نشكر كيث Shigeteni للمساعدة في insectary وSostrom ناتاشا للمساعدة في رسومات الحاسوب. وقد تم تمويل هذا العمل من قبل وزارة الزراعة الأميركية وتحالف اعادة تحرير. الآراء والنتائج والاستنتاجات أو التوصيات الواردة في هذا المنشور هي آراء المؤلفين ولا تعكس بالضرورة وجهات نظر وزارة الزراعة الأميركية. وزارة الزراعة هو مزود تكافؤ الفرص والعمل.

1. تحضير البيض المضيف ذبابة الفاكهة لتطفلل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعد ركيزة للبيض ذبابة الفاكهة ليكون عن طريق إعداد مطفول آغار (بدلا من ذلك ، Gelcarin GP812 ، FMC البوليمر الحيوي ، يوينغ NJ ؛ خيارا أكثر فعالية من حيث التكلفة) الأطباق شغلها ، 10 سم في الطول لكل جانب و 1.5 سم عمق. إعداد أغار عند تركيز من 9 غ لكل لتر من الماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أطباق لملء الحافة مع آغار السائل (70ml تقريبا) ، والسماح لهم بارد ويصلب (على الأقل 45 دقيقة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة في كتل صلبة آغار ، وتطبيق طبقة واحدة من المناديل الورقية (أ رقائق الأنسجة دفعة واحدة من &quot;ميول&quot; جورجيا المحيط الهادئ) ، التي تغطي الجزء العلوي من كل كتلة. ينبغي للنسيج عصا بسهولة إلى آغار بسبب رطوبة السطح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق حجم 0.5 مل البيض ذبابة الفاكهة معلقة في الماء على سطح النسيج المغطاة من كتل آغار. في insectary لدينا ، وهذا يعادل حوالي 6000 بيض الظهراني Bactrocera (12000 بيضة في مل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام فرشاة تنظيف 2.5 سم واسعة في مجال المياه انخفض إلى انتشار ذبابة الفاكهة والبيض بشكل متساو على سطح النسيج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع البيض ذبابة الفاكهة تحت الشاشة أسفل الأقفاص الطفيل للسماح oviposition. اضغط على الجانب السفلي من الشاشة السفلى لإزالة الطفيليات التي قد تعيق القتلى البيض. فمن الأفضل إذا كان أسفل الشاشة لا تلمس البيض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للطفيليات لoviposit بين عشية وضحاها في اليوم التالي ، وحوالي 21 ساعة. هذا هو الوقت الكافي لنسبة عالية من البيض أن مطفول. يعد superparasitization مخاطر التعرض. </li></ol> 2. الفقس وpupation من الفاكهة المضيفة مطفول الذباب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعد تربية حاوية عن طريق وضع كتل 3-3،5 أغار على استعداد للبيض في مطفول 1.25 ليتر من حمية ذبابة الفاكهة 19 مع البيض التي تواجه التصاعدي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الحاوية حمية مع البيض على الناهض على طبقة الطول 1.5 العميق الفيرميكوليت الصف غرامة أو الرمل المغسول في وعاء أكبر pupation. تغطية الحاويات pupation مع غطاء والشريط حواف اخفاء الشريط معها. ويمكن إعادة استخدامها بعد غربلة الفيرميكوليت (أنظر أدناه). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان وجود مساحة كافية بين الجزء العلوي من الحاوية النظام الغذائي وغطاء الحاوية pupation ليرقات ذبابة الفاكهة من الزحف و &quot;البوب&quot; في 20 vemiculite أدناه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الحاويات pupation إلى غرفة حتى 27 درجة مئوية والرطوبة النسبية 80 ٪ (RH) لمدة أسبوع. تغطية الحاويات بقطعة قماش داكنة للأيام الأربعة الأولى ثم إزالة القماش للأيام المتبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة نظام غذائي اليرقات بعد أسبوع واحد ، انتشرت اليرقات مرة واحدة ودخلت الفيرميكوليت لpupation. إذا كان هناك اليرقات في الفيرميكوليت ، وتسمح لهم تخدر تصبح خادرة بين عشية وضحاها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غربال للعذارى من الخس. تبدأ مع منخل خشن (حوالي 3 مم) ثم استخدام منخل لإزالة أي جهة كتل المتبقية من الخس. </li></ol> 3. الفرز والاختيار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خادرة تحتوي F. ويمكن فصل arisanus جزئيا من ذباب الفاكهة unparasitized حسب الحجم. خادرة جمع بين 1.65 مم و 2.26 في قطر ، كما سيتم إثراء هذه ذباب مطفول (12). Puparia التي هي أصغر تحتوي على طفيليات معظمهم الأصغر ، معظمها تحتوي على أكبر خادرة الذباب. نلاحظ أيضا أن للعذارى مطفول نسبة الإناث يرتبط بشكل إيجابي مع حجم 12. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجوز استخدام مجموعة متنوعة من أساليب لفرز الشرانق حسب الحجم. سنقوم بشرح طريقة الميكانيكية باستخدام حجم مخصص فارز 21. