transcripts and Metabolites from Drosophila Heads

We describe here the procedures for the extraction and purification of mRNA and metabolites from Drosophila heads. We are applying these techniques to better understand the cellular perturbations underlying neuronal degeneration. These methodologies can be easily scaled and adapted for other "omic" projects.

تنقية النصوص والأيضات من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; رؤساء

For the last decade, we have tried to understand the molecular and cellular mechanisms of neuronal degeneration using Drosophila as a model organism. ...

تبسيط تنقية DNA البلازميد من ثقافات بروكاريوتيك

Transcript

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video