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الشرانق في قمع في أعلى المغذية الاهتزاز الذي يغذي ببطء فارز الحجم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغذية الشرانق في حجم فارز ، والذي يتألف من زوج من اختلاف طفيف قضبان المتداول بزاوية 30 درجة. انخفاض حجم الشرانق الواحد إلى مجموعة من الفتحات التي فارغة إلى عشر حاويات منفصلة من خلال القمع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع الشرانق من الكؤوس في نطاق حجم 1،65-2،26 مم ووضعها في قفص ظهور لمدة 7 ايام اخرى حتى ظهرت معظم الذباب من الشرانق unparasitized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المقبل ، استخدام المروحة لفصل puparia فارغة من تلك الحشرات التي لا تزال تتضمن. </li></ol> 4. F. arisanus ظهور والصيانة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للحفاظ على مستعمرة F. arisanus استخدام قفص الطفيل عقد مع واجهة زجاجية قابلة للإزالة ، وحوالي 25 سم في الطول لكل جانب. القفص وقد 1MM 2 الفرز على أعلى واثنين من الجانبين. ويغطي الجزء الخلفي من القفص في ورقة المطاط مع وجود ثقب 9 سم للوصول. الجزء السفلي من القفص وغطت قطع من في الداخل مع شاشة 2 1 - 2mm وكبيرة بما يكفي للسماح للوضع كتل آغار مع اثنين من البيض ذبابة الفاكهة لoviposition الطفيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب أن يكون أيضا أقفاص عقد جزء ملون على طول الربع السفلي من الزجاج الأمامي لتقليل الضوء التي يمكن أن تخلق الطفيل الازدحام على طول الجبهة من القفص ، مما أدى إلى وفيات مرتفعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان ما يقرب من 11 غراما من هذه سلكتيد الشرانق في حاويات من البلاستيك حوالي 9 سم في القطر. هذا يجب أن تنتج نحو 600-700 الطفيليات في القفص. يجب اختيار حجم ينتج حوالي 60 ٪ من الإناث. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق الأغطية لفحص الحاويات. ينبغي تغطية الجفن مع 2 الفرز 2 ملم ، والتي سوف تسمح للبالغين ف. وسوف يغادر إلى arsianus الحاويات عند ظهور ، ولكن تحتوي على أي ذباب الفاكهة المتبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على الطفيليات في 24 درجة مئوية ، وحوالي 45 ٪ RH مع الإضاءة والتهوية الجيدة 12:12. إذا لوحظ ارتفاع معدل الوفيات ، قد نقل أقفاص في الهواء الطلق لبضع ساعات في اليوم أو التهوية زيادة الحد منه. وينبغي أن تكون على استعداد لطفيليات oviposit في أسبوع واحد إضافي ، وينبغي أن تكون منتجة لاسبوعين آخرين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مخفف متتالية العسل نسج على طول الجزء العلوي من أقفاص لا يقل عن ثلاث مرات في الأسبوع أو كلما العسل المتوفرة الجافة. تطبيق العسل في نسج الشرائط الضيقة باستخدام الإصبع. علما انه اذا الشرائط هي ثقيلة جدا العسل سوف بالتنقيط في القفص ، وإذا كان خفيفا جدا العسل سوف تجف بسرعة وتتطلب إعادة تقديم الطلب المتكرر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كتل مكان آغار (10 سم x 10 سم × 4 سم) على قمم من أقفاص لتوفير الرطوبة للطفيليات. يجب تغيير هذه مرتين في الأسبوع. </li></ol> 5. ممثل النتائج : نحن هنا نتائج التقرير من إجراءات مراقبة الجودة التي أجريت على واو USDA - ARS arisanus عملية تربية في هيلو ، هاواي بين 5 يناير و 22 يونيو ، 2010. وقد بدأت تربية في الموقع حلو على مقياس الموضحة في هذه المقالة الفيديو وبروتوكول في آب 2009 ، وكانت المشاكل الأولية والتسويات مع الموقع الجديد حل معظمها بحلول يناير. ولذلك ، فإن هذه البيانات تمثل نتائج باحثين آخرين قد بدأ الحصول على مستعمرة بها ، إذا ما اتبع بروتوكول كما هو موضح ولها خبرة تربية الحشرات بصفة عامة. خلال هذه الفترة كنا الحفاظ على مستعمرة صغيرة من F. arisanus : 4 الطفيل أقفاص عقد المنتجة في الأسبوع ، أي ما يعادل حوالي 3600 ف. arisanus. أجري الفحص الأولي لأسعار تطفلل التخصيب عن طريق أخذ عينة ز 2 من الشرانق في نطاق حجم 1،65-2،26 مم (التخصيب) قبل أسبوع إضافي للتنمية عقد في قفص (أي مباشرة بعد إزالة النظام الغذائي واليرقات منخول الشرانق وفرزها الحجم. ونحن نشير إلى هذه بأنها &quot;عذارى المبكر&#39;). خلال الأشهر الثلاثة الأولى من عام 2010 كانت نسبة الطفيليات يعني في العينة المخصب 0.46 (SD = 0.18). خلال الربع التالي كان هذا يعني 0.58 (SD = 0.08) ، مما يعكس استقرار وتربية إجراءات مستعمرة في الموقع الجديد. علما بأن الشرانق التخصيب التي لم تكن مطفول بنجاح تشمل تلك التي لم تسفر عن emergents وتلك التي تنتج الذباب. بعد أسبوع إضافي في إزالة القفص عقد puparia فارغة لقد التقطت عينة أخرى غرام اثنين (&#39;الشرانق في وقت متأخر&quot;). ذباب الفاكهة يمثل أقل من 1 ٪ من هذه العينة الثانية. انخفاض النسبة المئوية للذباب الفاكهة يرجع جزئيا إلى أن ظهور في وقت سابق من الذباب مقارنة مع الطفيليات ، لذا فإن معظم الذباب لا تزال تحتجز في الحاوية. أخيرا ، الشكل (1) يعطي غلة العذراء في كتلة من يناير الى يونيو 2010. يتم قياس عوائد من الشرانق المخصب في نطاق حجم الفائدة ، 1،65-2،26 مم. كتلة كبيرة من &#39;الشرانق المبكر&quot; في بداية العام يشير إلى وجود نسبة عالية من ذباب الفاكهة والشرانق unemerged في ذلك الوقت ، بينما كان يجري تعديلات على المرفق الجديد. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. الربح من اليورانيوم (العذراء قطرها 1.65 - 2.26mm) في وقت مبكر (مباشرة بعد اختيار حجم) و &#39;الراحل&#39; (بعد عقد لمدة اسبوع وإزالة أغلفة فارغة) الشرانق في مستعمرة USDA - ARS ariasnus واو في هيلو ، هاواي يناير -- يونيو 2010

<ol>
	<li>Wang, X. G., Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Egg-larval+opiine+parasitoids+(Hym.,+Braconidae)+of+tephritid+fruit+fly+pests+do+not+attack+the+flowerhead-feeder+Trupanea+dubautiae+(Dipt.,+Tephritidae.">Egg-larval opiine parasitoids (Hym., Braconidae) of tephritid fruit fly pests do not attack the flowerhead-feeder Trupanea dubautiae (Dipt., Tephritidae.</a> Journal of Applied Entomology. 128, 716-722 (2004).</li><li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+for+areawide+integrated+management+of+Mediterranean+fruit+fly+(Diptera+:+Tephritidae)+with+a+braconid+parasitoid+and+a+novel+bait+spray.">Potential for areawide integrated management of Mediterranean fruit fly (Diptera : Tephritidae) with a braconid parasitoid and a novel bait spray.</a> Journal of Economic Entomology. 94, 817-825 (2001).</li><li>Vargas, R. I., Leblanc, L., Putoa, R., Eitam, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+introduction+of+Bactrocera+dorsalis+(Diptera+:+Tephritidae)+and+classical+biological+control+releases+of+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae)+on+economically+important+fruit+flies+in+French+Polynesia.">Impact of introduction of Bactrocera dorsalis (Diptera : Tephritidae) and classical biological control releases of Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) on economically important fruit flies in French Polynesia.</a> Journal of Economic Entomology. 100, 670-679 (2007).</li><li>Harris, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+melon+fly+(Diptera:+Tephritidae)+populations+with+releases+of+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+(Hymenoptera+Braconidae)+in+North+Shore+Oahu,+HI,+USA.">Suppression of melon fly (Diptera: Tephritidae) populations with releases of Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera Braconidae) in North Shore Oahu, HI, USA.</a> Biocontrol. 55, 593-599 (2010).</li><li>Haramoto, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Biology of Opius oophilus Fullaway (Hymenoptera: Braconidae) [dissertation]. , (1988).</li><li>Chong, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+methods+for+fruit+fly+parasites.">Production methods for fruit fly parasites.</a> Proceedings of the Hawaiian Entomological Society. 18, 61-63 (1962).</li><li>Snowball, G. J., Wilson, F., Lukins, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+and+consignment+techiques+used+for+parasites+introduced+against+Queensland+fruit+fly+(Strumeta+tryoni+(Frogg).).">Culture and consignment techiques used for parasites introduced against Queensland fruit fly (Strumeta tryoni (Frogg).).</a> Australian Journal of Agricultural Research. 13, 233-248 (1962).</li><li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., Beardsley, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+Behavior+of+Biosteres+arisanus+(Sonan)+(Hymenoptera:Braconidae),+an+Egg-Larval+Parasitoid+of+the+Oriental+Fruit+Fly.">Reproductive Behavior of Biosteres arisanus (Sonan) (Hymenoptera:Braconidae), an Egg-Larval Parasitoid of the Oriental Fruit Fly.</a> Biological Control. 2, 28-34 (1992).</li><li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., McInnis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+biology+of+Biosteres+arisanus+(Sonan),+an+egg-larval+parasitoid+of+the+oriental+fruit+fly.">Reproductive biology of Biosteres arisanus (Sonan), an egg-larval parasitoid of the oriental fruit fly.</a> Biological Control. 4, 93-100 (1994).</li><li>Harris, E. J., Okamoto, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+for+rearing+Biosteres+arisanus+(Hymenoptera,+Braconidae)+in+the+laboratory.">A Method for rearing Biosteres arisanus (Hymenoptera, Braconidae) in the laboratory.</a> Journal of Economic Entomology. 84, 417-422 (1991).</li><li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Lawrence, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+rearing+of+the+fruit+fly+parasitoid+Biosteres+arisanus:+clues+to+insectary+propagation.">Biology and rearing of the fruit fly parasitoid Biosteres arisanus: clues to insectary propagation.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 89, 79-85 (1998).</li><li>Bautista, R. C., Mochizuki, N., Spencer, J. P., Harris, E. J., Ichimura, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass-rearing+of+the+tephritid+fruit+fly+parasitoid+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae).">Mass-rearing of the tephritid fruit fly parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae).</a> Biological Control. 15, 137-144 (1999).</li><li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Vargas, R. I., Jang, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parasitization+of+melon+fly+(Diptera+:+Tephritidae)+by+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+(Hymenoptera+:+Braconidae)+and+the+effect+of+fruit+substrates+on+host+preference+by+parasitoids.">Parasitization of melon fly (Diptera : Tephritidae) by Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera : Braconidae) and the effect of fruit substrates on host preference by parasitoids.</a> Biological Control. 30, 156-164 (2004).</li><li>Rousse, P., Gourdon, F., Quilici, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+specificity+of+the+egg+pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae)+in+La+Reunion.">Host specificity of the egg pupal parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) in La Reunion.</a> Biological Control. 37, 284-290 (2006).</li><li>Quimio, G. M., Walter, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+preference+and+host+suitability+in+an+egg-pupal+fruit+fly+parasitoid,+Fopius+arisanus+(Sonan)+(Hym.,+Braconidae).">Host preference and host suitability in an egg-pupal fruit fly parasitoid, Fopius arisanus (Sonan) (Hym., Braconidae).</a> Zeitschrift fur Angewandtes Entomologie. 125, 135-140 (2001).</li><li>Calvitti, M., Antonelli, M., Moretti, R., Bautista, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oviposition+response+and+development+of+the+egg-pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+on+Bactrocera+oleae,+a+tephritid+fruit+fly+pest+of+olive+in+the+Mediterranean+basin.">Oviposition response and development of the egg-pupal parasitoid Fopius arisanus on Bactrocera oleae, a tephritid fruit fly pest of olive in the Mediterranean basin.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 102, 65-73 (2002).</li><li>Montoya, P., Suarez, A., Lopez, F., Cancino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fopius+arisanus+oviposition+in+four+Anastrepha+fruit+fly+species+of+economic+importance+in+Mexico.">Fopius arisanus oviposition in four Anastrepha fruit fly species of economic importance in Mexico.</a> Biocontrol. 54, 437-444 (2009).</li><li>Vargas, R. I., Shelly, T. E., Leblanc, L., Pi&#241;ero, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+Advances+in+Methyl+Eugenol+and+Cue-Lure+Technologies+for+Fruit+Fly+Detection,+Monitoring,+and+Control+in+Hawaii.">Recent Advances in Methyl Eugenol and Cue-Lure Technologies for Fruit Fly Detection, Monitoring, and Control in Hawaii.</a> Pheromones. 83, 575-595 (2010).</li><li>Tanaka, N., Steiner, L. F., Ohinata, K., Okamoto, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-cost+larval+rearing+medium+for+mass+production+of+oriental+and+Mediterranean+fruit+flies.">Low-cost larval rearing medium for mass production of oriental and Mediterranean fruit flies.</a> Journal of Economic Entomology. 62, 967-968 (1969).</li><li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass+production+of+tephritid+fruit+flies.">Mass production of tephritid fruit flies.</a> World crop pests. Fruit flies: Their biology, natural enemies and control. 3, 141-151 (1989).</li><li>Spencer, J. P., Mochizuki, N., McInnis, D. O., Liquido, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+separation+of+parasitoid+sexes+based+upon+size+of+fruit+fly+host+pupae.">Mechanical separation of parasitoid sexes based upon size of fruit fly host pupae.</a> , (1996).</li><li>Dukas, R., Duan, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+fitness+consequences+of+associative+learning+in+a+parasitoid+wasp.">Potential fitness consequences of associative learning in a parasitoid wasp.</a> Behavioral Ecology. 11, 536-543 (2000).</li><li>Drew, R., Tsuruta, K., White, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+species+of+pest+fruit+fly+(Diptera:+Tephritidae:+Dacinae)+from+Sri+Lanka+and+Africa.">A new species of pest fruit fly (Diptera: Tephritidae: Dacinae) from Sri Lanka and Africa.</a> African Entomology. 13, 149-154 (2005).</li><li>Argov, Y., Gazit, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+control+of+the+Mediterranean+fruit+fly+in+Israel:+Introduction+and+establishment+of+natural+enemies.">Biological control of the Mediterranean fruit fly in Israel: Introduction and establishment of natural enemies.</a> Biological Control. 46, 502-507 (2008).</li><li>Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+biology+of+Fopius+ceratitivorus+(Hymenoptera+:+Braconidae),+an+egg-larval+parasitold+of+the+Mediterranean+fruit+fly,+Ceratitis+capitata+(Diptera+:+Tephritidae).">Reproductive biology of Fopius ceratitivorus (Hymenoptera : Braconidae), an egg-larval parasitold of the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Diptera : Tephritidae).</a> Biological Control. 41, 361-367 (2007).</li></ol>

ليس لدينا أي تضارب المصالح إلى التقرير.

في هذه المقالة الفيديو البروتوكول والمرافق وصفنا وأظهرت وجود بروتوكول الأمثل لتربية F. ariasnus ، وهو الطفيل من ذباب الفاكهة Tephritid ، في إعداد المختبر. وقد تم تنقيح هذا البروتوكول على مر السنين لتقليل كمية من المعدات المتخصصة والعمالة اللازمة للحفاظ على مستعمرة. نلاحظ أن هناك حاجة راسخة ، مستعمرة منتجة ومستقرة لذباب الفاكهة المضيفة لأية محاولة للتربية الطفيليات. لدينا في insectary نستخدم Bactrocera الظهراني كمضيف ذبابة الفاكهة ، ولكن تبين أن الأنواع الأخرى أن تستضيف المختصة فضلا 14-17. عدة جوانب F. arisanus صيانة مستعمرة لا يزال يتعين استكشافها. وتشمل هذه نسبة التكيف مع المختبرات في هذه الأنواع 10 ، وآليات التعلم (22) والتغيرات الجينية التي قد تحدث مع التكيف والآليات التي يمكن أن تشارك في استضافة الفاكهة اللدونة الطيران. على مدى السنوات العشر الماضية كانت هناك أمثلة متعددة من انتشار الذباب Dacine في جميع أنحاء العالم ، ولا سيما تلك الموجودة في Bactrocera جنس : B. الظهراني في بولينيزيا الفرنسية ، B. carambolae في أجزاء من أمريكا الجنوبية ، B. المغيرة في أفريقيا وباء. zonata في أفريقيا وشمال البحر الأبيض المتوسط. 3،23،18 اختبار فعالية عناصر المكافحة البيولوجية مثل واو ينبغي arisanus ضد الأنواع الأخرى Bactrocera أن يكون أولوية عالية ، ويحدونا الأمل في أن تطبيق الأساليب الموصوفة في هذا البروتوكول والمادة المصاحبة الفيديو ، وتسريع خطى البحوث في واو arisanus في مجموعة متنوعة من المواقع 24. أخيرا ، قد مزيد من البحث باستخدام هذه الطريقة كنقطة انطلاق أيضا تقديم معلومات هامة للاستعمار الطفيليات البيض رواية 25،1

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (Sonan) هو الطفيل هاما من ذباب الفاكهة Tephritid لسببين على الأقل. الأول ، هو واحد من ثلاثة فقط opiine الطفيليات التي يعرف أنها تصيب المضيف خلال المرحلة البيض 1. الثاني ، أن لديها مجموعة واسعة من المضيفين المحتملين ذبابة الفاكهة. ربما بسبب التاريخ حياتها ، F. وقد استخدمت بنجاح a arisanus عن المكافحة البيولوجية لذبابة الفاكهة في المناطق المدارية متعددة 2-4. أحد العوائق لاستخدام واسعة من ف. arisanus لمكافحة ذبابة الفاكهة هو أنه من الصعب إقامة مستعمرة المختبر مستقرة 5-9. رغم هذه الصعوبة ، في وزارة الزراعة الأميركية 1990s الباحثين وضعت طريقة موثوق بها للحفاظ على السكان مختبر F. arisanus 10-12. هناك اهتمام كبير في واو arisanus 13،14 البيولوجيا ، ولا سيما فيما يتعلق بقدرتها على استعمار طائفة واسعة من المضيفين Tephritid 14-17 ؛ مدفوعة خصوصا الفائدة من جانب الانتشار المقلق للآفات Bactrocera ذبابة الفاكهة إلى قارات جديدة في العقد الأخير 18. مزيد من البحوث بشأن F. وسيتم نشر arisanus إضافية من هذا النوع كعامل المكافحة البيولوجية الاستفادة من التحسينات وإدخال تحسينات على أساليب التربية. في هذا البروتوكول المادة وما يرتبط بها من الفيديو وصفنا أسلوب الأمثل لتربية F. arisanus على أساس نهج الموصوفة سابقا 12. الأسلوب وصفنا هنا يسمح تربية F. arisanus في نطاق ضيق دون استخدام الفاكهة ، وذلك باستخدام المواد المتاحة في المناطق المدارية في جميع أنحاء العالم ، ومنخفضة نسبيا مع متطلبات العمل اليدوي.

Watch this Scientific Journal Video about An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies at JoVE.com

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus هو طفيل البيض من يرقات ذباب الفاكهة Tephritid يستخدم بنجاح في المكافحة البيولوجية للآفات استوائية هذه المهمة. نحن هنا وصف بروتوكول الأمثل لتربية F. arisanus على نطاق صغير باستخدام مواد متوفرة بسهولة.

بروتوكول الأمثل لتربية Fopius arisanus ، وهو الطفيل من الفاكهة Tephritid الذباب

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

an-optimized-protocol-for-rearing-fopius-arisanus-parasitoid

Research

JoVE Journal

Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K Views.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus هو طفيل البيض من يرقات ذباب الفاكهة Tephritid يستخدم بنجاح في المكافحة البيولوجية للآفات استوائية هذه المهمة. نحن هنا وصف بروتوكول الأمثل لتربية F. arisanus على نطاق صغير باستخدام مواد متوفرة بسهولة.

Video: An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

دراسة العدوان في ذبابة الفاكهة (ذبابة الفاكهة)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

بروتوكول للتربية البعوض (A. الغامبية)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

العزلة ودراسة البيوفيزيائية البشرة من الفاكهة

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

تحليل الفاكهة المتطايرة باستخدام الأنف الالكتروني

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

بروتوكول الأمثل لإعداد Wholemount الشبكية للتصوير والمناعية

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

مختبر تربية الذباب مستقرة وأخرى ديبتيرا موسكويد

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&amp;#8212;&lt;em&gt;Drosophila melanogaster&lt;/em&gt;

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

أدوات بسيطة محلية الصنع للتعامل مع ذباب الفاكهة -دروسوفيلا ميلانوجاستر

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

الفحص الحيوي للتطبيق الموضعي لتحديد سمية المبيدات الحشرية للبعوض وذباب الفاكهة

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

طرق لتربية الطفيلي Ganaspis brasiliensis ، وهو عامل مكافحة بيولوجية واعد لذبابة الفاكهة الغازية suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

تربية دبابير ناسونيا الخالية من الجراثيم

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

تسليط الضوء على المؤلف: تحسين إجراء تربية الدبابير الخالية من الجراثيم  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

تحسين عملية تربية الدبابير الخالية من الجراثيم

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...